Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Muismodel van chirurgisch baarmoederletsel en daaropvolgende zwangerschapsuitkomsten

1.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

27 juni 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een procedure voor het induceren van baarmoederbeschadiging in een muismodel, gevolgd door stroomafwaartse analyses tijdens een volgende zwangerschap.

Samenvatting

Baarmoederbeschadiging door keizersneden (keizersneden) en andere procedures (dilatatie en curettage, myomectomieën, enz.) kunnen leiden tot verschillende morbiditeiten bij volgende zwangerschappen, waaronder placenta previa, placenta accreta spectrum (PAS), keizersnede littekenzwangerschap en baarmoederruptuur. C-secties zijn goed voor ongeveer 30% van de bevallingen in de VS, en de percentages zullen naar verwachting stijgen. Daarom is een beter begrip van de mechanismen waardoor blessuregerelateerde zwangerschapsstoornissen ontstaan en een platform voor het testen van mogelijke interventies essentieel. Om deze doelstellingen te bereiken, is er een kritieke behoefte aan diermodellen van baarmoederletsel, met name modellen die de impact van letsel op de daaropvolgende resultaten in utero aanpakken. Dit protocol beschrijft een nieuwe chirurgische ingreep voor een model van mechanisch geïnduceerd baarmoederletsel bij de laboratoriummuis (Mus musculus). Stappen die zijn genomen ter voorbereiding op de operatie, inductie van het baarmoederletsel zelf en postoperatieve herstelprocedures worden gedemonstreerd. Er wordt aanvullende informatie verstrekt over de stroomafwaartse dissectie van zowel niet-zwangere als drachtige muizen. Over het algemeen presenteert dit protocol, door een reeks procedures voor het induceren van baarmoederletsel in een in vivo-model te beschrijven, een hanteerbare methode voor het ophelderen van de moleculaire en cellulaire gebeurtenissen van baarmoederwondgenezing en de effecten ervan op de daaropvolgende zwangerschap.

Inleiding

Hoewel 1 op de 3 bevallingen in de VS via een keizersnede (C-sectie) wordt uitgevoerd, is er weinig bekend over hoe de baarmoeder geneest en hoe een gewonde baarmoeder leidt tot complicaties bij volgende zwangerschappen 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. okt. Deze complicaties omvatten baarmoederruptuur, placenta previa, PAS en keizersnede, die samen ~2,5% van de patiënten treffen die een of meer keizersneden 1,2,6,8,12,14,15,16,17 hebben gehad. Placenta previa wordt gekenmerkt door de abnormale plaatsing van de placenta in het onderste deel van de baarmoeder 4,16. Dit veroorzaakt niet alleen fysieke obstructie van de baarmoederhals en een verhoogd risico op bloedingen tijdens de zwangerschap, maar is ook een belangrijke risicofactor voor de ernstigere, invasieve aandoening van PAS 8,12. PAS wordt gedefinieerd door overmatige invasie van de placenta te diep in de weefsels van de moeder, zelfs tot aan de blaas of het rectum, en vereist vaak een hysterectomie van de keizersnede om levensbedreigende maternale bloeding te voorkomen12,17. Zwangerschappen met een keizersnede met littekens, hoewel zeldzaam, hebben een hoog percentage gerelateerde morbiditeiten, waaronder een miskraam, foetale sterfte en vroeggeboorte18,19. Naast complicaties die verband houden met een voorgeschiedenis van eerdere keizersneden, leiden andere baarmoederprocedures zoals myomectomie of dilatatie en curettage (D & C) ook tot morbiditeiten van de patiënt. Bijvoorbeeld, ~30% van de patiënten die een D&C ondergaan na een late spontane abortus en tot 46% van de patiënten die een tweede hysteroscopische resectie voor leiomyoom ondergaan, ontwikkelen intra-uteriene verklevingen die kenmerkend zijn voor het Asherman-syndroom (AS)20,21. AS treft ~2% van de vrouwen en veroorzaakt amenorroe, dysmenorroe, mislukte embryo-implantatie, terugkerend zwangerschapsverlies, vroeggeboorte en/of PAS21,22. Daarom, gezien de aanzienlijke ernstige morbiditeiten en mortaliteiten die gepaard gaan met eerder baarmoedertrauma, is een experimenteel diermodel niet alleen van cruciaal belang voor het ophelderen van de mechanismen waarmee baarmoederwonden genezen en hoe baarmoederletsel de latere zwangerschapsuitkomsten beïnvloedt, maar ook als een platform voor de ontwikkeling van nieuwe diagnostiek en therapieën23,24.

Verschillende studies hebben daarom muismodellen van baarmoederbeschadiging ontwikkeld. Vroege studies onderzochten echter niet de gevolgen van baarmoederbeschadiging bij volgende zwangerschappen25 of beperkten de schade aan het luminale oppervlak van de baarmoeder om embryo-implantatie buiten het venster van endometriumontvankelijkheid bij muizen met ovariëctomie te onderzoeken26. Om deze kennislacunes aan te pakken, presenteert het model dat in dit protocol wordt beschreven, samen met andere recente studies, een nieuwe chirurgische methodologie voor het introduceren van baarmoederletsel bij muizen27,28. Dit protocol gebruikt de gewone laboratoriummuis als modelorganisme vanwege zijn brede toegankelijkheid, genetische traceerbaarheid, korte dracht, snelle tijd van geboorte tot puberteit, grote nestgroottes en kosteneffectiviteit. Bovendien maakt het anatomische kenmerk van twee baarmoederhoorns bij muizen een interne controle mogelijk met een niet-gewonde hoorn in elk proefdier, evenals de mogelijkheid om lokale defecten direct bij het litteken te scheiden vs. globale defecten in de gehele baarmoederomgeving. De aanpak die in dit protocol wordt beschreven, omvat een eenvoudige dorsale laparotomie, gevolgd door het gebruik van een bramennaald om een incisie te maken door zowel de endometrium- als de myometriumlaag van een enkele baarmoederhoorn. Deze methodologie bootst het meest de verwondingen na die worden gezien tijdens keizersneden en myomectomieën, hoewel deze gemakkelijk kan worden aangepast om niet-incisieletsels zoals D&C's te onderzoeken, die voorafgaan aan AS29,30. Na verwonding mogen dieren herstellen en vervolgens gepaard worden met dekmannetjes voor getimede zwangerschappen om de gevolgen van verwonding op de daaropvolgende uitkomsten in de baarmoeder te onderzoeken27,28.

Hoewel de algemene strategie vergelijkbaar is met andere recente studies, zijn er aspecten van dit protocol die duidelijke voordelen bieden. Zowel Li et al. als Burke et al. hadden bijvoorbeeld toegang tot de baarmoeder via de buik in tegenstelling tot dorsaal zoals hier beschreven31,32. Een dorsale benadering is zowel eenvoudiger uit te voeren als bevorderlijker voor een snel postoperatief herstel van het dier. Voor de niet-zwangere muizen in de studie van Burke et al. werden gebogen naalden of curettes gebruikt om het endometrium te schrapen, waardoor D&C's beter werden nagebootst, in tegenstelling tot de incisieletsels over de volledige dikte in dit protocol die C-secties en myomectomieën nauwkeuriger modelleren32. Bij peripartummuizen introduceerden Burke et al. incisies op het mesometrium in tegenstelling tot het anti-mesomale oppervlak waar embryo's implanteren, zoals hier beschreven. Door een braamnaald te gebruiken in tegenstelling tot de schaar die wordt gebruikt door Li et al.31, kan deze benadering gemakkelijker worden aangepast van verwondingen over de volledige dikte naar endometriumbeperkte verwondingen om zowel D&C's als C-secties en myomectomieën te modelleren. Zowel Li et al. als Burke et al. sloten baarmoederwonden met hechtingen, die, hoewel meer trouw aan de gebeurtenissen tijdens een keizersnede, extra variabiliteit in het genezingsproces introduceren, evenals het potentieel voor effecten op vreemde lichamen 31,32,33,34,35,36. Soortgelijke studies bij ratten hebben buikroutes gebruikt om incisie37,38 of excisie39 baarmoederwonden over de volledige dikte te genereren die worden gesloten met hechtingen 37,38,39 bij zowel niet-zwangere38,39 als drachtige37 dieren. Daarom is het hier gepresenteerde protocol bijzonder geschikt voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in een gemakkelijke en reproduceerbare aanpak die minimale chirurgische ervaring vereist, betrekking heeft op embryo-implantatie- en placentatiegerelateerde gebeurtenissen na een baarmoederletsel over de volledige dikte, en gemakkelijk kan worden aangepast aan een breed scala aan vragen, waaronder D&C-achtige verwondingen aan het baarmoederslijmvlies27,28.

Stap 1 van dit protocol schetst de preoperatieve stappen. Stap 2 beschrijft de chirurgische ingreep voor het veroorzaken van letsel aan een baarmoederhoorn. Ten slotte beschrijft stap 3 de dissectie van een zwangere moeder om de effecten van baarmoederchirurgie op een volgende zwangerschap te onderzoeken. Al met al presenteert deze studie een uniek chirurgisch model voor baarmoederwondgenezing bij knaagdieren en de bijbehorende zwangerschapsuitkomsten dat snel kan worden uitgevoerd en gemakkelijk kan worden aangenomen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures die in dit protocol worden aangetoond, zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de University of California, Davis (IACUC-protocol #23985). De procedures die in dit protocol worden beschreven, worden meestal uitgevoerd bij C3H-vrouwtjes tussen de leeftijd van 7-10 weken en een gewicht van 19-25 g, hoewel dit protocol geschikt is voor vrouwelijke muizen van alle stammen, leeftijden en gewichten, afhankelijk van de vraag van de onderzoeker. Controleer dieren voorafgaand aan de operatie om ervoor te zorgen dat alleen gezonde dieren zonder tekenen van verwonding of angst worden gebruikt voor onderzoeken. De details van de gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van het operatiegebied

  1. Plaats voorafgaand aan de dag van de operatie alle chirurgische instrumenten (fijne pincet (#5 of #55), naaldhouder, gebogen irisschaar en huidclipapplicator (geladen met clips)) in sterilisatiezakjes en autoclaaf.
  2. Als u een injecteerbaar anestheticum gebruikt, bereid dan een werkende verdunning van 10 mg/ml ketamine en 1 mg/ml xylazine in 0,9% natriumchloride zoutoplossing.
    OPMERKING: Als alternatief is isofluraan toegediend via neuskegel een acceptabele vorm van anesthesie40.
  3. Draag vlak voor de operatie persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM's): laboratoriumjas, chirurgisch haarkapje, chirurgisch gezichtsmasker en handschoenen.
  4. Bereid het preoperatieve gebied voor.
    OPMERKING: Dit kan bestaan uit een absorberende banklegger bekleed met keukenpapier en een kooi waarin het dier kan rusten na verdoving voorafgaand aan de operatie. Bekleed de dierenkooi met keukenpapier en plaats deze naast de preoperatieve bank.
  5. Weeg het voor een operatie aangewezen dier af in een getarreerde plastic beker of iets dergelijks op een weegschaal (figuur 1A). Noteer het gewicht om de juiste hoeveelheden verdovend middel, pijnstiller en zoutoplossing te berekenen.
  6. Dien injecteerbare anesthesie toe aan het dier via de volgende stappen:
    1. Vul een insulinespuit met het juiste volume van de werkverdunning van ketamine/xylazine (zie stap 1.1) om een dosis van 100 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine te bereiken (figuur 1B).
      OPMERKING: Een dier dat bijvoorbeeld 22 g weegt, heeft 0.22 ml van de 10 mg/ml ketamine en 1 mg/ml xylazine-anesthesieoplossing nodig.
    2. Injecteer de juiste dosis ketamine/xylazine intraperitoneaal (I.P.) nadat het dier stevig is geschaafd en omgekeerd in rugligging41 (Figuur 1C).
      OPMERKING: Indien nodig kan een overneus worden gebruikt.
  7. Houd het dier ongeveer 3 minuten in de gaten. Injecteer nog eens 0,02 ml ketamine/xylazine-oplossing I.P.41 als er gedurende dit tijdsbestek beweging wordt waargenomen.
  8. Controleer of er voldoende sedatie is door ~10 minuten na toediening van de anesthesie40,42 aan de voorste teen te knijpen.
    OPMERKING: Dieren bereiken doorgaans binnen 10-15 minuten een chirurgisch vlak van anesthesie. C3H-muizen hebben doorgaans ~20% meer verdoving nodig dan C57BL/6- of BALB/c-dieren (bijv. 0,24 ml ketamine/xylazine-oplossing voor een dier van 20 g). De dosering moet mogelijk empirisch worden bepaald op basis van elke individuele stam.
  9. Na het stoppenvan de beweging wordt het dier subcutaan (S.C.) geïnjecteerd met 0,5 mg/kg buprenorfine met verlengde afgifte (figuur 1D).
    OPMERKING: Gezien het kleine volume en de stroperige aard van Buprenorfine met verlengde afgifte, wordt aanbevolen om het in de buurt van het schouderblad te injecteren terwijl de huid met de andere hand wordt vastgehouden.
  10. Om de ogen van het dier te beschermen, brengt u oogheelkundige zalf aan met een steriel wattenstaafje (Figuur 2A).
  11. Plaats het verdoofde dier op het preoperatieve absorberende kussen bekleed met keukenpapier.
  12. Scheer de incisieplaats aan de onder- tot middenrug voorzichtig met een bonttrimmer (Figuur 2B). Verwijder overtollige vacht met behulp van keukenpapier, gevolgd door een pluizenroller (Figuur 2C).1.12
    OPMERKING: Ontharingscrème kan worden aangebracht met een steriel wattenstaafje voor volledige verwijdering van de vacht.
  13. Desinfecteer de incisieplaats met behulp van alcoholpreppads en povidon-jodiumstaafjes op de volgende manier:
    1. Begin in het midden van de beoogde incisieplaats en veeg naar buiten toe met het alcoholpreppad in een cirkelvormige beweging (Figuur 2D).
    2. Veeg vervolgens de incisieplaats op dezelfde manier af met een povidon-jodiumstaafje (Figuur 2E).
    3. Wissel af tussen verse alcoholprep pads en povidon-jodium wattenstaafjes voor een totaal van 3 ronden.
  14. Bereid het operatiegebied als volgt voor (zie figuur 3A):
    1. Plaats een tweede absorberend verband onder een illuminator, gevolgd door een steriel chirurgisch laken over het absorberende kussen.
    2. Steriliseer handschoenen en illuminator met 70% ethanol.
    3. Plaats steriel chirurgisch gereedschap aan de randen van het chirurgisch laken en plaats het dier in het midden van het operatiegebied.
  15. Creëer een steriel veld door een steriel laken (bijv. Glad Press 'n Seal) over het dier te leggen, zodat alleen de snuit zichtbaar blijft (Figuur 3B).
    NOTITIE: Tijdens gebruik kunnen schone chirurgische instrumenten op steriele oppervlakken worden geplaatst, zoals het steriele laken in het operatiegebied.
  16. Knip een klein vierkant over het geschoren gebied ter voorbereiding op het maken van een incisie op die plaats (Figuur 3C,D). Zie OPMERKING voor stap 2.1 (hieronder) voor de specifieke locatie van de incisieplaats.

2. Chirurgische inductie van baarmoederletsel

OPMERKING: In dit gedeelte worden de operatie en procedure beschreven voor het inbrengen van letsel in een enkele baarmoederhoorn van een niet-zwangere vrouwelijke muis. Eerst wordt een dorsale laparotomie uitgevoerd om de bovenkant van de baarmoederhoorn bloot te leggen. Vervolgens wordt een gebraakte naald van 25 G in het baarmoederlumen ingebracht om het baarmoederslijmvlies te beschadigen en, indien gewenst, het myometrium door te snijden. Dit creëert een longitudinale wond in de gewonde baarmoederhoorn, waardoor verder kan worden geëxperimenteerd om vragen te beantwoorden zoals hoe de baarmoeder geneest en hoe letsel een volgende zwangerschap beïnvloedt. Het is belangrijk dat het dier goed verdoofd is voordat de operatie wordt uitgevoerd. Zoals beschreven in stap 1, geven verschillende parameters aan dat een dier voldoende verdoofd is. Deze omvatten het stoppen van beweging, een vermindering van de ademhalingsfrequentie en de afwezigheid van een reflex van de voorpoot. Bovendien moet de achterpootreflex bij een lichte aanraking afwezig zijn, hoewel deze reflex soms aanwezig blijft ondanks voldoende anesthesie als er voldoende druk wordt uitgeoefend40,42.

  1. Knip een incisie van 2-3 mm in de dorsale huid van de muis af met een schaar (rechte of gebogen irisschaar) terwijl u de huid vasthoudt met een fijne tang (#5 of #55).
    OPMERKING: Snijd ~1/3 afstand tussen de basis van de staart en de nek en ~0,5 cm vanaf de middellijn. Zie figuur 4A.
  2. Snijd een incisie van 2-3 mm in de fascia die onmiddellijk over het ovariële vetkussen ligt (Figuur 4B).
  3. Pak het vetkussentje van de eierstokken voorzichtig vast met een tang en haal deze uit de incisies in de fascia en de huid (Figuur 4C).
    OPMERKING: Delen van het vetkussen moeten mogelijk worden doorgesneden zodat de eierstok en baarmoeder uit de lichaamsholte kunnen worden verwijderd. Vermijd verwonding van een deel van het vrouwelijke voortplantingsstelsel zelf, evenals de milt en eventuele grote bloedvaten in de buurt van het vetkussen.
  4. Nadat het bovenste derde deel van de baarmoeder is blootgelegd, voert u het volgende uit (Figuur 4D):
    1. Zet de uterotubale ligatie voorzichtig vast met een tang (Figuur 5A,B).
    2. Gebruik het scherpe uiteinde van een gebraakte naald om een klein gaatje in de bovenkant van de baarmoeder te maken (Figuur 5A,B).
    3. Breng de naald voorzichtig in en begin met het schrapen van het anti-mesoomale oppervlak van de baarmoederhoorn (Figuur 5C).
    4. Ga door met schrapen totdat volledige perforatie van zowel de endometrium- als de myometriale laag is bereikt (Figuur 5D).
      OPMERKING: Overmatige druk met een tang en/of het inbrengen van een naald kan de baarmoeder scheuren bij de afbinden van de baarmoeder, wat resulteert in de scheiding van de baarmoederhoorn van de eileider en de eierstok. Als het moeilijk is om met de gefreesde naald een inboorgat in de baarmoeder te maken zonder de afbinden van de baarmoeder te beschadigen, kan een niet-gespraamde naald van 25 G of 27 G als alternatief worden gebruikt. De gebraakte naald kan vervolgens in dit gat worden ingebracht om de incisie te genereren zoals hierboven beschreven. In de hier beschreven benadering worden incisies over de volledige dikte in de baarmoederhoorn ingebracht. Als echter minder uitgebreide baarmoederbeschadiging gewenst is, kan de gebraakte naald van 25 G worden gebruikt om alleen de binnenste lagen van de baarmoeder te schrapen, zoals het baarmoederslijmvlies. Bovendien worden bij deze procedure geen hechtingen gebruikt om de baarmoeder te sluiten om te voorkomen dat reacties van vreemde lichamen als een extra variabele worden geïntroduceerd; Het hechten van de baarmoeder is echter een acceptabel alternatief voor deze procedure.
  5. Breng de beschadigde baarmoederhoorn voorzichtig terug naar de lichaamsholte met behulp van een tang (Figuur 6A,B).
  6. Hecht43 de fascia af met maat 4-0 hechtdraad en verwijder eventueel overtollig garen (Figuur 6C-E).
    OPMERKING: Een enkele hechting is meestal voldoende om de incisie in de fascia te sluiten.
  7. Sluit de huidincisie met clips met behulp van de huidclip-applicator (Figuur 6F).
    OPMERKING: Er zijn één tot twee clips nodig om de incisie te sluiten.
  8. Injecteer subcutaan41 10 mg/kg Carprofen als analgesie en 0,5 ml zoutoplossing (0,9% NaCl) voor postoperatieve ondersteunende zorg. Zie figuur 7A.
  9. Gebruik een oorpons of genummerde metalen oormerken om het dier te identificeren44.
  10. Plaats het dier in een verwarmde kooi voor postoperatief herstel (Figuur 7B).
    OPMERKING: Zodra het dier in staat is om haar hoofd op te tillen, brengt u haar terug naar een gewone huisvestingskooi met beddengoed. Zie stap 2.12 hieronder.
  11. Als u aanvullende operaties uitvoert met dezelfde chirurgische instrumenten, voert u de volgende stappen uit:
    1. Reinig eerst met 70% ethanol en papieren handdoeken.
    2. Steriliseer vervolgens de gereedschappen opnieuw door ze gedurende 30 s in een droge sterilisator met glasparels te plaatsen.
    3. Laat het gereedschap afkoelen tot kamertemperatuur voordat u het verder gebruikt.
  12. Breng dier(en) terug om te worden gehuisvest in de dierenfaciliteit na hervatting van de verplaatsing, ~1-2 uur na herstel van de operatie als ketamine/xylazine werd gebruikt of ~5 minuten na anesthesie met isofluraan.
  13. Controleer dier(en) dagelijks op tekenen van pijn en angst en geef indien nodig dagelijkse injecties van 10 mg/kg carprofen tot 3 dagen na de operatie.
    OPMERKING: De grimassenschaal45 en de lichaamsconditiescore46 zijn standaard veterinaire beoordelingen van dierenwelzijn.

3. Paring en dissectie van drachtige muizen om de gevolgen van baarmoederbeschadiging te beoordelen

OPMERKING: Afhankelijk van de specifieke onderzoeksvraag kunnen verschillende eindpuntanalyses worden uitgevoerd na baarmoederbeschadiging. Niet-drachtige dieren kunnen bijvoorbeeld op verschillende tijdstippen na het letsel worden ontleed om de kinetiek van wondgenezing te onderzoeken27. Bovendien kunnen gewonde dieren worden geïmpregneerd via natuurlijke paring of embryotransfer om de impact van letsel op volgende zwangerschappen te onderzoeken27. Deze stap beschrijft de beoordeling van de embryonale en placenta-ontwikkeling in een beschadigde baarmoederomgeving. In het bijzonder geeft deze stap details over het opzetten van getimede paringen en dissectie van dieren op embryonale dag 12.5 van de dracht (E12.5, met de ochtend van de vaginale plug gedefinieerd als E0.5; meer informatie over het identificeren van vaginale pluggen in stap 3.2 hieronder). Al met al biedt stap 3 een voorbeeld van stroomafwaartse analyses die na een verwonding kunnen worden uitgevoerd om een specifieke reeks experimentele vragen te onderzoeken.

  1. Voer na postoperatief herstel getimede paringen47 uit door het gewonde vrouwtje samen te huisvesten met een dekreu van 11 weken of ouder.
    LET OP: De duur van het herstel na een blessure wordt bepaald door de specifieke onderzoeksvraag. Studies die dit protocol gebruiken, zorgen doorgaans voor 30 dagen herstel (met een bereik van 5-105 geteste dagen) voorafgaand aan het starten van getimede paringen. Trio- of haremparingen verlagen de kosten van huisvesting en verhogen de efficiëntie van deze experimentele aanpak. Houd er echter rekening mee dat dergelijke paringsconfiguraties institutionele goedkeuring vereisen en uitsluitend bedoeld zijn voor dissecties tijdens de zwangerschap; Levendgeborenen uit trio- of haremparingen veroorzaken stress bij de dieren en worden over het algemeen niet geadviseerd of toegestaan.
  2. Voer elke ochtend vaginale plugcontroles uit totdat een plug is geïdentificeerd (zie figuur 8), waarna het vrouwtje apart van het mannetje van de dekhengst kan worden gehuisvest.
    OPMERKING: Pluggen verschijnen als een witte massa in het vaginale kanaal (Figuur 8A) of als een uitstulping van het hele vaginale gebied. Als er geen teken van een prop uitwendig zichtbaar is, kan een sondezoeker langzaam in het vaginale kanaal worden ingebracht (Figuur 8C,D). Elke weerstand vóór het volledig inbrengen van de punt tot aan de bocht in de sondezoeker is een indicatie van een stekker. Stekkercontroles moeten worden uitgevoerd om ~7 uur 's ochtends of zo vroeg mogelijk in de ochtend, aangezien stekkers in de loop van de dag uitvallen. Voor meer informatie over het controleren van vaginale pluggen, zie Behringer et al.48. Voor aanvullende en betrouwbaardere bevestiging van de zwangerschap kan hoogfrequente echografie worden gebruikt49,50. Als echografie niet beschikbaar of ongewenst is, is aangetoond dat gewichtstoename zwangerschap met redelijke nauwkeurigheid kan voorspellen door E7.7551.
  3. Offer het dier (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen) op de gewenste draagtijd. Zie de opmerking hieronder voor details over het uitvoeren van euthanasie bij dieren en het selecteren van een zwangerschapsduur voor dissectie.
    OPMERKING: De datum van de stekker wordt aangeduid als E0.5. Kies een zwangerschapsduur op het moment van offeren op basis van de experimentele vraag die wordt behandeld. E4.5-E5.5 is bijvoorbeeld geschikt voor het onderzoeken van peri-implantatiebiologie. E11.5-E14.5 is raadzaam voor het onderzoeken van placentadefecten halverwege de zwangerschap, waaronder de aanwezigheid van gefuseerde placenta's. Volg de institutionele richtlijnen voor euthanasie bij dieren. Een aanvaardbare procedure is een CO2 -incubatietijd van 8 minuten, gevolgd door een wacht- en observatieperiode van 2 minuten en ten slotte secundaire bevestiging van euthanasie via cervicale dislocatie.
  4. Bereid u na euthanasie als volgt voor op dissectie (zie figuur 9A):
    1. Plaats het dier in rugligging op een dissectieoppervlak.
    2. Verkrijg de nodige ontleedgereedschappen (tang, schaar), samen met petrischaaltjes gevuld met 1× PBS.
    3. Om te voorkomen dat losse vachtlokken zich aan de dissectieplaats hechten, maakt u de buikvacht eerst nat met 70% ethanol, water of 1× PBS voorafgaand aan de dissectie.
  5. Maak een incisie in de onderbuik door de huid van de buik met een tang vast te houden en met een schaar een V-vorm over de lengte van de buik af te knippen tot aan de onderkant van de ribbenkast (~2 cm incisie voor elke streek van de letter "V"). Zie figuur 9B-D.
  6. Maak een V-vormige incisie in de onderliggende buikspierwand (~2 cm incisie voor elke slag van de letter "V") terwijl u deze met een tang vasthoudt en in een V-vorm snijdt totdat de buikholte zichtbaar is. Zie figuur 9E,F.
  7. Leg de baarmoeder bloot door de darmen en andere buikinhoud voorzichtig opzij te bewegen. Trek de baarmoeder met embryo's uit de buikholte en in beeld. Zie figuur 9G.
  8. Verwijder de baarmoeder samen met de ingesloten embryo's uit de buikholte. Plaats de baarmoeder in een petrischaaltje dat is voorgevuld met 1× PBS. Zie figuur 9H.
    OPMERKING: Gebruik een tang om eerst het vetkussentje van de eierstokken vast te pakken. Gebruik vervolgens een schaar om de baarmoeder te scheiden van de rest van de lichaamsholte door eerst het eierstokvet door te snijden, gevolgd door de mesometrische slagaders, de vagina, de mesomerende slagaders langs de andere baarmoederhoorn en ten slotte het tweede eierstokvetkussentje. Verdere dissectie kan worden uitgevoerd als dat nodig is voor de gewenste stroomafwaartse analyse, zoals microscopie of histologie. Zie Figuur 10 voor bijvoorbeeld data.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na een operatie met het gebruik van ketamine/xylazine als verdovingsmiddel, zijn dieren doorgaans gedeeltelijk mobiel binnen ~1 uur. en volledig mobiel binnen ~4-6 uur. Herstel van isofluraan-anesthesie vindt meestal binnen enkele minuten plaats. Eventuele complicaties die kunnen optreden, zoals wonddehiscentie of pijn, zijn meestal binnen 1-3 dagen na de operatie zichtbaar. Voer dagelijkse welzijnscontroles uit om te controleren op pijn of complicaties totdat de huidincisie is genezen e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

C-secties zijn goed voor ~33% van de bevallingen in de VS, en tot 55%-65% van de bevallingen in landen als Brazilië en Egypte12,52, en toch is er weinig bekend over hoe de baarmoeder geneest na een verwonding of hoe deze verwondingen van invloed zijn op volgende zwangerschappen. Hoewel eerdere keizersnede een belangrijke risicofactor is voor zwangerschapsstoornissen zoals placenta accreta spectrum (PAS) en placenta previa, zijn d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

We danken de UC Davis Teaching and Research Animal Care Services (TRACS) voor hun voortdurende houderij, procedurele en logistieke ondersteuning. We danken het UC Davis Cardiovascular Research Institute (CVRI) Animal Model Core en kerndirecteur Dr. Yi-Je (Jay) Chen, DVM, Ph.D. voor technische begeleiding en ondersteuning, evenals het gebruik van de operatiekamer voor het filmen. We danken alle leden van het Zhang-lab voor hun steun aan dit werk. Figuur 5A is gemaakt met BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% NaCl voor injectie, sterieleFresenius Kabi63323-186-10
25 G x 5/8 inch BD PrecisionGlide™ NaaldBD305122
70% ethanolFisher ScientificBP82031GAL
Absorbeerbare 4-0 vicryl naadEthiconJ214
DierkooienVWR10712-110 en 10715-323Kooien die door de dierfaciliteit van de onderzoeker worden verstrekt, zijn acceptabel
DierenordpierserFisher Scientific13-812-201
AutoClip wondsluitsysteemFine Science Tools12020-00
U-100 insulinespuitFisher Scientific14-826-79BD merk
Betadine wattenstaafjesMedlineMDS093901
Buprenorfine Extended Release, 1,3 mg/ml (Ethiqa XR)Fidelis Pharmaceuticals099114Alternatieve extended release Buprenorfine of Buprenorfine HCl is acceptabel
Carprofen (RIMADYL) 50 mg/ml ZoetisRIM-00284R1
Gebogen iris schaarWorld Precision Instruments501759G
Sterilisator voor chirurgisch gereedschap met droge glazen bolletjesVWR INTERNATIONAL75999-324
Droog glazen bolletjes navullingVWR INTERNATIONAL75999-332
Vrouwelijke muizen, typisch 8 tot 12 weken oud, bijv. stam C3HCharles River025
Fijne schaar - gebogen 10,5 cmFine Science Tools14370-23
BonttrimmerFisher Scientific50-195-4544
Glad Press ‘n SealFisher ScientificNC1089054
Handschoenen, nitrilFisher Scientific19-130-1597C
H2O, steriele gedistilleerdFine Science Tools15230170
Verlichting voor operatiesAmScopeHL150-AY
Ketamine, 100 mg/mL (Zetamine)Dechra501072
LabjasUlineS-15376W-50
LichtmicroscoopFisher ScientificS13039
LintrekkerFisher Scientific17-018-329
Nair HaarverwijderingscrèmeTarget049-06-3304
NaaldhouderFine Science Tools12500-12
PapierhanddoekenScott1804
PetrischaalFisher Scientific08-757-100
Fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023
Kunststof bekerThermo Fisher Scientific12010250
Sondezoeker met gebogen uiteindeFisher Scientific08-995
Fisherbrand™ Direct Afdichtende Sterilisatie Zakken 9 cm (B) x 13,3 cm (H)Fisher Scientific181250
Fisherbrand™ Direct Afdichtende Sterilisatie Zakken 9 cm (B) x 23 cm (H)Fisher Scientific181251
Pincet, Fijn, #5Fine Science Tools11254-20
Pincet, Fijn, #55 Fine Science Tools11295-51
WeegschaalFisher ScientificS93805
Chirurgische schaarFine Science Tools14060-09
SpuitflesFisher ScientificS413505P
Steriele alcohol prep padsFisher Scientific22-363-750
Steriele oftalmische diergeneeskundige zalfPuralubePH-PURALUBE-VET
Steriele wattenstokken voor het aanbrengen van oogzalfFisher Scientific18-366-472
Sterisatie zakkenFisher Scientific19-910-673
Chirurgisch kleedFisher Scientific50-209-1792
Chirurgisch haarnetUlineS-10480BLU
Chirurgische maskersFisher Scientific18-048-010
Thomas Scientific Absorbent Bench Onderpad, Bench pads, 16,5 x 23 inch/42 x 58cmFisher ScientificNC1588452
Verwarming/inductiekamer met volledige vloerverwarmingFisher Scientific14-370-302
Wijndclip navullingenFine Science Tools12022-09
100mg/ml xylazineDechraRompun 100 mg/mL Xylazine
```

Referenties

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Keizersnedeplacenta accretaplacenta previabaarmoederwondgenezingembryo-implantatiechirurgische procedurebaarmoedervorming van littekens
Muismodel van chirurgisch baarmoederletsel en daaropvolgende zwangerschapsuitkomsten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.