Hier wordt een protocol gepresenteerd voor de implantatie van een weefselgemanipuleerd vasculair transplantaat in de halsslagader van de muis met behulp van de manchettechniek, waardoor een geschikt diermodel wordt geboden voor het onderzoeken van mechanismen voor de regeneratie van vasculair weefsel.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Implantatie van weefselgemanipuleerd vasculair transplantaat in de halsslagader van muizen via manchettechniek
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De ontwikkeling van vasculaire transplantaten met een kleine diameter is een wereldwijde onderneming geweest, met tal van onderzoeksgroepen die aan dit veld hebben bijgedragen. Dierproeven spelen een cruciale rol bij het beoordelen van de werkzaamheid en veiligheid van vasculaire transplantaten, vooral bij gebrek aan klinische toepassingen. In vergelijking met alternatieve diermodellen biedt het muisimplantatiemodel verschillende voordelen, waaronder een goed gedefinieerde genetische achtergrond, een volwassen methode voor het construeren van ziektemodellen en een eenvoudige chirurgische ingreep. Op basis van deze voordelen bedacht de huidige studie een eenvoudige manchettechniek voor de implantatie van weefselgemanipuleerde vasculaire transplantaten in de halsslagader van de muis. Deze techniek begon met de fabricage van polycaprolacton (PCL) vasculaire transplantaten met een kleine diameter via elektrostatisch spinnen, gevolgd door het zaaien van macrofagen op de transplantaten door middel van perfusieadsorptie. Vervolgens werden de gecellulariseerde, weefselgemanipuleerde vasculaire transplantaten getransplanteerd in de halsslagader van de muis met behulp van de manchettechniek om de doorgankelijkheid en het regeneratieve vermogen te evalueren. Na 30 dagen in vivo implantatie bleek de vasculaire doorgankelijkheid bevredigend te zijn, met bewijs van neo-weefselregeneratie en de vorming van een endotheellaag in het lumen van de transplantaten. Alle gegevens werden geanalyseerd met behulp van statistische en grafische software. Deze studie heeft met succes een implantatiemodel voor de halsslagader van de muis opgesteld dat kan worden gebruikt om de cellulaire bronnen van vasculaire regeneratie en de werkingsmechanismen van actieve stoffen te onderzoeken. Bovendien biedt het theoretische ondersteuning voor de ontwikkeling van nieuwe vasculaire transplantaten met een kleine diameter.
Inleiding
De prevalentie en mortaliteit van hart- en vaatziekten nemen wereldwijd toe en vormen een belangrijk probleem voor de volksgezondheid1. Vasculaire bypasstransplantatie is een effectieve interventie voor ernstige coronaire hartziekten en perifere vasculaire aandoeningen2. Het gebruik van kunstmatige vasculaire transplantaten met een diameter van meer dan 6 mm is goed gedocumenteerd in klinische omgevingen. Omgekeerd zijn mensen met een diameter van minder dan 6 mm vatbaar voor trombose en intimale hyperplasie, wat kan leiden tot een aanzienlijk risico op restenose3. Ondanks aanzienlijke vooruitgang in het onderzoek naar en de ontwikkeling van vasculaire transplantaten met een kleine diameter in de afgelopen jaren, met verschillende producten die klinische toepassing benaderen, blijven er meerdere uitdagingen 4,5. Deze omvatten een relatief lage doorgankelijkheid op lange termijn, beperkte vasculaire regeneratie en een onvoldoende begrip van het regeneratiemechanisme.
Preklinische evaluatie van nieuwe vasculaire transplantaten met een kleine diameter is gebaseerd op in vivo implantatie in verschillende diermodellen. De meest gebruikte modellen zijn de halsslagader van schapen, de dijbeenslagader van de hond, de halsslagader van het konijn en de implantatiemodellen van de buikslagadervan de rat 6,7,8,9. De doorgankelijkheid van vasculaire transplantaten kan worden beoordeeld bij middelgrote tot grote dieren, zoals schapen, varkens en honden. Deze studies brengen echter aanzienlijke kosten met zich mee vanwege de vereiste expertise en apparatuur. Bovendien vormt hun technische complexiteit een uitdaging voor de implementatie. Daarentegen missen kleine diermodellen zoals konijnen en ratten gevestigde transgene soorten met duidelijk gedefinieerde genetische achtergronden, wat een aanzienlijk obstakel vormt bij het bestuderen van vasculaire regeneratiemechanismen.
Vergeleken met de bovengenoemde diermodellen biedt het muismodel een relatief eenvoudige chirurgische ingreep, een gevestigde methodologie voor het genereren van genetisch gemanipuleerde muizen en een duidelijk gedefinieerde genetische achtergrond. De kleine diameter van de bloedvaten van muizen maakt end-to-end anastomose bij vasculaire transplantatie echter technisch complex, vereist aanzienlijke expertise en levert een relatief laag slagingspercentage op. Om de complexiteit van de procedure te verminderen en het slagingspercentage van de implantatie van vasculaire transplantaten te verbeteren, gebruikte de huidige studie de manchettechniek in een implantatiemodel van de halsslagader van de muis.
Na in vivo implantatie kunnen vasculaire transplantaten endogene cellen rekruteren die bijdragen aan de regeneratie van vasculair weefsel. De aanwezigheid van deze cellen vergemakkelijkt de endothelialisatie en regeneratie van de gladde spierlaag van transplantaten. 10. De bron en het type cellen die betrokken zijn bij de regeneratie van vasculair weefsel blijven echter onduidelijk en er worden meerdere concurrerende theorieën onderzocht11. Onder deze heeft onderzoek zich gericht op de rol van ontstekings- en stamcellen. Breuer et al. zaaiden menselijke beenmerg-afgeleide monocyten (hBMC's) op vasculaire transplantaten en ontdekten dat de gezaaide cellen gastheercellen in de transplantaatwand rekruteerden door de afgifte van monocyt chemoattractant eiwit-1 (MCP-1), waardoor de regeneratie van vasculair weefsel werd bevorderd12. In deze studie werd een efficiënte methode voor het zaaien van perfusieadsorptiecellen voorgesteld en met succes gebruikt om macrofagen te zaaien op polycaprolacton (PCL) vasculaire transplantaten met een kleine diameter. Na implantatie vertoonden deze cellen een aanhoudende levensvatbaarheid.
Dit artikel beschrijft de methodologie voor het voorbereiden van weefselgemanipuleerde vasculaire transplantaten en de implantatieprocedure van de halsslagader bij muizen met behulp van de manchettechniek. Het proces begint met de fabricage van PCL-vasculaire transplantaten met een kleine diameter en gedefinieerde parameters via elektrostatisch spinnen. Vervolgens ondergaan transplantaten die geschikt worden geacht voor implantatie mechanische tests. Macrofagen worden vervolgens op de vasculaire transplantaten gezaaid met behulp van de perfusieadsorptiemethode. Ten slotte worden met macrofagen gezaaide vasculaire transplantaten geïmplanteerd in de halsslagader van de muis met behulp van de manchettechniek en worden de doorgankelijkheid en regeneratieve eigenschappen geanalyseerd na een maand in vivo implantatie.
Deze techniek heeft het potentieel om de werkzaamheid en slagingspercentages van vasculaire transplantatie in muismodellen te verbeteren. Bovendien kan het model worden gebruikt om de mechanismen te onderzoeken die ten grondslag liggen aan celbronnen, cruciale genen en actieve factoren in vasculaire regeneratie, en biedt het theoretische en methodologische ondersteuning voor de functionele modificatie en ontwikkeling van nieuwe vasculaire transplantaten met een kleine diameter.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dierproeven zijn goedgekeurd door de Ethische Commissie Dierproeven van het Institute of Radiation Medicine, Chinese Academy of Medical Sciences, en voldoen aan de Richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Mannelijke C57BL/6-muizen van 6-8 weken oud, met een lichaamsgewicht van 25-30 g, werden in dit onderzoek gebruikt. Details van de reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Fabricage van vasculaire transplantaten met een kleine diameter
OPMERKING: Fabriceer PCL-vasculaire transplantaten met een kleine diameter met behulp van de elektrospinningtechniek13.
- Bereid PCL-oplossingen in 10%, 15% en 20% (w/v) in hexafluorisopropanol (HFIP) bij kamertemperatuur (RT) gedurende 12 uur.
- Doe de PCL-oplossingen in een spuit van 10 ml en plaats de spuit met een roestvrijstalen naald van 21 G.
- Plaats een wolfraamstalen doorn (0,7 mm in diameter, 20 cm lang) op het verzamelinstrument.
- Fabriceer negen groepen PCL-vasculaire transplantaten met behulp van de elektrospinning-techniek. Sluit een hoogspanningsvoeding aan op de naald. Plaats een wolfraamstalen staaf met een binnendiameter van 0,7 mm op een vaste afstand voor de naald als opvangapparaat.
OPMERKING: De beschrijving van vasculaire transplantaatgroepen wordt gegeven in tabel 1 en de parameters van de vasculaire transplantaten worden gedetailleerd beschreven in tabel 2. - Onderwerp de gefabriceerde vasculaire transplantaten aan een evacuatieproces. Plaats de vasculaire transplantaten 72 uur in een vacuümdroogoven om resterende oplosmiddelen te verwijderen.
- Steriliseer de grafts door ze 30 minuten onder te dompelen in medische alcohol en ze een nacht bloot te stellen aan UV-licht.
- Observeer de microscopische morfologie van de vasculaire transplantaten met behulp van een scanning-elektronenmicroscoop (SEM). Bevestig de vasculaire transplantaten met geleidende lijm aan de SEM-monsterfase en plaats ze in het goudsputterapparaat voor coating.
- Observeer de structuur en vezelmorfologie van de vasculaire transplantaten met behulp van SEM bij een versnellende spanning van 15 kV. Meet de vezeldiameter en poriegrootte van SEM-afbeeldingen (n = 5) met behulp van ImageJ-software.
- Evalueer de mechanische eigenschappen (trek- en elastische eigenschappen) van de vasculaire transplantaten met behulp van een trektestmachine. Klem de boven- en onderkant van de vasculaire transplantaat vast met vaste klemmen op een afstand van 1 cm uit elkaar.
- Rek het vasculaire transplantaat uit met een snelheid van 10 mm/min tot het scheurt. Verzamel de spanning-rekcurve van de trektestmachine.
- Bereken mechanische parameters, waaronder maximale belasting (2-15 N), spanning bij breuk (5-30 MPa), rek bij breuk (200%-1500%) en elastische modulus (1-20 MPa)14.
- Voer statistische analyses uit met behulp van statistische en grafische software. Gegevens uitdrukken als gemiddelde ± standaarddeviatie. Analyseer en vergelijk univariate verschillen tussen meerdere groepen met behulp van Tukey's post-hoctest in eenrichtings-ANOVA. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001.
2. Zaaien van macrofagen op vasculaire transplantaten
NOTITIE: Zorg ervoor dat alle oplossingen en materialen steriel zijn. Voer alle bewerkingen uit in de celkweekruimte.
- Kweek RAW264.7 (macrofaag van monocyten van muizen) in kolven onder aanhangende omstandigheden (Figuur 1A). Bereid het celkweekmedium voor met behulp van het gemodificeerde Eagle's medium (DMEM) van Dulbecco, aangevuld met 1% penicilline-streptomycine en 10% foetaal runderserum. Plaats de kolven in een incubator van 37 °C die 5% kooldioxide bevat.
- Verzamel macrofagen met behulp van een celschraper. Gooi het medium weg met een pipet van 1 ml en spoel de cellen met PBS.
- Voeg 2 ml vers medium toe aan de kweekkolf en schraap het oppervlak voorzichtig af met een celschraper. Breng de verzamelde cellen over in een buis en centrifugeer op 1.000 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. Resuspendeer 5 × 106 cellen in 100 μl volledig medium.
- Plaats een PCL vasculair transplantaat (1 cm lang) in een buis van 15 ml gevuld met DMEM en centrifugeer op 4.000 x g gedurende 5 minuten. Herhaal dit proces meerdere keren totdat het transplantaat naar de bodem van de buis zinkt, zodat het materiaal volledig met DMEM wordt geïnfiltreerd.
- Zet een petrischaal van 10 cm klaar die is bekleed met een laag filterpapier. Plaats het bevochtigde PCL-vaattransplantaat op het filtreerpapier en rol het op om overtollig medium te verwijderen.
- Neem 10 μL van de celsuspensie met behulp van een pipet van 10 μL en injecteer deze in het ene uiteinde van het vaattransplantaat. Draai het vaattransplantaat over het filterpapier om een gelijkmatige verdeling van de suspensie te vergemakkelijken. Injecteer elk uiteinde vijf keer voor een totaal van tien injecties (Figuur 1B,C).
- Plaats het met macrofagen beladen vasculaire transplantaat in een plaat met 24 putjes met 1 ml volledig medium en incubeer gedurende 2 uur in een celkweekincubator voordat u het implanteert.
- Bepaal de verdeling van cellen in de transplantaatwand. Integreer het met macrofagen beladen vasculaire transplantaat in optische coherentietomografie (OCT)-verbinding voor cryosectie. Kleur celkernen met 4',6-diamidino-2-fenylindool (DAPI) en observeer onder een fluorescentiemicroscoop.
3. Implantatiemodel van de halsslagader van de muis
OPMERKING: Zorg voor een steriel operatiegebied voor dierprocedures. Steriliseer alle chirurgische instrumenten en wegwerpartikelen voorafgaand aan de operatie.
- Selecteer drie gezonde mannelijke C57BL/6-muizen, elk met een gewicht van 25-30 g. Vast de muizen de dag voor de operatie. Implanteer één vasculaire transplantatie in elk dier, voor een totaal van drie transplantaten.
- Construeer manchetten van een nylon buis (Figuur 2A) en presenteer het schematische diagram van de vasculaire manchettechniek in Figuur 2B.
- Verdoof de muizen door intraperitoneale injectie van natriumpentobarbital in een concentratie van 50 mg/kg (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Bevestig effectieve anesthesie door te zorgen voor spierontspanning en gelijkmatige ademhaling. Breng vaseline oogzalf aan op de ogen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen.
- Plaats de muis in rugligging op de operatietafel en verwijder het nekhaar. Steriliseer het operatiegebied met jodofoor. Bedek het niet-chirurgische gebied met steriel gaas om een steriele omgeving te behouden (Figuur 3A).
- Gebruik een oogheelkundige schaar om een incisie in de middellijn (1,5-2 cm lang) te maken van de onderkaak tot het borstbeen. Verhoog de linker speekselklieren en snijd de linker cleidomastoïde spier weg om het chirurgische gezichtsveld te vergroten. Leg de linker gemeenschappelijke halsslagader bloot met behulp van een micropincet (Figuur 3B).
- Isoleer de linker halsslagader met behulp van een microtang (Figuur 3C).
- Ligate de halsslagader op twee plaatsen in het middengedeelte met behulp van een 9-0 hechtdraad. Transecteer de slagader tussen de twee ligaturen met behulp van een microschaar. Steek de manchet aan elk uiteinde door de slagaders en bevestig de slagader en manchet aan elkaar met behulp van arteriële clips (Figuur 3D).
- Draai de slagader naar buiten om het manchetlichaam te bedekken en bevestig deze aan de manchet met behulp van een 9-0 hechtdraad met een microtang (Figuur 3E).
- Implanteer een vasculair transplantaat tussen de twee uiteinden van de halsslagader door de uiteinden van het transplantaat over de slagadermanchet te schuiven en ze vast te zetten met 9-0 hechtingen (Figuur 3F).
OPMERKING: De dimensionale gegevens van de manchet, de halsslagader en het vaattransplantaat worden weergegeven in tabel 3. Hoewel de diameters van het transplantaat en de manchet nauw overeenkomen met die van de halsslagaders van de muis, bestaat er een mismatch tussen de diameter van het anastomoselumen en de diameter van het transplantaat. De diameter van het anastomose lumen wordt berekend door tweemaal de dikte van de wand van de halsslagader (0,1 mm) af te trekken van de binnendiameter van de manchet (0,5 mm), wat resulteert in een lumendiameter van 0,3 mm. Het vaattransplantaat heeft een binnendiameter van 0,7 mm, wat leidt tot een mismatch van ongeveer 2,3 keer (0,7 mm / 0,3 mm = 2,3). - Verwijder de arteriële clips aan beide uiteinden en irrigeer de implantatieplaats met zoutoplossing. Beoordeel de doorgankelijkheid van het vasculaire transplantaat door distale arteriële pulsatie te observeren (Figuur 3G).
- Verplaats de linker speekselklier en sluit de operatieplaats met behulp van 6-0 hechtingen (Figuur 3H).
4. Zorg en analyse na de procedure
- Breng de muis over naar een couveuse van 37 °C en controleer continu de vitale functies totdat hij weer bij bewustzijn is.
- Injecteer 5 mg/kg carbinol voor postoperatieve pijnverlichting.
- Houd de muis tijdens de herstelperiode in de gaten en plaats hem pas terug in de groepshuisvesting als hij volledig hersteld is.
- Verdoof de muizen een maand na implantatie en oogst de vasculaire transplantaatmonsters voor histologische analyse9.
- Voer euthanasie uit via CO2 -verstikking gevolgd door cervicale dislocatie volgens ethische richtlijnen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Vasculaire transplantaten met een kleine diameter en verschillende parameters werden met succes voorbereid via elektrospinning. SEM-beelden toonden aan dat de vezels gelijkmatig verdeeld waren en een onregelmatige rangschikking vertoonden in de transplantaatwand, met de aanwezigheid van poriestructuren (Figuur 4). Naarmate de concentratie van PCL toenam, namen zowel de vezeldiameter als de poriegrootte toe. Specifieke waarden voor elke vasculaire tr...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het gebruik van de manchettechniek voor het implanteren van weefselgemanipuleerde vasculaire transplantaten in de halsslagader van de muis vertegenwoordigt een belangrijke vooruitgang in cardiovasculair onderzoek15. De kritieke stappen van deze techniek omvatten het zaaien van cellen en het implanteren van transplantaten. Deze studie maakte gebruik van een perfusieadsorptiebenadering om de dichtheid van macrofaagzaai te verbeteren om problemen aan te pakken die ve...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen tegenstrijdige financiële belangen.
Dankbetuigingen
Financiering voor deze studie werd verstrekt door de National Natural Science Foundation of China-projecten (nr. 32101098, 32071356 en 82272158) en het CAMS Innovation Fund for Medical Sciences (nr. 2022-I2M-1-023).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1% penicillin-streptomycin | Solarbio | P1400 | |
| 10% foetaal bovien serum | Gibco | A5256701 | |
| 4% paraformaldehyde | Solarbio | P1110 | |
| 4',6-Diamidino-2-fenylindol (DAPI) | SouthernBiotech | 0100-20 | |
| Alcohol | Tianjin Chemical Reaggent Company | 1083 | |
| Anti-Mouse CD31 primaire antilichaam | BD Bioscience | 553370 | |
| Arteriële clips | RWD Life Science | R31005-06 | |
| C57BL/6 muizen | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Company | ||
| Dulbecco's gemodificeerd arendsmedium (DMEM) | Gibco | 11966025 | |
| Elektrostatische spinmachine | Yunfan Technology | DP30 | |
| Geit anti-rat IgG (Alexa Fluor 555) | Invitrogen | A-21434 | |
| Hematoxyline en eosine (H&E) | Solarbio | G1120 | |
| Hexafluorisopropanol (HFIP) | McClean | H811026 | |
| Iodofoor | LIRCON | V273068 | |
| Microscharen | World Precision Instruments | 14124 | |
| Microtangen | World Precision Instruments | 500338 | |
| Normaal geitenserum | Boster | AR0009 | |
| Normale zoutoplossing | Cisen Pharmaceutical company | H20113369 | |
| Nylonbuis voor manchet | Portex | ||
| Optimale snijtemperatuur compound (OCT) | Sakara | 4583 | |
| Pentobarbital natrium | Sigma | P3761 | |
| Fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) | Solarbio | P1003 | |
| Poly(ε-caprolacton) (PCL) pellets (Mn = 80.000) | Sigma | 704067 | |
| RAW264.7 macrofagen | Biyuntian Biotechnology | ||
| Scanning elektronenmicroscoop (SEM) | Zeiss | PHENOM-XL-G2 | |
| Chirurgische hechtdraad 6-0 | Ningbo Chenghe microapparatus factory | 220919 | |
| Chirurgische hechtdraad 9-0 | Ningbo Chenghe microapparatus factory | 221006 | |
| Spuit | Changqiang Medical Devices | 0197 | |
| Trekproefmachine | Instron | WDW-5D |
Referenties
- Adhikary, D., Barman, S., Ranjan, R., Stone, H. A systematic review of major cardiovascular risk factors: A growing global health concern. Cureus. 14 (10), e30119(2022).
- Alexander, J. H., Smith, P. K. Coronary-artery bypass grafting. N Engl J Med. 374 (20), 1954-1964 (2016).
- Jeong, Y., Yao, Y., Yim, E. K. F. Current understanding of intimal hyperplasia and effect of compliance in synthetic small diameter vascular grafts. Biomater Sci. 8 (16), 4383-4395 (2020).
- Lawson, J. H., et al. Bioengineered human acellular vessels for dialysis access in patients with end-stage renal disease: Two phase 2 single-arm trials. Lancet. 387 (10032), 2026-2034 (2016).
- Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Sci Transl Med. 11 (485), eaau6934(2019).
- Wang, C., Li, Z., Zhang, L., Sun, W., Zhou, J. Long-term results of triple-layered small diameter vascular grafts in sheep carotid arteries. Med Eng Phys. 85, 1-6 (2020).
- Tanaka, T., et al. Evaluation of small-diameter silk vascular grafts implanted in dogs. JTCVS Open. 6, 148-156 (2021).
- Jin, X., et al. Preparation of small-diameter tissue-engineered vascular grafts electrospun from heparin end-capped PCL and evaluation in a rabbit carotid artery replacement model. Macromol Biosci. 19 (8), e1900114(2019).
- Xiao, Y., et al. Fabrication of small-diameter in situ tissue engineered vascular grafts with core/shell fibrous structure and a one-year evaluation via rat abdominal vessel replacement model. Biomater Adv. 165, 214018(2024).
- Wei, Y., Wang, F., Guo, Z., Zhao, Q. Tissue-engineered vascular grafts and regeneration mechanisms. J Mol Cell Cardiol. 165, 40-53 (2022).
- Cleary, M. A., et al. Vascular tissue engineering: The next generation. Trends Mol Med. 18 (7), 394-404 (2012).
- Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (10), 4669-4674 (2010).
- Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
- Wu, Y., et al. Peptide-tethered vascular grafts enable blood vessel regeneration via endogenous cell recruitment and neovascularization. Compos B Eng. 252, 110504(2023).
- Hu, Y., Xu, Q. Vessel graft atherosclerosis in murine models. Curr Drug Targets. 9 (3), 239-250 (2008).
- Qin, K., et al. Implantation of electrospun vascular grafts with optimized structure in a rat model. J Vis Exp. (136), e57340(2018).
- Geelhoed, W. J., et al. A novel method for engineering autologous non-thrombogenic in situ tissue-engineered blood vessels for arteriovenous grafting. Biomaterials. 229, 119577(2020).
- Wu, P., et al. Construction of vascular graft with circumferentially oriented microchannels for improving artery regeneration. Biomaterials. 242, 119922(2020).
- Vasquez, E. C., Peotta, V. A., Gava, A. L., Pereira, T. M., Meyrelles, S. S. Cardiac and vascular phenotypes in the apolipoprotein e-deficient mouse. J Biomed Sci. 19 (1), 22(2012).
- Garcia, V., Sessa, W. C. Endothelial nos: Perspective and recent developments. Br J Pharmacol. 176 (2), 189-196 (2019).
- He, L., et al. Enhancing the precision of genetic lineage tracing using dual recombinases. Nat Med. 23 (12), 1488-1498 (2017).
- Wang, F., et al. Nitric oxide improves regeneration and prevents calcification in bio-hybrid vascular grafts via regulation of vascular stem/progenitor cells. Cell Rep. 39 (12), 110981(2022).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
