Methodenartikel

Chirurgische techniek voor het inbrengen van een lumbale spinale katheter bij varkens die continue toegang tot de thecale zak mogelijk maakt in een terminale opstelling

680 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67907

⸱

28 februari 2025

 ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Aalborg University Hospital, 2Department of Infectious Diseases, Aalborg University Hospital, 3Department of Radiology, Aalborg University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

We presenteren een techniek voor het inbrengen van een lumbale spinale katheter op L4-L5-niveau bij een 3 maanden oud Deens landrasvarken als onderdeel van een terminaal onderzoeksprotocol, waardoor continue infusie of CSF-bemonstering uit de thecale zak mogelijk is.

Samenvatting

Varkens worden steeds vaker gebruikt als een groot diermodel voor farmacologisch CZS-onderzoek vanwege de anatomische en fysiologische overeenkomsten tussen het varkensstelsel en het menselijke centrale zenuwstelsel (CZS). Toegang tot het hersenvocht (CSF) bij grotere varkensrassen met conventionele lumbaalpunctietechnieken kan echter een uitdaging zijn vanwege een schuine oriëntatie van de processus spinososus en een beperkte interlaminaire ruimte. Dienovereenkomstig wordt in dit werk een open chirurgische procedure voor het inbrengen van een lumbale spinale katheter voor continue CSF-bemonstering op L4/L5-niveau bij varkens grondig beschreven. Na het positioneren van het varken en het identificeren van de anatomische oriëntatiepunten, wordt een chirurgische incisie in de dorsale middellijn gemaakt om de doornuitsteeksels bloot te leggen. Door de inbrengnaald naar voren te brengen, wordt de spinale katheter ingebracht in de thecale zak van het wervelkanaal, terwijl de botstructuren van de wervelkolom intact blijven. Deze methode maakt continue infusie in of bemonstering uit de thecale zak van varkens mogelijk met minimale bloeding of lekkage van liver. De procedure is eenvoudig, tijdbesparend en reproduceerbaar in verschillende experimentele opstellingen en biedt een aanzienlijk potentieel voor verschillende preklinische onderzoeken, waaronder farmacokinetisch onderzoek, chirurgische training en modellen voor ruggenmergletsel.

Inleiding

Diermodellen zijn essentieel wanneer ethische of praktische beperkingen het gebruik van menselijke proefpersonen verhinderen om ziekten te onderzoeken of chirurgische methoden te testen. Hoewel knaagdieren vaak worden gebruikt vanwege hun lage kosten, wordt hun translationele relevantie beperkt door aanzienlijke verschillen met mensen1. Varkens bieden echter verschillende voordelen ten opzichte van knaagdieren, waaronder anatomische en fysiologische overeenkomsten met mensen - vooral in de context van CZS-onderzoek 1,2. Hondenmodellen hebben van oudsher gediend als experimentele modellen voor CZS-onderzoek, maar ethische overwegingen hebben het gebruik van honden de afgelopen jaren beperkt3. Bovendien verbetert de vergelijkbare grootte van varkensorganen met die van mensen het gebruik ervan in chirurgisch onderzoek en procedurele training4. Het CZS en de wervelkolom van het varken weerspiegelen nauw die van de mens, met overeenkomsten in de architectuur en functionaliteit van de hersenen en het ruggenmerg 1,5,6. Belangrijk is dat de afmetingen van de wervelkolom en het wervelkanaal bij varkens ze geschikt maken voor verschillende preklinische onderzoeken 7,8, waaronder chirurgische procedurele training 9,10, geneesmiddelpenetratie 11,12,13 en ruggenmergletsel 14.

Toegang tot het CSF in varkensmodellen is cruciaal in veel experimentele opstellingen. Hoewel lumbaalpunctie een methode biedt voor enkelvoudige CSF-bemonstering of intrathecale toediening van geneesmiddelen, zijn herhaalde lumbaalpuncties onpraktisch. Ze vormen een potentieel risico op intraspinale hematomen, zenuwbeschadiging en CSF-besmetting met bloed. Bij menselijke patiënten worden spinale microkatheters vaak gebruikt voor continue lumbale CSF-drainage bij aneurysmatische subarachnoïdale bloedingen en zouden ze, vanwege overeenkomsten in de grootte, even geschikt moeten zijn voor continue CSF-bemonstering bij varkens. Soortspecifieke anatomische verschillen bij varkens vormen echter unieke uitdagingen voor de toegang tot KVP. De aanwezigheid van overlappende laminae, verbeende ligamenten en overvloedig epiduraal vetweefsel maakt conventionele percutane lumbaalpunctietechnieken bijvoorbeeld minder betrouwbaar15. Bij minivarkens in Göttingen is een minimaal invasieve percutane methode gebruikt, die seriële CSF-bemonstering mogelijk maakt16. Deze methode is gebaseerd op handmatige identificatie van de lumbale tussenwervelruimten en de katheterisatie zelf wordt uitgevoerd zonder visualisatie van de introducer. Deze techniek is echter minder geschikt voor grotere varkens, omdat anatomische variaties in wervelgrootte, processus spinosus en de hoeveelheid epiduraal vetweefsel percutane katheterisatie bemoeilijken15. Daarom kunnen meer invasieve methoden waarbij de wervelkolom wordt blootgesteld, nodig zijn in grotere varkensmodellen om een betrouwbare plaatsing van de katheter te garanderen.

Het doel van dit manuscript is om de chirurgische ingreep te beschrijven voor het inbrengen van een spinale katheter in de varkenszak op L4/L5-niveau. De procedure omvat het positioneren van de proefpersoon, het plannen van de chirurgische incisie op basis van anatomische oriëntatiepunten en toegang tot de achterste botstructuren van de wervelkolom voorafgaand aan de katheterisatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De proefpersonen werden gehuisvest in overeenstemming met de lokale regelgeving onder goedkeuring van de Deense inspectie voor dierproeven (licentienr. 2020-15-0201-00401). Onderwerp informatie: Gedomesticeerd varken, vrouwelijk, ongeveer 40 kg, 3 maanden oud.

1. Proefpersoon huisvesting en preoperatief vasten

  1. Huisvesten proefpersonen in groepen om 12 uur licht/donkercycli in goedgekeurde huisvestingshokken gedurende ten minste 14 dagen voorafgaand aan de procedure om een goede acclimatisatie te garanderen en stress te verminderen17.
  2. Zorg ervoor dat proefpersonen 12 uur voorafgaand aan de geplande anesthesie een voedselontwenningsregime hebben gevolgd om het risico op regurgitatie te verminderen. Als het dieet van de proefpersoon alfalfa of andere soorten hooi bevat, moet dit 2-3 dagen voorafgaand aan de procedure van het dieet worden uitgesloten, omdat dit de maagledigingstijd verder kan vertragen18.

2. Anesthesie en monitoring

  1. Verdoof de proefpersoon met een intramusculaire injectie van 2 ml/10 kg lichaamsgewicht van een mengsel van ketamine 6,25 mg/ml, Zolazepam 6,25 mg/ml, tiletamine 6,25 mg/ml, butorfanol 1,25 mg/ml en xylazine 6,25 mg/ml (Zoletil).
  2. Plaats het onderwerp in rugligging op een verwarmingsdeken om de thermoregulatie te ondersteunen.
  3. Intubeer de proefpersoon met een buis maat 6.519 en ventileer deze mechanisch met niet-bevochtigde lucht, een ademvolume van 8-10 ml/kg en een ademhalingsfrequentie van 16-22 ademhalingen/min volgens de expiratoire end-tidal CO2 -concentraties < 6.0 kPa.
    OPMERKING: CO2 -metingen bevestigen de juiste intratracheale locatie van de buis.
  4. Handhaaf de anesthesie door inhalatie van 3%-4% verdampte sevofluraan18.
  5. Breng oogzalven voorzichtig bilateraal aan om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen.
  6. Zorg voor voldoende anesthesie door elke 10minuut 18 te controleren op spierontspanning en afwezigheid van ooglidbewegingen.
  7. Breng een blaaskatheter met een thermometer in de blaas van de proefpersoon via de urethra19 om de temperatuur te controleren en urine op te vangen in een geschikte katheterzak.
  8. Breng een perifere veneuze katheter in een geschikte oppervlakkige oorader in door middel van een percutane punctie en gebruik deze voor continue infusie met zoutoplossing (NaCl, 0,9%), infusie met medicijnen en euthanasie aan het einde van het onderzoek.
  9. Breng een dijbeenbeenkatheter (6 Fr-plaat) in de rechter dijbeenslagader in via een percutane punctie. Gebruik deze toegang voor continue invasieve bloeddrukmeting.
  10. Controleer de vitale functies van de proefpersoon elke 5 minuten tijdens de procedure.
    OPMERKING: Vitale functies zijn onder meer pols, continue invasieve arteriële bloeddruk, intravesicale temperatuur en end-tidal CO2 -concentratie.

3. Positionering van dieren

  1. Plaats de proefpersoon in buikligging centraal op de operatietafel. Zorg ervoor dat de ruggengraat van de proefpersoon recht is om scoliose te voorkomen.
  2. Plaats een zandzak onder het lumbale aspect van de wervelkolom om de hoeking tussen de laminae te vergroten.
  3. Scheer het haar vanaf de operatieplaats met een trimmer.
  4. Breng jodiumoplossing aan op de operatieplaats in centrifugale patronen. Herhaal dit proces totdat de hele operatieplaats is bedekt.
  5. Kantel het onderwerp iets naar een rechtopstaande positie.

4. Voorbereiding van chirurgische apparatuur

  1. Bereid de chirurgische apparatuur voor die wordt vermeld in de materiaaltabel.

5. Belangrijke anatomische oriëntatiepunten identificeren

  1. Identificeer de bekkenkam aan weerszijden van de lumbale wervelkolom van de proefpersoon en volg de contouren mediaal totdat het heiligbeen is geïdentificeerd (Figuur 1).
  2. Identificeer de tussenwervelruimte in de middellijn tussen het craniale aspect van het heiligbeen en de processus spinosus van L6.
  3. Identificeer de doornuitsteeksels van L6, L5 en L4 (Figuur 1, Figuur 2).

6. Blootleggen van de processus spinosus

  1. Maak een incisie in de middellijn langs de processus spinosus L4-L6 met behulp van scalpel nr. 24, snijd door de huid en de onderhuid.
  2. Gebruik een monopolaire om kleine bloedingen uit oppervlakkige aderen en arteriolen dicht te schroeien.
  3. Veeg het bloed weg met een chirurgisch moeras en controleer op actieve bloedingen; Gebruik de monopolaire dienovereenkomstig.
    OPMERKING: Het is belangrijk om zelfs kleine bloedingen te stoppen om hematomen te voorkomen.
  4. Plaats het chirurgische oprolmechanisme en vergroot de opening.
  5. Identificeer het supraspinale ligament dorsaal van de processus spinosus.
  6. Breid de incisie geleidelijk uit met de monopolaire langs het laterale aspect van de processus spinosus totdat ongeveer 1 cm van de processus spinosus zichtbaar is (Figuur 3).
    OPMERKING: Als de persoon die de procedure uitvoert rechtshandig is, moet men overwegen het rechter laterale aspect van de processus spinosus van de proefpersoon te volgen om het inbrengen van de inbrenger later te vergemakkelijken.
  7. Identificeer het interspinale ligament tussen L4/L5 (Figuur 3).
  8. Controleer op actieve bloedingen en breng de monopolaire aan om dienovereenkomstig dicht te schroeien.

7. Toegang tot de thecale sac

  1. Identificeer de L4/L5 tussenwervelruimte tussen de lamina van de processus spinosus door handmatige palpatie.
  2. Plaats de introducer met de afschuining en het lumen gericht in een craniale richting in de richting van de L4/L5 intralaminaire ruimte (Figuur 2, Figuur 4, Figuur 5).
  3. Zorg ervoor dat de inbrenger op een horizontale helling van 30° en een schedelhelling van 45° wordt gehouden (Figuur 5).
    NOTITIE: Richt op de intralaminaire ruimte tussen L4/L5.
  4. Beweeg de introducer geleidelijk naar voren totdat u een zachte weerstand voelt; Dit vertegenwoordigt het ligamentum flavum.
    OPMERKING: Het gevoel van stompe weerstand geeft aan dat de inbrenger wordt gestopt door de processus spinosus. Als dit gebeurt, trekt u de introducer 1 cm in en gaat u weer vooruit met een iets andere helling.
  5. Oefen een stevige maar zeer voorzichtige druk uit en beweeg de inbrenger millimeter voor milliliter door het flavum-ligament totdat een plotseling verlies van weerstand wordt gevoeld.
    OPMERKING: Als de proefpersoon motorische reflexen in de lumbale musculatuur of achterpoten vertoont, is dit te wijten aan direct contact met de zenuwwortels en niet aan onvoldoende anesthesie.
  6. Volg elke beweging van de inbrenger door de trocar te verwijderen om te controleren of er een zichtbare CSF-stroom is.
  7. Bevestig de juiste plaatsing van de inbrenger in het wervelkanaal door visuele bevestiging van de CSF-stroom van de inbrenger nadat deze het ligamentum flavum en vervolgens de dura mater is binnengedrongen.
    OPMERKING: De spontane doorstroming van CSF kan traag zijn. De bevestiging kan worden versneld door de inbrenger te vullen met steriele zoutoplossing en te controleren op pulsatie.
  8. Breng de trocar opnieuw in de inbrenger om overmatig verlies van CSF tijdens het voorbereiden van de katheter te voorkomen.

8. Inbrengen van de katheter in de thecale zak

  1. Steek de voerdraad in de katheter.
  2. Verwijder de trocar uit de inbrenger.
  3. Steek de katheter, die de voerdraad bevat, in de inbrenger totdat u lichte weerstand voelt.
  4. Meet 5 cm distaal van de inbrenger en plaats een markering met de chirurgische marker.
  5. Oefen zachte maar stevige druk uit terwijl de katheter in de thecale zak wordt geschoven totdat de eerder gemeten markering de inbrenger bereikt.
    OPMERKING: Als gevolg van medullaire reflexen kan de proefpersoon trillen/bewegen ondanks dat hij voldoende verdoofd is.
  6. Trek de inbrenger voorzichtig terug terwijl u de katheter op zijn plaats houdt.
    OPMERKING: Pak de katheter stevig vast zodra deze boven de huid zichtbaar is om misplaatsing te voorkomen wanneer de inbrenger wordt verwijderd.
  7. Verwijder de voerdraad terwijl u de katheter op huidhoogte stevig vasthoudt (Figuur 6).
  8. Bevestig een plastic spuit van 2 ml voor eenmalig gebruik aan de katheter.
  9. Bevestig de locatie in het wervelkanaal door CSF uit de katheter te zuigen.
  10. Als er geen CSF in de spuit zit, trekt u de katheter voorzichtig een paar millimeter terug om de doorgankelijkheid te herstellen.
  11. Bevestig de spinale katheter aan het chirurgische retractor en de huid met tape om verkeerde plaatsing te voorkomen.

9. Toediening van lipopolysaccharide

  1. Dien een 400 μg E. coli lipopolysaccharide (LPS) (OH:143) toe in de centrale veneuze plaat.
  2. Start een timer.

10. Bemonstering van KVP

  1. Verkrijg elk uur gedurende de volgende 24 uur CSF-monsters om het totale aantal leukocyten, CSF-albumine en CSF IgG te meten. Trek maximaal 0,5 ml liquor op in elk monster.

11. Euthanasie

  1. Dien een bolus pentobarbital (50 mg/kg) toe via de perifere veneuze katheter.
  2. Bekijk de pols-, bloeddruk- en end-tidal CO2 -concentratiecurves aan het ademhalingsapparaat voor flatline als bevestiging van de hartstilstand.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De buikligging van het varken optimaliseert de chirurgische toegang tot de lendenwervels. Het gebruik van ondersteunende zandzakken verhoogt de hoeking tussen aangrenzende lumbale processus spinosus, waardoor de toegang tot het wervelkanaal wordt verbeterd.

De huidige studie had tot doel de ontstekingsreactie in het CSF-compartiment te onderzoeken na intraventriculaire inoculatie met E. coli-lipopolysaccharide. In totaal ondergingen 10 varkens de proc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De gedemonstreerde procedure voor het inbrengen van een lumbale katheter voor continue bemonstering van CSF bij varkens omvat verschillende cruciale stappen. Ten eerste moet het juiste wervelniveau worden blootgesteld om optimale omstandigheden voor een succesvolle katheterisatie te garanderen. Het ruggenmerg van het varken strekt zich verder caudaal uit in vergelijking met mensen en bereikt het S2-S3-niveau15, in tegenstelling tot de menselijke conus medullaris, ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

De auteurs willen graag onze oprechte dankbaarheid uitspreken voor de ervaring die wordt gedeeld door het personeel van het Biomedisch Laboratorium, Aalborg University Hospital, Denemarken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Aanpasbare operatietafel N/AN/A
Bair Hugger verwarmer3M B5005241003
Bair Hugger verwarmingsdeken3MB5005241003
Endotracheale buis maat 6.5DVMedDVM-107860Beugelbuis voor endotracheale intubatie 
Euthasol Vet Dechra Veterinary Products A/S380019fenobarbital voor euthanasië, 400mg/mL 
Foley katheter 12F Becton, Dickinson and CompanyD175812EKatheter met ingebouwde thermosensor 
Intraveneuze perifere katheterAvantor BDAM381344Grootte G18
Intraveneuze schede Coris AvantiAvanti Cordis Femorale Schede 6F
Monopolaire, ForceTriad SysteemMedtronic
Kunststof spuit, 2 mL Becton, Dickinson and Company300928
Primus ademhalingstoestel Dräger Ademhalingstoestel met ingebouwde verdamper voor aanvullende Sevofluran anesthesie 
Zelfhoudende retractorWorld Precission Instruments501722Weitlander retractor, zelfhoudend, 14 cm stomp 
Siliconen Lumbale katheter incl. IntroducerIntegraNL8508330
Steriele zoutoplossing Fresnius Kabi8055411000 mL 
Steriele chirurgische watten
Chirurgische scalpel nr 24Swann Morton5.03396E+12Swann Morton steriele wegwerp scalpel nr. 24
Zoletil Vet VirbacMedische mengsel voor inductie van anesthesie

Referenties

  1. Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
  2. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  3. Yaksh, T. L., Rudy, T. A. Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space. Physiol Behav. 17 (6), 1031-1036 (1976).
  4. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), eabd5758(2021).
  5. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
  6. Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838(2019).
  7. Toossi, A., et al. Comparative neuroanatomy of the lumbosacral spinal cord of the rat, cat, pig, monkey, and human. Sci Rep. 11 (1), 1955(1955).
  8. Busscher, I., Ploegmakers, J. J. W., Verkerke, G. J., Veldhuizen, A. G. Comparative anatomical dimensions of the complete human and porcine spine. Eur Spine J. 19 (7), 1104-1114 (2010).
  9. Säteri, T., et al. Ex vivo porcine models are valid for testing and training microsurgical lumbar decompression techniques. World Neurosurg. 155, e64-e74 (2021).
  10. Yamanouchi, K., et al. Validation of a surgical drill with a haptic interface in spine surgery. Sci Rep. 13 (1), 598(2023).
  11. Hanberg, P., Bue, M., Birke Sørensen, H., Søballe, K., Tøttrup, M. Pharmacokinetics of single-dose cefuroxime in porcine intervertebral disc and vertebral cancellous bone determined by microdialysis. Spine J. 16 (3), 432-438 (2016).
  12. Hvistendahl, M. A., et al. Cefuroxime concentrations in the anterior and posterior column of the lumbar spine - an experimental porcine study. Spine J. 22 (9), 1434-1441 (2022).
  13. Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: a novel porcine model. J Antimicrob Chemother. 79 (6), 1313-1319 (2024).
  14. Thygesen, M. M., et al. A 72-h sedated porcine model of traumatic spinal cord injury. Brain Spine. 4, 102813(2024).
  15. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. J Neurosci Methods. 216 (1), 10-15 (2013).
  16. Bergadano, A., et al. A minimally-invasive serial cerebrospinal fluid sampling model in conscious Göttingen minipigs. J Biol Methods. 6 (1), e107(2019).
  17. Maxwell, A. R., Castell, N. J., Brockhurst, J. K., Hutchinson, E. K., Izzi, J. M. Determination of an acclimation period for swine in biomedical research. J Am Assoc Lab Anim Sci. 63 (6), 651-654 (2024).
  18. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig Sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13 (24), 3807(2023).
  19. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652(2011).
  20. Grogan, J. P., Daniels, D. L., Williams, A. L., Rauschning, W., Haughton, V. M. The normal conus medullaris: CT criteria for recognition. Radiology. 151 (3), 661-664 (1984).
  21. Bessen, M. A., et al. Characterising spinal cerebrospinal fluid flow in the pig with phase-contrast magnetic resonance imaging. Fluids Barriers CNS. 20 (1), 5(2023).
  22. Weber-Levine, C., et al. Porcine model of spinal cord injury: A systematic review. Neurotrauma Rep. 3 (1), 352-368 (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Toegang tot de thecaalsnoerporcijen CNS modelcontinue CSF bemonsteringopen chirurgische procedurefarmacologisch CNS onderzoekruggenmergletselpreklinisch varkensmodeldorsale middenlijnincisie
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen