Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ligatie van de linker voorste dalende kransslagader bij ratten voor het ontwikkelen van een occlusief myocardinfarctmodel

1.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68143

⸱

3 oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Khalsa College of Pharmacy, 2Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, 3Department of Molecular Biology and Biochemistry, Guru Nanak Dev University, 4Universal Diagnostics, 5Histopathology Department, Fortis Memorial Research Institute

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol toont de ontwikkeling van een myocardinfarct (MI) model door de linker voorste dalende kransslagader bij ratten permanent af te binden. Dieroverleving na MI is essentieel om cardiomyocyten in de ischemische zone te redden, uitbreiding van het infarct te voorkomen en post-myocardiale ontsteking en fibrose te verminderen.

Samenvatting

Hart- en vaatziekten (HVZ), waaronder ischemische hartziekten en beroertes, zijn een belangrijke oorzaak van mortaliteit en morbiditeit over de hele wereld. Myocardinfarct is een klinisch syndroom van ischemische hartziekte dat optreedt als gevolg van langdurige ischemie. Ischemisch myocard ondergaat functionele, metabole en structurele veranderingen, wat leidt tot onomkeerbare schade aan een deel van het myocardium als gevolg van necrose. Experimentele modellen van een myocardinfarct zijn cruciaal voor het begrijpen van de acute en chronische cellulaire, moleculaire en morfologische veranderingen die optreden tijdens en na MI en voor het ontwikkelen en optimaliseren van nieuwe doelen of strategieën voor behandeling. Het chirurgische model van MI bij kleine dieren waarbij gebruik wordt gemaakt van permanente sluiting van de linker voorste dalende kransslagader (LAD) lijkt bijna op menselijk MI. Het doel van deze studie is om een chirurgisch geïnduceerd MI-model op te stellen waarbij de LAD kransslagader onuitwisbaar bij ratten wordt afgesloten. Het experimentele protocol omvat een initiële inductie van anesthesie met ketamine 80 mg/kg en xylazine 12 mg/kg i.p., intubatie van een endotracheale canule met behulp van een otoscoop zonder tracheotomie uit te voeren onder beademingsgeassisteerde beademing met het gebruik van extrinsieke positieve eindexpiratoire druk (PEEP) om de collaps van longblaasjes te voorkomen. Er werd een thoracotomieprocedure aangenomen die de laesies die tijdens de operatie aan de skeletspieren worden veroorzaakt, beperkt. Deze aanpak is minimaal invasief, herhaalbaar en verlaagt de mortaliteit na de operatie. In dit model overleefden dieren 4 dagen na MI om de pathobiologische veranderingen op korte termijn te begrijpen, voornamelijk post-MI-ontsteking, angiogenese als een natuurlijk proces van genezing van infarcten en uiteindelijk fibrose in infarct myocardium.

Inleiding

Hart- en vaatziekten (HVZ), voornamelijk bestaande uit ischemische hartziekte (IHD) en beroerte, zijn een belangrijke oorzaak van mortaliteit en morbiditeit over de hele wereld. Volgens de World Heart Federation stierven in 20.5 2021 miljoen mensen aan hart- en vaatziekten 1,2. Myocardinfarct (MI), ook bekend als een hartaanval, is een acuut klinisch syndroom van IHD. Tijdens MI loopt myocardweefsel onomkeerbare schade op als gevolg van langdurige ischemie, die meestal wordt veroorzaakt door een occlusieve trombus gevormd over een gescheurde atherosclerotische plaque in een kransslagader3.

Tijdige reperfusie met behulp van percutane coronaire interventie (PCI) of trombolytica is de steunpilaar om ischemisch myocardium te redden van necrose 3,4. In ontwikkelde landen is de mortaliteit na MI afgenomen als gevolg van een grotere implementatie van PCI, maar de incidentie van MI neemt toe in ontwikkelingslanden zoals Zuid-Azië5. Na MI wordt een deel van het myocardium dat necrose ondergaat, omgeven door een zone van omkeerbaar beschadigde myocardcellen en een ischemische zone. Het ischemische myocardium ondergaat een post-MI ventriculaire remodellering die kan leiden tot ventriculaire dilatatie en disfunctie, en uiteindelijk kan leiden tot hartfalen6.

Momenteel wordt er uitgebreid onderzoek gedaan om de regeneratie van beschadigde cardiomyocyten te bevorderen door middel van stamceltherapie7 en om myocardiaal herstel te vergemakkelijken door angiogenese in de ischemische zone8 te stimuleren. Er zijn echter aanzienlijke verbeteringen in strategieën nodig voor het klinische succes van beide benaderingen. Experimentele modellen die een myocardinfarct of ischemie nabootsen, zijn dus cruciaal voor het begrijpen van de pathologische, cellulaire, moleculaire en morfologische veranderingen die optreden tijdens en na MI, zodat nieuwe therapeutische doelen of strategieën voor behandeling kunnen worden geïdentificeerd en geoptimaliseerd voor klinische vertaling. In deze studie wordt een experimenteel model van MI ontwikkeld door de linker anterieure dalende (LAD) kransslagader onomkeerbaar af te sluiten bij ratten. Ten eerste werd endotracheale intubatie uitgevoerd bij verdoofde dieren zonder tracheotomie onder beademingsbeademing door extrinsieke positieve eind-expiratoire druk (PEEP) toe te passen om atelectase (leeglopen/instorten van luchtzakken in de longen) te voorkomen. Er werd een minimaal invasieve procedure toegepast om de borstholte te openen, waardoor letsel aan de skeletspieren tijdens de operatie werd voorkomen. De locatie van ligatie omvat de oorsprong van de eerste diagonale tak van de LAD, die voldoende infarct veroorzaakt en de klinische toestand van occlusief myocardinfarct (OMI) nabootst. Aangezien de locatie van ligatie het mid-LAD-gebied is, is het sterftecijfer na de operatie, evenals postoperatieve complicaties, lager9. In dit model overleefden dieren 4 dagen na MI om de kortetermijnmodificaties in myocardweefsel na MI te begrijpen en om nieuwe doelen en strategieën voor de behandeling van MI te identificeren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De experimentele procedures werden uitgevoerd volgens het protocol na goedkeuring van de Institutional Animal Ethics Committee (IAEC) [Protocol nr. (IAEC/KCP/2023/009)]. De richtlijnen van het Comité voor Controle en Toezicht (CCSEA) en het Ministerie van Milieu, Bos en Klimaatverandering, de regering van India, werden gevolgd bij de behandeling en verzorging van proefdieren.

1. Anesthesie en intubatie van de endotracheale canule (duur: 10-15 min)

  1. Gebruik Wistar-ratten van beide geslachten, met een gewicht van 200 - 240 g, ouder dan 6 maanden. Noteer het gewicht van de ratten. Verdoof de rat door Ketamine (80 mg/kg) en Xylazine (12 mg/kg) toe te dienen op basis van lichaamsgewicht via de intraperitoneale route.
    OPMERKING: Ketamine, een dissociatieve verdoving, veroorzaakt snelle anesthesie maar gedeeltelijke spierimmobilisatie10. Daarom wordt het gebruikt in combinatie met Xylazine om spierontspanning te produceren en een staat van chirurgische anesthesie te bereiken11.
  2. Knijp in de staart om de mate van verdoving te garanderen. Als de rat reflexen vertoont, dien dan 1/3van de dosis ketamine toe. Sluit een verwarmingskussen aan op de ventilator om over de operatietafel te leggen voor homeotherme verwarming.
  3. Plaats de rat in een dorsale decubituspositie op het verwarmingskussen (Figuur 1A). Houd de rat in deze positie door plakband aan te brengen en zet de operatietafel in een schuine positie.
  4. Pas de ademhalingsparameters van de ventilator aan met het ademvolume op 8 ml/kg (2-3 ml/min), ademhalingsfrequentie op 77 ademhalingen per minuut (bpm) en piekdruk (piekinspiratoire druk) op 15 cm H2O. Om het inklappen van de longen te voorkomen, stelt u de positieve eind-expiratoire druk (PEEP) in op 2 cm H2O.
  5. Om endotracheale intubatie uit te voeren, pakt u de tong vast en tilt u deze op met een bot pincet. Plaats een otoscoop (Figuur 1B) in de mond om de stembanden te bekijken en breng de endotracheale canule (Figuur 1B en Figuur 2A) door de stembanden in. Om de epiglottis duidelijk te zien, projecteer je een zaklamp van bovenaf rond de keel.
  6. Sluit de endotracheale canule aan op de beademingsslang (Figuur 1A en Figuur 2B) en controleer de borstbewegingen om de juiste intubatie te bevestigen. Zwelling van de buik duidt op een vermoeden van slokdarmintubatie, herhaal de intubatie volgens stap 1.8.
  7. Nadat alle instellingen zijn voltooid, gebruikt u een chirurgische stereomicroscoop voor LAD-ligatie (Figuur 1A) en gebruikt u tijdens de operatie een verwarmingslamp om de lichaamstemperatuur van de rat op 37 °C te houden.
  8. Breng ontharingscrème aan op de nek en de borstkas van de rat en laat 10 - 20 minuten intrekken. Verwijder voorzichtig de vacht van de rat van de nek tot het thoracale gebied.

2. Chirurgische inductie van een hartinfarct (duur: 20 - 25 min)

  1. Gebruik het pincet om de huid van het xiphoid-proces te plukken en maak een kleine incisie (ongeveer 1 cm) met behulp van een schaar, gevolgd door in de lengterichting te knippen, beginnend bij het xiphoid-proces, gericht op de sternocleidomastoïde spier.
    1. Vermijd beschadiging van de fascia om ernstige bloedingen te voorkomen. Als er een bloeding is, gebruik dan verpakte doekjes om voorzichtig op het bloedende gebied te drukken.
  2. Snijd vanaf de basis van de sternocleidomastoïde spier tot de5e tot6e rib de fascia en borstspieren langs de linkerkant van het borstbeen.
  3. Gebruik een tang om een punctie te maken bij de3e en 4eintercostale ruimte naar de linkerkant van het borstbeen. Beschadig het hart of de longen niet tijdens het maken van een gat (ongeveer 6-8 mm). Pas de piep toe bij deze stap.
  4. Gebruik een geribbelde tang om de4e, 5e en 6eribben samen met de intercostale spieren te snijden en maak de resterende intercostale spieren los met een tang (Figuur 2C).
  5. Plaats het riboprolmechanisme voorzichtig om de ribben uit elkaar te houden en het hart bloot te leggen (Figuur 2D). Om het linker atrium duidelijk te zien, scheidt u het hartzakje en de thymus van de voorkant van het hart met een pincet en een gebogen schaar.
  6. Identificeer de locatie van de linker anterieure dalende (LAD) kransslagader voor ligatie door hechtdraad.
    1. Nadat u het hartzakje voorzichtig hebt verwijderd, identificeert u LAD als een prominente oppervlakkige slagader die diagonaal loopt van de basis van het hart naar de top langs de interventriculaire groef. De LAD verdeelt zich in twee sets takken: ten eerste de septumtakken (S1 en S2) die het interventriculaire septum perforeren. De tweede set takken, diagonale takken (D1 en D2) genoemd, perforeren de voorkant van de linker hartkamer.
    2. Identificeer de drie regio's van LAD, namelijk proximale, midden- en distale regio's. Proximale LAD: het gebied van LAD vanaf de oorsprong tot de eerste tak, die zowel een septum als een diagonaal kan zijn; Mid LAD: het gebied tussen de eerste tak en de tweede diagonale tak; Distale LAD: het gebied voorbij de tweede diagonale tak staat bekend als distale LAD (Figuur 2E).
    3. LAD verschijnt als een pulserende roodachtige slagader met dikkere wanden. Om de locatie te bevestigen, drukt u voorzichtig met een microtang en wordt een pulsatie gevoeld.
  7. Voer permanente sluiting van LAD uit door 8-0 te passeren zijden hechtdraad in het mid-LAD-gebied nabij de oorsprong van de eerste diagonale tak D1 met behulp van een naaldhouder en voorzichtig aan de hechtdraad trekken, waardoor schade aan het hart wordt voorkomen (Figuur 2E).
  8. Maak met een tang twee knopen ligatuur in identieke richting (chirurgische knoop). Bevestig de ligatuur door met behulp van een tang meerdere knopen in tweezijdige richting te maken.

3. Schijnoperatie

  1. Voer de stappen 2.1-2.6 uit. Na het uitvoeren van een linkszijdige thoracotomie, legt u het hart bloot, passeert u een zijden hechtdraad en trekt u onder de linker hoofdkransslagader (LAD) zonder te ligeren.

4. Toediening van het behandelingsgeneesmiddel (duur: 2-5 min)

  1. Injecteer na LAD-ligatie onmiddellijk Doxazosine 0,06 mg/kg intraveneus via de staartader in de behandelingsgroep (Figuur 3)

5. Sluiting van de borstholte na een chirurgische ingreep (duur: 5 min)

  1. Verwijder de retractors zodat de ribben en intercostale spieren terugkeren naar hun oorspronkelijke positie. Sluit de borstholte door de linker en rechter intercostale spieren te hechten met behulp van een 6-0 zijden hechtdraad. Maak hechtingen met een 4-0 Prolene-hechting om de huid te sluiten (Figuur 2F).

6. Zorg en monitoring na de operatie (duur: 40 min - 60 min)

  1. Volg de geopereerde rat voor herstel van de anesthesie gedurende 40 minuten of langer. Zorg voor volledig herstel door de staart op te tillen of te knijpen.
  2. Verwijder tijdelijk de aansluiting van de ventilator en zorg voor de zelfregulerende ademhaling van de rat door de normale beweging van het thoracale gebied te onderzoeken.
  3. Schakel de ventilator uit en verwijder de endotracheale canule. Maak de plakband los die aan de ledematen is bevestigd.
  4. Injecteer Tramadol (12,5 mg/kg) via de intraperitoneale route om postoperatieve pijn te verlichten.
  5. Houd de rat op het verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur minimaal 30 minuten op 37 °C te houden. Controleer de rat continu op morbide aandoeningen, zoals onregelmatige ademhaling of moeilijkheden, of gevaarlijke tekenen van een infarct.
  6. Wanneer de rat zich vrij kan bewegen, beschouw hem dan als in een staat van volledig herstel van anesthesie. Ook al is de rat niet in staat om vrijwillig te bewegen, houd hem binnen 45 minuten na verwijdering van de ventilator in de kooi.
  7. Observeer de rat de eerste 4 dagen dagelijks. Offer de rat op de 4e dag met behulp van een CO2 euthanasiekamer.

7. Analyse van biochemische markers van een hartinfarct

  1. Beoordeel het troponinegehalte als biomarker van een hartinfarct 6 uur en 4 dagen na de operatie in bloedmonsters van dieren.
    1. Monsterafname en voorbereiding: Verzamel bloedmonster (200 μL) uit de staartader na 6 uur infarct in EDTA-gecoate of met heparine gecoate buisjes en door retro-orbitale punctie (1 ml) na 4 dagen MI.
      OPMERKING: Een antigecoaguleerd volbloedmonster heeft de voorkeur voor troponine T-testen.
    2. Breng 150 μL monster aan op de teststrip met behulp van hartpipetten en wegwerpdoseerspuiten die in de set worden meegeleverd.
    3. Incubeer gedurende 15-20 minuten bij kamertemperatuur en interpreteer vervolgens de resultaten op basis van het verschijnen van een signaallijn (roodachtige lijn) in de detectiezone binnen 15-20 minuten. Gebruik de volgende parameters: Geen detectielijn, alleen controlelijn = negatief; zichtbare detectielijn en controlelijn = positief (Figuur 6B).
  2. Detecteer troponine I in een serummonster met behulp van de standaard F-analysator.
    1. Monsterafname en preparatie: Verzamel bloedmonsters (200 μL) uit een staartader na 6 uur infarct in met EDTA gecoate of met heparine beklede buisjes en door retro-orbitale punctie (1 ml) na 4 dagen MI.
    2. Laat de kit en het bloedmonster vóór de test op kamertemperatuur komen. Controleer de houdbaarheidsdatum op de achterkant van het foliezakje. Open het foliezakje en controleer het testapparaat (Figuur 4).
    3. Plaats het testapparaat in de testsleuf van de analysator. De analysator leest de barcodegegevens en controleert of het testapparaat geldig is (Afbeelding 4).
    4. Verzamel 100 μL monster met een druppelaar met een vast volume (100 μL). Doseer het verzamelde monster in de extractiebufferbuis. Gooi vervolgens de gebruikte druppelaar met vast volume (100 μL) weg.
    5. Meng het monster en de buffer 2x-3x met de wegwerpdruppelaar (100 μL). Verzamel vervolgens 100 μL van het monstermengsel.
    6. Nadat u het monster in het monsterputje van het testapparaat hebt aangebracht, drukt u onmiddellijk op de TEST START-knop van de analysator. De analyzer geeft automatisch het testresultaat weer binnen 10 minuten.
      OPMERKING: Als troponine I (TnI) aanwezig is, wordt het gebonden aan het europiummicrodeeltje. Dit complex wordt opgevangen door het vangantilichaam op de testlijn en de intensiteit van fluorescentielicht wordt gedetecteerd door de analysator.

8. Analyse van het infarctgebied

  1. Nadat de ratten 4 dagen na de overtreding zijn geofferd, bepaalt u het gebied van het infarct met behulp van de macroscopische methode van 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride (TTC) kleurstof.
    1. Verwijder het hart uit het lichaam van het dier en bewaar het een nacht bij 4 °C. Snijd zowel de oorschelpen, de wortel van de aorta als de rechterventrikel weg. Snijd de bevroren linkerventrikel met een chirurgisch mes in plakjes van 2-4 mm dik. Incubeer de ventriculaire plakjes bij 37 °C in een 1% TTC-oplossing (bereid met 0,1 M Tris-buffer bij pH 7,8) gedurende 20 minuten.
    2. Analyseer het kleuringspatroon als het levensvatbare myocardium, dat een dehydrogenase-enzym en een cofactor NADH bevat, baksteenrood gekleurd met TTC door de vorming van een formazan, terwijl het myocardiale gebied dat een infarct ondergaat onbevlekt blijft.
  2. Bepaal het infarctgebied op basis van de volumemethode.
    1. Plaats ventriculaire plakjes tussen twee glazen objectglaasjes en een transparant plastic rooster met 100 vierkanten in 1 cm eroverheen.
    2. Bereken de gemiddelde oppervlakte van elke ventriculaire plak door het aantal vierkanten aan weerszijden te tellen. Bereken op dezelfde manier het aantal vierkanten dat aan beide zijden op bevlekte en niet-bevlekte gebieden valt. Het niet-gekleurde doffe gele gebied vertegenwoordigde het infarctgedeelte en het rode gebied vertegenwoordigde het levensvatbare deel.
    3. Druk de grootte van het infarct uit als een percentage van het totale linkerventrikelvolume (%LVV).

9. Histopathologische analyse

  1. Hematoxyline- en eosinekleuring
    1. Voor histopathologische bevindingen, offer het dier 4 dagen na de LAD-ligatie, verwijder het hart, was met fosfaatbuffer (PBS, pH 7,4) en bewaar onmiddellijk in formalineoplossing (10%).
    2. Voer weefselverwerking uit door het weefsel gedurende 1 uur te dehydrateren in een reeks van toenemende alcoholconcentraties (70%, 80%, 95%, 95% en absolute alcohol) zodat water uit het weefsel wordt verwijderd en alcohol in het weefsel terechtkomt. Verwijder alcohol uit het weefsel door onderdompeling in xyleen.
    3. Breng na het klaren het weefsel met een tang over naar gesmolten paraffinewas in een roestvrijstalen mal. Het klaringsmiddel diffundeert naar buiten en de gesmolten was infiltreert in het weefsel. Koel de vorm op de koude plaat om de paraffine te laten stollen. Wanneer de wax volledig is afgekoeld en uitgehard (30 min), haal je het paraffineblok eenvoudig uit de mal.
    4. Snijd de paraffineblokken met ingebed weefsel met behulp van een microtoom in secties van 4 μm dikte. Leg het lint van paraffinesecties in een waterbad van 40-45 °C. Monteer de secties op een dia en laat de dia aan de lucht drogen of verwarm hem voorzichtig. Deparaffiniseer de secties vervolgens door ze te wassen met xyleen en ze te rehydrateren met absolute alcohol en water.
    5. Kleur met hematoxyline gedurende 15 min. Was de bevlekte delen met water en behandel ze gedurende 20 s met een mengsel van 1% zure alcohol.
    6. Na het wassen met water, bevlek de secties gedurende 2 minuten met tegenbeits (1% waterige oplossing van eosine). Bekijk de objectglaasjes onder de microscoop om histopathologische veranderingen te visualiseren bij een vergroting van 10x en 40x.
  2. Masson trichrome kleuring
    1. Bereid de volgende reagentia voor.
      1. Bouin's oplossing: Voeg 75 ml verzadigd picrinezuur, 25 ml 40% formaldehyde en 5 ml ijsazijn toe. Weigert's IJzerhematoxylineoplossing: Bereid voorraadoplossing A met hematoxyline 1 g in 100 ml 95% alcohol. Bereid stockoplossing B met 29% ijzerchloride in 4 ml water, 1 ml geconcentreerd zoutzuur en 95 ml gedestilleerd water. Voeg gelijke delen voorraadoplossing A en B toe voor gebruik. Het mengsel is slechts 5/2 maanden stabiel.
      2. Biebrich Scarlet-Acid Fuschin Solution: Voeg 90 ml 1% waterige Biebrich Scarlet, 10 ml 1% waterig zuur fuschin en 1 ml ijsazijn toe. Fosfomolybdisch-fosfothanszuuroplossing: Voeg 25 ml 5% fosfolybdinezuur en 25 ml 5% fosfothanstinezuur toe. Anilineblauwe oplossing: Voeg 2,5 g anilineblauw en 2 ml ijsazijn toe aan 100 ml gedestilleerd water. 1% ijsazijnoplossing
    2. Deparaffiniseer de in paraffine ingebedde hartsecties met behulp van xyleen, gevolgd door rehydratatie in verschillende concentraties alcohol.
    3. Incubeer de hartsecties met Bouin-oplossing gedurende 30 minuten bij 56 °C om de uiteindelijke kleurintensiteit te verhogen. Spoel de secties af met stromend kraanwater totdat de gele kleur is verdwenen.
    4. Kleur het weefsel gedurende 1 minuut met hematoxyline, was vervolgens 2-3 minuten met stromend kraanwater. Kleur de secties gedurende 15 minuten met Biebrich scharlakenzuurfuchsineoplossing.
    5. Differentiëren met 5% fosfolybdisch - fosfotunstinezuur gedurende 5 - 8 min. Breng de sectie direct (zonder spoelen) over op een anilineblauwe oplossing gedurende 6-8 minuten.
    6. Wassen met gedestilleerd water. Differentieer vervolgens met 1% azijnzuuroplossing. Dehydrateer met 95% ethanol, helder met xyleen, monteer op de dia en onderzoek onder een microscoop12.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Endotracheale intubatie is nodig om de ventilatie te ondersteunen tijdens de LAD-ligatieprocedure met thoracale ingrepen met open borstkas bij ratten. Succesvolle intubatie wordt bevestigd door basale ademhalingsparameters vóór de operatie en het behoud van een stabiele ademhaling, ademvolume en minuutvolume tijdens de chirurgische ingreep (Figuur 5).

Het succes van de LAD-ligatieprocedure werd bevestigd door cardiale troponine T ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Onze huidige studie vertegenwoordigt de inductie van een myocardinfarct door permanente sluiting van de linker voorste dalende kransslagader (LAD) bij ratten. In dit chirurgische protocol produceerde anestheticum Ketamine 80 mg/kg toegediend via intraperitoneale route geïnduceerde snelle anesthesie, samen met intraperitoneale toediening van Xylazine 12 mg/kg, voldoende spierontspanning, waardoor de hele chirurgische ingreep effectief werd vergemakkelijkt en het herstel na de operatie na ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs hebben alle belangenconflicten openbaar gemaakt.

Dankbetuigingen

Dr. Ravi Kumar Dhawan, directeur, Khalsa College of Pharmacy, Amritsar, voor het bieden van begeleiding en ondersteuning bij de aanschaf van alle chirurgische apparatuur; Management van de Raad van Bestuur van Khalsa College voor het verstrekken van fondsen; Dr. Harish Kumar Verma, Directeur, Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, Amritsar voor het verstrekken van geschenkmonster van Ketamine en Xylazine; Dr. Rekha Singh, afdeling histopathologie, Fortis Memorial Research Institute, Gurugram voor histopathologiefaciliteiten en beoordeling; Dhr. Hemaant Arora, M.D., Universal Diagnostics die faciliteit biedt voor Troponine I-evaluatie; Dr. Rachna Hora, universitair hoofddocent, afdeling Moleculaire Biologie en Biochemie voor vloeitechnieken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
18-Gauge intraveneuze canuleKent scientific, US
20-Gauge intraveneuze canuleKent scientific, US
4-0 Polypropyleen naainaaldKhanna Surgical
6-0 zijdena naainaaldNanak Surgical
8-0 zijdena naainaaldNanak Surgical
Adson pincetNanak Surgical
AnesthesieapparatuurOrchid Scientific
Anesthesie-inductiekamerOrchid Scientific
Gebogen schaarNanak Surgical
Endotracheale intubatiebuisKent Scientific, US
HaarverwijderingscremeNanak Surgical
VerwarmingskussenKent scientific, US
Haakvormig pincetNanak Surgical
KetamineGiftmonster van KVAS, Amritsar
Micro naaldhouderNanak Surgical
Nitril handschoenen Nanak Surgical
Operatietafel
OtoscoopNanak Surgical
Pean pincetNanak Surgical
RibkrabbelaarNanak Surgical
Rechte pincetNanak Surgical
Strait nipperNanak Surgical
Chirurgische hoofddoekNanak Surgical
Chirurgisch maskerNanak Surgical
Chirurgisch StereomicroscoopOlympus Magnus24B1187Stereo zoom MSZ-TR microscoop met armboomstandaard, zoomverhouding: 1:7 objectief zoom: 0.65 - 4.5x Oogglas 10x/22 mm Vergroting: 6.5 - 45x met 10x oogstuk LED-ringverlichting
Tandloze pincetNanak Surgical
TramadolGiftmonster van Amandeep ziekenhuis, ASR
PincetNanak Surgical
VentilatorRoVent (Kent Scientific,  US)RV-04-220Automatische ventilator met volume- en drukregeling en temperatuurverwarming en -bewaking
XylazineGiftmonster van KVAS, Amritsar

Referenties

  1. World Heart Report. , World Heart Federation. https://world-heart-federation.org/wp-content/uploads/World-Heart-Report-2023.pdf (2023).
  2. Lindstrom, M., et al. Global Burden of Cardiovascular Diseases and Risks Collaboration, 1990-2021. J Am Colleg Cardiol. 80 (25), 2372-2425 (2022).
  3. Byrne, R. A., et al. ESC guidelines for the management of acute coronary syndromes. Eur Heart J. 44 (38), 3720-3826 (2023).
  4. Widimsky, P., et al. Long distance transport for primary angioplasty vs immediate thrombolysis in acute myocardial infarction. Final results of the randomized national multi-center trial-PRAGUE-2. Eur Heart J. 24 (1), 94-104 (2003).
  5. Roth, G. A., et al. Global, regional, and national age-sex-specific mortality for 282 causes of death in 195 countries and territories, 1980-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392, 1736-1788 (2018).
  6. Frangogiannis, N. G. The mechanistic basis of infarct healing. Antioxid Redox Signal. 8, 1907-1939 (2006).
  7. Gill, J. K., Rehsia, S. K., Verma, E., Sareen, N., Dhingra, S. Stem cell therapy for cardiac regeneration: past, present, and future. Can J Physiol Pharmacol. 102, 161-179 (2024).
  8. Robich, M. P., et al. Myocardial therapeutic angiogenesis: a review of the state of development and future obstacles. Expert Rev Cardiovasc Ther. 9 (11), 1469-1479 (2011).
  9. Ahn, D., et al. Induction of myocardial infarcts of a predictable size and location by branch pattern probability-assisted coronary ligation in C57BL/6 mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286, H1201-H1207 (2004).
  10. Domino, E. F. Taming the ketamine tiger. 1965. Anesthesiology. 113, 678-684 (2010).
  11. Van Pelt, L. F. Ketamine and Xylazine for surgical anesthesia in rats. J Am Vet Med Assoc. 171, 842-844 (1977).
  12. Li, C., et al. Silver nanoparticles/chitosan oligosaccharide/ poly(vinyl alcohol) nanofiber promotes wound healing by activating TGFβ1/Smad signaling pathway. Silver nanoparticles/chitosan oligosaccharide/ poly(vinyl alcohol) nanofiber promotes wound healing by activating TGFβ1/Smad signaling pathway. Int J Nanomedicne. 11, 373-387 (2016).
  13. Thygesen, K., et al. Fourth universal definition of myocardial infarction. Eur Heart J. 40, 237-269 (2018).
  14. Radha, R., Shahzadi, S. K., Al-Sayah, M. H. Fluorescent Immunoassays for Detection and Quantification of Cardiac Troponin I: A Short Review. Molecules. 26, 4812(2021).
  15. Srikanth, G. V. N., Parkash, P., Tripathy, N. K., Dixit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. J Stem Cells Regen Med. 5 (1), 30-36 (2004).
  16. Lugrin, J., Parapanov, R., Kueger, T., Liaudet, L. Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery. J Vis Exp. (150), e59591(2019).
  17. Kast, S., et al. Simplification of rat intubation on inclined metal plate. Adv Physiol Educ. 28, 29-32 (2004).
  18. Maruyama, K., et al. Anterior descending coronary artery in mice to generate a model of myocardial infarction. STAR Protoc. 2, 100775(2021).
  19. Pop, I. C., et al. Induction of a chronic myocardial infarction in the laboratory animal - experimental model. Clujul Medical. 86 (4), 334-339 (2013).
  20. Durant, E., Singh, A. Acute first diagonal artery occlusion: a characteristic pattern of ST elevation in noncontiguous leads. Am J Emerg Med. 33 (9), 1326.e3-1326.e5 (2015).
  21. McLaren, J., et al. From ST-Segment Elevation MI to Occlusion MI: The New Paradigm Shift in Acute Myocardial Infarction. JACC Adv. 3 (11), 101314(2024).
  22. Kasturi, S., Bandimida, S., Gajiwal, N., Thakkar, A. A Challenging Case of Bifurcation Lesion in Left Anterior Descending Artery: Managed Successfully with Everolimus-Eluting Bioresorbable Vascular Scaffold and Kissing Balloon Technique under Optical Coherence Tomography Guidance. Heart India. 3 (3), 79-81 (2015).
  23. Meyers, H. P., et al. Comparison of the ST-elevation myocardial infarction (STEMI) vs. NSTEMI and occlusion MI (OMI) vs. NOMI paradigms of acute MI. J Emerg Med. 60, 273-284 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ligatie van de kransslagaderrattenmodel voor MIischemische hartziektethoracotomieprocedurepost MI inflammatieinfarctgenezingcardiale fibroseangiogeneseproces

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.