Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beoordeling van de verloren fractie: diversiteit, overvloed en massa van microplastics (1-300 μm) in aquatische systemen

538 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68148

⸱

22 augustus 2025

 ,  , 
1School of Marine and Atmospheric Science, Stony Brook University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een methodologie die moet worden toegepast op aquatische monsters die op filters zijn verzameld om MP's van microngrootte (1-300 μm) te detecteren, identificeren en kwantificeren. Raman-microspectroscopie kan de polymere chemische structuur van MP-deeltjes identificeren en hun abundanties kwantificeren in termen van het aantal deeltjes en hun massa in watermonsters.

Samenvatting

Het hier gepresenteerde protocol maakt de kwantificering van microplastics (MP's) met een diameter van slechts ~1 μm mogelijk, nauwkeurige identificatie van polymeertypen en schatting van het deeltjesvolume, waardoor de berekening van de MP-massa kritisch mogelijk is. Representatieve resultaten van monsters verzameld in de Great South Bay (GSB), NY, toonden aan dat deeltjes binnen het bereik van 1-6 μm equivalente bolvormige diameter (ESD) het meest voorkwamen, met ongeveer 75% van de deeltjes van minder dan 5 μm. Met name leverde de voorzeefstap geen deeltjes op die groter waren dan 60 μm, wat suggereert dat grote MP's zeldzaam waren op de bemonsterde kustlocaties. Voorafgaand aan de filtratie werd een chemische oxidatiestap gebruikt om organisch afval te verwijderen, wat de filtratie van grotere watervolumes (>1 l) uit afzonderlijke monsters van de fles vergemakkelijkte en verstopping van het filter verminderde. Hoewel deze aanpak de filtratie-efficiëntie aanzienlijk heeft verbeterd, moeten aspecten van de methodologie nog steeds worden verfijnd om de totale tijd die nodig is voor monstervoorbereiding en gegevensanalyse te verkorten. Raman-microspectroscopie en bijbehorende gegevensverwerking blijven tijdrovend, met name voor het nauwkeurig analyseren van deeltjes kleiner dan 10 μm in complexe omgevingsmatrices. Voortdurende inspanningen zijn gericht op het minimaliseren van analytische onzekerheden, het optimaliseren van de afweging tussen de nauwkeurigheid van het tellen van deeltjes en de verwerkingstijd, en het verminderen van artefacten in de detectieworkflow.

Inleiding

Microplastics (MP's) zijn een zeer heterogene groep deeltjes die sterk variëren in grootte, vorm, kleur, dichtheid, chemische samenstelling en andere fysische eigenschappen, waardoor hun identificatie en kwantificering bijzonder uitdagend is1. Bij MP-enquêtes is een verscheidenheid aan analytische methoden gebruikt, van visuele technieken zoals lichtmicroscopie2 tot meer geavanceerde chemische benaderingen zoals pyrolyse-gaschromatografie3. Lichtmicroscopie is een veelgebruikte methode voor het karakteriseren van grotere MP's (meestal 0,5-5 mm) vanwege de eenvoud, snelheid en kosteneffectiviteit1. Het maakt de visuele identificatie en kwantificering van plasticachtige deeltjes mogelijk en biedt tegelijkertijd informatie over de morfologie en structuur van het oppervlak2. Deze techniek levert echter geen chemische informatie op over de chemische samenstelling en vertrouwt op de expertise van de analist. Verkeerde identificatie is een goed gedocumenteerde beperking van visuele analyse, met gerapporteerde foutenpercentages variërend van 20% tot 70%, met name voor kleine, transparante deeltjes. Dergelijke fouten kunnen de MP-concentraties in milieumonsters aanzienlijk overschatten4.

Aan de andere kant kan pyrolyse-gaschromatografie (GC) in combinatie met massaspectrometrie (MS) gedetailleerde informatie verschaffen over de chemische samenstelling van MP's door thermische degradatieproducten te analyseren3. In combinatie met een thermische desorptiestap kan het ook plastic additieven detecteren tijdens dezelfde analyse5. Deze methode vereist echter handmatige voorselectie van plasticachtige deeltjes en hun zorgvuldige plaatsing in het pyrolysesysteem, wat resulteert in een lage monsterdoorvoer1.

Om de beperkingen van traditionele methoden te overwinnen, worden geautomatiseerde technieken die zowel identificatie als kwantificering van parlementsleden mogelijk maken, steeds belangrijker. Raman en Fourier-transform infrarood (FTIR) spectroscopie zorgen voor een nauwkeurige polymeeridentificatie door middel van hun unieke spectrale vingerafdrukken 6,7,8. Deze vibrationele spectroscopiemethoden detecteren moleculaire trillingen die worden geïnduceerd door licht, laser voor Raman en infrarood voor FTIR, waardoor spectra worden geproduceerd die specifieke moleculaire structuren weerspiegelen7. Beide technieken hebben de detectie en karakterisering van kleine MP-deeltjes (<300 μm) in verschillende omgevingsmatrices aanzienlijk verbeterd8. Ze verminderen valse positieven door plasticachtige deeltjes chemisch te bevestigen, minimaliseren valse negatieven en zijn niet-destructief. In combinatie met microscopie (microspectroscopie) maken deze technieken de identificatie en kwantificering mogelijk van polymere deeltjes kleiner dan 0,3 mm (waarbij μFTIR tot ~10 μm en μRaman tot ~0,3 μm detecteert)8. Elke methode heeft echter beperkingen: Raman biedt een hogere ruimtelijke resolutie en verbeterde detectie voor bepaalde polymeren (bijv. polystyreen), maar is gevoeliger voor fluorescentie-interferentie en vereist doorgaans langere acquisitietijden. Desalniettemin kan Raman-microspectroscopie deeltjes detecteren die kleiner zijn dan 0.3 μm, wat een breder bereik van microplastics bestrijkt dan FTIR-beeldvorming 8,9.

Het primaire hulpmiddel voor het hier beschreven werk is een confocale Raman-microspectrofotometer die beschikbaar is in het NAno-Raman Molecular Imaging Laboratory (NARMIL) van SoMAS. Het protocol is geoptimaliseerd voor het detecteren, identificeren en kwantificeren van MP's van microformaat (<300 μm) op filters uit watermonsters die gewoonlijk worden uitgesloten wanneer plankton- of mantanetten worden gebruikt om plastic in zee te bemonsteren. Ook is een Chemi-oxidatieproces nodig om de aanwezigheid van niet-plastic resten (organisch afval) te verminderen. Dit minimaliseert analytische interferentie voorafgaand aan Raman-microspectroscopische analyse en, belangrijker nog, voorkomt verstopping van filterporiën, waardoor grotere hoeveelheden water kunnen worden gefilterd. Met behulp van deze technologie is het mogelijk om MP-deeltjes te detecteren in de fractie van submicron tot millimeter die is verzameld op filters uit watermonsters, en het maakt de berekening van specifieke MP-concentraties, deeltjesgroottes en massa's mogelijk.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol is gewijzigd ten opzichte van de oorspronkelijke versie9. Het protocol is een leidraad voor de analyse van aquatische monsters (drinkwater, rivier, meer, kust of open oceaan) om MP's (<300 μm) op filters te extraheren, te detecteren en te kwantificeren. De gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Kwaliteitscontrole

  1. Zorg ervoor dat alle reagentia voor gebruik door een membraanfilter van 0,22 μm worden gefilterd.
  2. Zorg ervoor dat het personeel katoenen laboratoriumjassen draagt (geen synthetische materialen) en wast hun handen voor en tussen het hanteren van monsters.
  3. Spoel de filtratieapparatuur voor en tussen de filtraties af met 0,22 μm gefilterd gedestilleerd water. Dek af met schone aluminiumfolie wanneer deze niet in gebruik is.
  4. Veld blanco's: Vul gespoelde monsterflessen met 0,22 μm gefilterd gedestilleerd water en verwerk zoals omgevingsmonsters.
  5. Blanco's voor laboratorium: Verwerk 1 L 0,22 μm gefilterd gedestilleerd water door Al2O3-filters naast elke monsterbatch.

2. Verzameling en voorbereiding van natuurlijke watermonsters voor MP-kwantificering

  1. Spoel alle monsterflesjes (inclusief Niskin en glazen containers) voor met 0,22 μm gefilterd gedestilleerd water om besmetting te minimaliseren.
  2. Discrete waterkolommonsters (>1 L) uit aquatische systemen kunnen worden verzameld met behulp van standaard bemonsteringsmethoden, bijv. glazen flessen (oppervlaktewater) of op rozet gemonteerde polyvinylchloride (PVC) Niskin-flessen (waterkolom) en rechtstreeks in glazen flessen worden overgebracht.
  3. Filter het opgevangen water voor met behulp van metalen zeven van 200 μm en 60 μm om organisch vuil te verwijderen en MP's in groottefracties te scheiden.
    OPMERKING: Vastgehouden deeltjes kunnen direct onder de microscoop worden geïdentificeerd.
  4. Bewaar het water dat door de metalen zeef van 60 μm stroomt in glazen flessen. Filtreer deze fractie later op aluminiumoxide (Al2O3) membraanfilters (25 mm diameter, 0,2 μm poriegrootte).

3. Chemi-oxidatie van watermonsters

OPMERKING: Om analytische interferentie van overvloedige biogene deeltjes tot een minimum te beperken, worden monsters gereinigd door chemi-oxidatie voorafgaand aan Raman microspectroscopische analyse.

  1. Combineer 100 ml 30% (v/v) waterstofperoxide met 1 l monster in een glazen container en meng grondig.
    LET OP: Ga voorzichtig om met H2O2 - sterk oxidatiemiddel, kan huid- en oogirritatie veroorzaken. Draag handschoenen en een veiligheidsbril en volg de veiligheidsprocedures van het laboratorium.
  2. Dek de container af met een deksel of aluminiumfolie en plaats deze ~10 uur in een oven op 60 °C.
  3. Laat het monster 10 minuten afkoelen en ga dan verder met filtreren terwijl het nog warm is.

4. Filtratie van watermonsters

OPMERKING: Vanwege de inherente brosheid van het filter, moet ervoor worden gezorgd dat de Al2O3 membraanfilters niet buigen tijdens het monteren en verwijderen door het filter uitsluitend te hanteren door de ringvormige polypropyleen ring die aan het membraan is bevestigd.

  1. Filtreer in een laminaire stromingskap monsters en blanco's van 1 L met behulp van een volledig glazen filtersysteem met een basis van gesinterd glas en een metalen klem.
  2. Spoel de filters na filtratie af met 0,22 μm gefilterd gedestilleerd water.
  3. Monteer het filter op een microscoopglaasje zonder dekglaasje voor Raman-analyse.

5. Raman microspectroscopische analyse van gefilterde MP-deeltjes

OPMERKING: Een confocale Raman-microspectrofotometer en zijn software worden gebruikt als een analytische methode om MP-deeltjes te identificeren en te kwantificeren. Het instrument is geconfigureerd met een gemodificeerde rechtopstaande epifluorescentiemicroscoop, een computergestuurde gemotoriseerde x-y-z-trap met een stapgrootte van 0,1 μm in alle dimensies, vier laserlijnen (457/514 nm Ar+ ionenlaser, 633 nm He/Ne-laser, 785 nm diodelaser) en een 1.040 × 256 peltiergekoelde CCD-detector.

  1. Met behulp van de beeldacquisitiefunctie in de Raman-software stelt u de instrumentconfiguratie in voor MPS-analyse van aquatische monsters.
    1. Laser: 633 nm He/Ne bij ~9,3 mW laservermogen (via 50× objectief).
    2. Rooster: 1200 lijnen/mm.
    3. Spectraal bereik: 200-2500 cm-1.
    4. Belichtingstijd: 0,7 s/spectrum.
  2. Zet een raster op binnen een interessegebied (ROI) door spectra om de 1 μm in de x- en y-dimensies te nemen.
  3. Definieer elke ROI als een raster van 100 μm x 100 μm in het camerabeeld (10.000 μm2).
    OPMERKING: ROI-gebied kan worden gewijzigd; Kleinere gebieden zullen bijvoorbeeld de totale analysetijd verkorten.
  4. Analyseer ~40 ROI's per filter, willekeurig geselecteerd met behulp van een kruispatroonmodel om de ruimtelijke MP-verdeling over het gehele blootgestelde filtergebied weer te geven.
  5. Gebruik na geautomatiseerde gegevensverzameling de beeldacquisitiefunctie in de software om gedetailleerde 2D-chemische kaarten van elke ROI te produceren.
  6. Identificeer en kwantificeer MP-deeltjes op basis van elke chemische kaart met behulp van componentenanalyse (niet-negatieve kleinste-kwadratencorrelatiemethode) volgens de softwaremogelijkheden.
  7. Vergelijk spectra met referentiebibliotheken. Accepteer wedstrijden met een score van >60 (interne bibliotheekscore 0-100) als bevestigde MP's10.

6. Kwantitatieve telling van MP-deeltjes op basis van filters

  1. Na het optellen van het aantal deeltjes van ~40 ROI's, berekent u het aantal MP-deeltjes per liter monster (N), volgens vergelijking 111.
    figure-protocol-1(1)
    waarbij Af het totale blootgestelde filteroppervlak is (mm2), n het totale aantal getelde MP-deeltjes is, opgeteld bij alle onderzochte ROI's, b het aantal onderzochte ROI's, M de gebiedsgrootte van één ROI (mm2) en V het volume (l) van het water dat uit het monster is gefilterd.
  2. Bepaal de analytische onzekerheid van het totale aantal deeltjes (N) in elk monster door de standaardfout te berekenen op basis van alle ROI die per monster zijn geteld.
  3. Rapporteer het totale aantal deeltjes per L als N ± 1S.E.

7. Berekeningen van deeltjesgrootte, volume en massa

OPMERKING: Bepaal de afmetingen, het oppervlak en de equivalente bolvormige diameter (ESD) van elk deeltje met behulp van beeldanalysesoftware.

  1. Bepaal het gebied door het totale aantal plastic-positieve pixels te tellen dat aan elk deeltjesbeeld is toegewezen.
  2. Gebruik dit deeltjesgebied (Ap) om de ESD te berekenen door vergelijking 211 toe te passen:
    figure-protocol-2(2)
  3. Bereken een geïdealiseerde schatting van het ellipsoïde volume voor elk deeltje met behulp van vergelijking 312.
    figure-protocol-3(3)
  4. Bereken de massa's (M) van elk plastic polymeer in de MP-pool met behulp van volumeschattingen en gepubliceerde specifieke dichtheden (ρ; g cm3) van elk plastic polymeer (d.w.z. M = ρV). Massa wordt meestal gerapporteerd in μg/L
    OPMERKING: Om de onzekerheid te schatten die wordt gepropageerd in de massaberekening (relatieve fout massa, RE = SD/gemiddelde) voor elk deeltje, wordt de analytische onzekerheid in zowel het volume-algoritme als de gemiddelde dichtheid in aanmerking genomen door de volgende vergelijking13 toe te passen:
    figure-protocol-4(4)
    Waarbij R.E. vol de relatieve fout (Z.E. van de helling/helling) van de lineaire regressiehelling (3-D en "2-D volume")9 is. R.E. den is de relatieve variaties (S.E. / gemiddelde) in het bereik van gerapporteerde dichtheidswaarden voor elk polymeer in een specifiek deeltje.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Hier worden de resultaten gepresenteerd die zijn verkregen met behulp van de meest recente versie van de methodologie. De methode is gewijzigd ten opzichte van de oorspronkelijke toepassing 9,14. Voorbeelden die in dit artikel worden gebruikt, maken deel uit van een project om MP-vervuiling te beoordelen in drie belangrijke kustwaterlichamen van Long Island, NY: Great South Bay, het Peconic-estuarium en Shinnecock Bay. De hier ge...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze methodologie maakt het mogelijk om microplastic (MP) deeltjes zo klein als 1 μm te kwantificeren uit watermonsters die op filters zijn verzameld, waardoor gedetailleerde metingen van de hoeveelheid deeltjes, de chemische samenstelling, de grootte en de massa mogelijk zijn. Het is echter essentieel om bronnen van onzekerheid die inherent zijn aan deze benadering te herkennen en aan te pakken, vooral bij het analyseren van deeltjes kleiner dan 10 μm in complexe omgevingsmatrices.

...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen of persoonlijke relaties hebben die van invloed zouden kunnen zijn geweest op het werk dat in dit artikel wordt gerapporteerd.

Dankbetuigingen

De auteurs zijn Larissa Chraim, Anthony Hill, Alanna Chen, Maya Butkevich en Leslie Mejia dankbaar voor hun hulp bij het laboratorium en de data-analyse. Alle spectrale gegevens van Raman werden geproduceerd in het NAno Raman Molecular Imaging Laboratory (NARMIL) van SBU's School of Marine and Atmospheric Sciences, een gemeenschapsbron die zich toelegt op milieuwetenschappelijke toepassingen en is opgericht met NSF-MRI-subsidie OCE-1336724. Het onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door een Stony Brook University (SBU) seed grant en de SBU Presidential Dissertation Completion Fellowship CF21.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Aluminiumfolie elk commercieel merk
Analytische roestvrijstalen zeefRetsch GmbH, DuitslandDIN 4188
Anodisc-filtersWhatman
FilterhouderFisherBrand-Millipore SigmaXX1012542
Glazen flessenFisherBrand-Millipore Sigma02-912-313Elk glazen container werkt voor het bemonsteringsproces
Glazen trechterFisherBrand-Millipore SigmaXX1012514
Hidrogenperoxide 30 %Innovating Sciences7722-84-1
inVia confocale Raman microspectrofotometer Renishaw
Laminare werkbankLabconco of een andere laminaire werkbank voor laboratoriumgebruik
MetaalklemFisherBrand-Millipore SigmaXX1012503
Metalen pincetFisherBrand-Millipore Sigma13-820-061
MicroscoopglazenThermo Fisherhttps://www.thermofisher.com/
Nitril handschoenenKimtech55080-54
Nitrocellulose membraanfilters 0.22GVS filter technology 1214898
Radiale warmteovenLab Line Instruments 3609
VacuumpompWelch25468-01 A
WiRE 5.2Renishaw

Referenties

  1. Shim, W. J., Hong, S. H., Eo, S. E. Identification methods in microplastic analysis: A review. Anal Methods. 9 (9), 1384-1391 (2017).
  2. Song, Y. K., et al. A comparison of microscopic and spectroscopic identification methods for analysis of microplastics in environmental samples. Mar Pollut Bull. 93 (1-2), 202-209 (2015).
  3. Fries, E., et al. Identification of polymer types and additives in marine microplastic particles using pyrolysis-GC/MS and scanning electron microscopy. Environ Sci Process Impacts. 15 (10), 1949-1956 (2013).
  4. Löder, M. G. J., Gerdts, G. Marine Anthropogenic Litter. Marine Anthropogenic Litter. Bergmann, M., Gustow, M., Klages, L. , 201-228 (2015).
  5. Dekiff, J. H., Remy, D., Klasmeier, J., Fries, E. Occurrence and spatial distribution of microplastics in sediments from Norderney. Environ Pollut. 186, 248-256 (2014).
  6. Käppler, A., et al. Identification of microplastics by FTIR and Raman microscopy: a novel silicon filter substrate opens the important spectral range below 1300 cm(-1) for FTIR transmission measurements. Anal Bioanal Chem. 407, 6791-6801 (2015).
  7. Araujo, C. F., Nolasco, M. M., Ribeiro, A. M. P., Ribeiro-Claro, P. J. A. Identification of microplastics using Raman spectroscopy: latest developments and future prospects. Water Res. 142, 426-440 (2018).
  8. Primpke, S., Lorenz, C., Gerdts, G. An automated approach for microplastics analysis using focal plane array (FPA) FTIR microscopy and image analysis. Anal Methods. 9, 1499-1511 (2017).
  9. Medina Faull, L. E., Zaliznyak, T., Taylor, G. T. Assessing diversity, abundance, and mass of microplastics (~1-300 µm) in aquatic systems. Limnol Oceanogr Methods. 19, 369-384 (2021).
  10. Woodall, L. C., et al. The deep sea is a major sink for microplastic debris. J Soc Open Sci. 1, 140317(2014).
  11. Engel, A. Determination of marine gel particles. Practical Guidelines for the Analysis of Seawater. Wurl, O. , CRC Press. 139-150 (2009).
  12. Hillebrand, H., Dürselen, C. D., Kirschtel, D., Pollingher, U., Zohary, T. Biovolume calculation for pelagic and benthic microalgae. J Phycol. 35 (2), 403-424 (1999).
  13. Harris, D. Quantitative Chemical Analysis. 13, W.H. Freeman and Company. New York. (2007).
  14. Medina Faull, L. E., Zaliznyak, T., Taylor, G. T. From the Caribbean to the Arctic, the most abundant microplastic particles in the ocean have escaped detection. Mar Pollut Bull. 202, 116338(2024).
  15. Munno, K., et al. Patterns of microparticles in blank samples: a study to inform best practices for microplastic analysis. Chemosphere. , (2023).
  16. Lao, W., Wong, C. S. How to establish detection limits for environmental microplastics analysis. Chemosphere. 333, 138883(2023).
  17. Dawson, A., Santana, J., Nelis, M., Cherie, D., Motti, A. Taking control of microplastics data: a comparison of control and blank data correction methods. J Hazard Mater. 443 (Part A), 130218(2023).
  18. Prata, J. C., Manana, M. J., da Costa, J. P., Duarte, A. C., Rocha-Santos, T. What is the minimum volume of sample to find small microplastics: Laboratory experiments and sampling of Aveiro Lagoon and Vouga River, Portugal. Water. 12 (4), 1219(2020).
  19. Cowger, W., et al. Reporting guidelines to increase the reproducibility and comparability of research on microplastics. Appl Spectrosc. 74 (9), 1066-1077 (2020).
  20. Schymanski, D., Goldbeck, C., Humpf, H. U., Fürst, P. Analysis of microplastics in water by micro-Raman spectroscopy: release of plastic particles from different packaging into mineral water. Water Res. 129, 154-162 (2018).
  21. Erni-Cassola, G., Gibson, M. I., Thompson, R. C., Christie-Oleza, J. A. Lost, but found with Nile Red: A novel method for detecting and quantifying small microplastics (1 mm to 20 µm) in environmental samples. Environ Sci Technol. 51 (23), 13641-13648 (2017).
  22. Tamminga, M. Nile Red staining as a subsidiary method for microplastic quantification: A comparison of three solvents and factors influencing application reliability. SDRP J Earth Sci Environ Stud. 2 (2), 165-172 (2017).
  23. Klein, M., Fischer, E. K. Microplastic abundance in atmospheric deposition within the metropolitan area of Hamburg, Germany. Sci Total Environ. 685, 96-103 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Kwantificering van microplasticsDiversiteit van microplasticsabundantie van microplasticsMassa van microplasticsAquatische microplasticsRaman microspectroscopieChemische oxidatieDeeltjesgrootteverdelingFilterverstoppingMilieumicroplastics

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.