Het protocol beschrijft een methode voor het injecteren van tumorcellen via de percutane punctieroute in cisterna magna die leptomeningeale metastase bij muizen robuust induceert, waardoor trauma en extracraniële tumorbelasting worden verminderd.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Minimaal invasief Cisterna Magna-injectiemodel voor onderzoek naar leptomeningeale metastase bij muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Leptomeningeale metastase (LM), de verspreiding van kankercellen in de met cerebrospinale vloeistof (CSF) gevulde leptomeninges, is een zeldzame maar verwoestende complicatie van gevorderde solide tumoren. Patiënten met LM hebben vaak een slechte prognose, waarbij de overleving wordt gemeten in weken tot maanden. Het ontwikkelen van in vivo modellen die de complexiteit van LM nauwkeurig repliceren, is essentieel voor het begrijpen van de cellulaire en pathologische mechanismen en het evalueren van mogelijke therapieën. LM-modellen bij muizen worden meestal gemaakt door middel van intracardiale, halsslagader- of cisterna magna-injectie van tumorcellen. Intracardiale of halsslagaderinjecties resulteren echter vaak in een aanzienlijke extracraniële en hersentumorbelasting, wat bioluminescente beeldvorming bemoeilijkt en leidt tot mortaliteit die geen verband houdt met LM. Ondertussen vereist conventionele cisterna magna-injectie invasieve procedures, zoals huidincisie en spierdissectie, waardoor het zowel traumatisch als arbeidsintensief is. Hier beschrijven we een minimaal invasieve procedure voor injectie van tumorcellen in de leptomeningeale ruimte via de cisterna magna zonder dat er een incisie in de huid nodig is. Deze aanpak vermindert extracraniële tumorvorming, minimaliseert chirurgisch trauma en verkort de tijd en postoperatieve zorg die nodig zijn in vergelijking met andere chirurgische methoden. Belangrijk is dat het consequent LM induceert met minimale infiltratie van hersenparenchym, zoals bevestigd door twee-fotonmicroscopie en histologische analyse. Deze gestroomlijnde aanpak biedt een efficiënt en betrouwbaar model voor het bestuderen van LM in preklinisch onderzoek.
Inleiding
De gemetastaseerde ziekte blijft de grootste uitdaging voor patiënten met gevorderde kankers. Leptomeningeale metastase (LM) verwijst naar de verspreiding van kankercellen naar de pia mater, arachnoïdale mater en subarachnoïdale ruimte. LM van solide tumoren komt steeds vaker voor bij longkanker (9%-25%), borstkanker (5%-20%) en melanoom (6%-18%)1,2, grotendeels als gevolg van een langere overleving en verbeterde diagnostische technieken. Kankercellen kunnen de leptomeningeale ruimte via meerdere routes binnendringen, waaronder 1) directe invasie via perifere structuren zoals dura mater, bot en zenuwen; 2) hematogene verspreiding door het veneuze systeem; en 3) toegang via de arteriële circulatie, waar kankercellen door gefenestreerde vaten in de plexus choroides glippen en vervolgens in de met hersenvocht gevulde ventrikels 3,4,5. Tumorcellen die de leptomeningeale ruimte binnenkomen, worden geconfronteerd met meerdere uitdagingen, waaronder ontbering van groeifactoren, beperkte metabole tussenproducten en hypoxische aandoeningen6. Vanwege het gebrek aan geschikte hulpmiddelen en technieken wordt echter slecht begrepen hoe tumorcellen door deze routes navigeren en onherbergzame omstandigheden overwinnen om de leptomeningeale ruimte te koloniseren. Ondanks de vooruitgang in multimodale therapieën, waaronder radiotherapie, systemische behandeling en intrathecale injectietherapie, blijft de prognose voor LM-patiënten slecht, met overleving doorgaans variërend van 2 tot 4 maanden 3,7,8,9. Er is dus dringend behoefte aan een beter begrip van de biologie van leptomeningeale metastase om de huidige behandelingen te verbeteren en nieuwe, gerichte therapieën te ontwikkelen. Om dit te bereiken is de ontwikkeling van in vivo modellen nodig die de complexe kenmerken van LM samenvatten.
In tegenstelling tot metastasen in organen zoals de lever, het bot en de hersenen, ontwikkelt LM zich meestal jaren na de diagnose van de primaire tumor 10,11,12. Evenzo is LM in muismodellen met spontane metastase zeldzaam vanwege de lage incidentie en het feit dat muizen doorgaans bezwijken aan metastasen op andere plaatsen. Experimentele LM-modellen bij muizen kunnen op verschillende manieren worden gemaakt, waaronder intracardiale, intracarotisslagader of, als alternatief, directe injectie in de cisterna magna of hersenventrikels. Hoewel intracardiale injectie van kankercellen veel wordt gebruikt9, resulteert dit vaak in een aanzienlijke extracraniële tumorbelasting, waardoor mortaliteit ontstaat die geen verband houdt met LM. Alternatieve benaderingen, zoals het injecteren van tumorcellen via de halsslagader13,14, vereisen uitgebreide gespecialiseerde middelen en resulteren in grote chirurgische incisies, die traumatisch zijn. Bovendien leidt deze methode ook voornamelijk tot metastase in het hersenweefsel zelf, in plaats van leptomeninges, en is het tijdrovend en inefficiënt voor het opstellen van LM-modellen15. Injectie in de cisterna magna maakt directe afgifte van tumorcellen in de leptomeningeale ruimte mogelijk. Verschillende onderzoeken hebben deze benadering gebruikt om LM-mechanismen te onderzoeken en nieuwe behandelingen te evalueren 6,16,17.
In dit manuscript presenteren we een handig trans-cisterna magna injectieprotocol met een directe percutane punctie om snel en stabiel een grotere hoeveelheid muizen met LM te genereren. Deze methode omzeilt de hersen-bloedbarrière en maakt daardoor een efficiënt xenotransplantaat van tumorcellen in de leptomeninges-ruimte mogelijk. Het vermindert ook aanzienlijk het chirurgische trauma en de proceduretijd, terwijl het op betrouwbare wijze LM bij muizen induceert. We bevestigden het voorkomen van LM met minimale infiltratie in het hersenparenchym, zoals geverifieerd door twee-fotonmicroscopie en histologische analyse. Daarom repliceert het resulterende model getrouw de complexe micro-omgeving van LM, wat een waardevol hulpmiddel biedt om ziekte-geassocieerde cellulaire en pathologische mechanismen te bestuderen en potentiële therapieën te evalueren.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dierproeven in dit manuscript zijn beoordeeld en goedgekeurd door de ZJU-Laboratorium Dierenwelzijn en Ethische Toetsingscommissie (ZJU20230155). C57BL/6J- en NSG-muizen werden verkregen uit en gehuisvest onder specifieke pathogeenvrije omstandigheden in het ZJU Laboratory Animal Center. Dit protocol maakt gebruik van de muizenlongkankercellijn, Lewis-longcarcinoom (LLC1), en de menselijke longkankercellijn, A549, beide gelabeld met GFP en vuurvliegluciferase. Beide cellijnen worden vriendelijk ter beschikking gesteld door Dr. Xiang H. F. Zhang (Baylor College of Medicine, VS)18. Hier gebruiken we LLC1-cellen als voorbeeld. De procedure voor de injectie van A549-cellen is bijna identiek, behalve dat 6 x 104 A549-cellen in NSG-muizen werden geïnjecteerd.
1. Voorbereiding van kankercellen voor injectie
- Kweek 1,0 x 106 LLC1-cellen in DMEM aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS) en 0,1 mg/ml penicilline-streptomycine bij 37 °C in een 5% CO2 -incubator. Wanneer cellen 70%-90% samenvloeiing bereiken, trypsiniseer ze dan gedurende 1 minuut met behulp van 2 ml 0,25% trypsine/EDTA-oplossing. Centrifugeer de cellen 3 minuten op 300 x g , was ze 2x met ijskoude PBS en suspendeer ze opnieuw in 1 ml fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
- Beoordeel de concentratie van levensvatbare cellen met behulp van een Trypan Blue-oplossing en een hemocytometer19. Zorg ervoor dat de levensvatbaarheid van de cellen groter is dan 90%, waarbij de meeste cellen enkelvoudig zijn. Pas de celconcentratie aan op 2 x 106 cellen/ml in ijskoude PBS.
- 50 μl van de cel suspensie in afzonderlijke microcentrifugebuisjes om herhaaldelijk pipetteren te voorkomen.
- Bewaar de celsuspensies op ijs totdat ze klaar zijn voor injectie. Injecteer 10 μL GFP-Luciferase-gelabelde LLC1-cellen per muis in dit protocol, wat overeenkomt met 2 x 104 cellen per muis.
OPMERKING: Pas het celaantal indien nodig aan op basis van de metastatische kinetiek van de geïnjecteerde cellijnen.
2. Bereiding van muizen
OPMERKING: In deze studie werden mannelijke C57BL/6J-muizen in de leeftijd van 6-8 weken gebruikt.
- Autoclaaf alle chirurgische instrumenten en handschoenen verpakt met chirurgische lakens. Ontsmet het werkblad en de niet-chirurgische apparatuur met 75% ethanol en bedek het werkgebied vervolgens met waterdichte gordijnen.
- Bereid een schone dierenkooi en een warmhoudkussen voor voor herstel na de procedure.
- Verdoof de muis door subcutaan 2% tribroomethanol (200 mg/kg) te injecteren. Controleer de diepte van de anesthesie met behulp van een knijptest voordat u verder gaat. Breng steriele oogzalf aan om de ogen te beschermen tegen beschadiging van het hoornvlies zodra de muis is verdoofd.
- Scheer de vacht vanaf het achterste achterhoofdsgebied met behulp van een tondeuse, gevolgd door het aanbrengen van ontharingscrèmes om de vacht in hetzelfde gebied volledig te verwijderen.
- Plaats de muis in buikligging met de nek over een centrifugebuis van 15 ml. Zet het hoofd en de onderrug vast met tape en palpeer de ruimte tussen het achterhoofd en de C1-wervel met de wijsvinger (Figuur 1).
- Desinfecteer het achterste achterhoofdsgebied door drie rondes af te vegen met 75% met ethanol gedrenkte steriele wattenstaafjes, gevolgd door betadine chirurgische scrub. Bedek de niet-steriele delen van het dier met een steriel laken.
3. Cisterna magna injectie
OPMERKING: Aseptische technieken zijn vereist voor de volgende stappen, inclusief het gebruik van persoonlijke beschermingsmiddelen en steriele handschoenen.
- Pipetteer voorzichtig de celsuspensie en aspireer 10 μl voor injectie met een insulinespuit van 31 g en 8 mm.
- Palpeer het gebied tussen het achterhoofd en C1 van de muis met de wijsvinger om de precieze prikplaats aan de onderste mediane rand van de achterste achterhoofdsschedel te lokaliseren. Markeer deze site indien nodig.
- Steek de naald in een hoek van 45°-50° in de cisterna magna via de geïdentificeerde prikplaats en ga vooruit naar een diepte van 4 mm. Een duidelijk doorbraakgevoel geeft aan dat de naald met succes de cisterna magna is binnengegaan.
- Als de prikplaats moeilijk te vinden is, maak dan een kleine incisie van 3-5 mm op oorhoogte om de achterste middellijn bloot te leggen. Als een chirurgische incisie nodig is, dien dan Meloxicam (5 mg/kg/dag) en buprenorfine (0,1 mg/kg) subcutaan toe 1 uur voor de operatie.
- Injecteer de celsuspensie langzaam door de zuiger van de spuit naar voren te schuiven en houd de spuit stabiel met de hand op de tafel.
- Houd de spuit na inoculatie nog 10 seconden op zijn plaats om de intracraniële druk in evenwicht te brengen. Trek vervolgens de naald terug en druk gedurende 1-2 minuten op de prikplaats met een steriel wattenstaafje.
4. Zorg na injectie
- Breng de dieren over naar schone kooien op een verwarmingskussen en houd ze nauwlettend in de gaten totdat ze volledig hersteld zijn.
- Als er een incisie wordt gemaakt, sluit de wond dan met weefsellijm en clips. Dien gedurende 2-3 dagen na de operatie extra pijnstillers toe om de pijn onder controle te houden en het herstel te bevorderen.
- Houd de muizen gedurende 7 dagen na de ingreep nauwlettend in de gaten en controleer dagelijks de fysieke activiteiten van de dieren en het uiterlijk rond de injectieplaats.
5. Beoordeling van de groei van leptomeningeale tumoren
- Bioluminescentie beeldvorming
- Verdoof de muis en dien D-luciferine (150 μg/g) toe in de retroorbitale ader. Plaats de muizen in de beeldvormingskamer en plaats ze in een daarvoor bestemde neuskegel op het anesthesiespruitstuk. Gebruik lichtschotten tussen dieren om signaalinterferentie te minimaliseren.
- Breng de dieren direct in beeld met behulp van het IVIS-systeem met een belichtingstijd tussen 0,5 s en 2 min6. Bevestig succesvolle inoculatie van tumorcellen in de leptomeningeale ruimte door een dispersief bioluminescerend signaal over het hoofd en het ruggenmerg (Figuur 2A).
- Monitor de progressie van LM door middel van bioluminescentiebeeldvorming om de 4 dagen. Pas beeldvormingsintervallen aan op basis van de kinetiek van de tumorgroei.
- Histologische analyse
- Verdoof de muizen wanneer ze aanzienlijk minder actief waren of 20% van hun lichaamsgewicht hadden verloren en snijd de huid en ribben om hun borstholte bloot te leggen. Steek voorzichtig een canule met stompe punt in de linkerventrikel en beweeg de canule naar de aorta ascendens. Verfuseer het dier langzaam met 20 ml PBS door de canule.
- Gebruik een schaar om het hoofd te verwijderen en maak een incisie in de middellijn van de hoofdhuid om de schedel bloot te leggen. Snijd de omringende zachte weefsels weg. Knip langs de orbitale richel, steek vervolgens een schaar in het foramen magnum en ga voorzichtig met opwaartse druk langs het binnenoppervlak van de schedel om weefselbeschadiging te voorkomen.
- Verwijder de schedelbeenderen en verwijder vervolgens voorzichtig de hersenen. Fixeer de hersenen gedurende 24 uur in 4% paraformaldehyde bij 4 °C en breng het vervolgens in evenwicht met 15% sucrose PBS-oplossing gedurende 24 uur, gevolgd door 30% sucrose PBS-oplossing gedurende nog eens 24 uur bij 4 °C.
- Plaats het weefsel in een cryomold gevuld met Optimal Cutting Temperature (OCT) -compound en bewaar het vervolgens 30 minutenen 20 op droogijs.
- Snijd de OCT-ingebedde hersenen in secties van 10 μm dik met behulp van een cryostaat. Bewaar de secties in een vriezer van -80 °C tot verdere toepassing.
- Voer Hematoxyline/Eosine (H&E) kleuring uit op de dia's van de hersenen21. De aanwezigheid van tumorcellen aan de hersenrand geeft aan dat metastase uitsluitend in de leptomeningeale ruimte plaatsvindt (Figuur 3 en Tabel 1).
- Microscopie van twee fotonen
- Verdoof de muizen met LM. Verwijder de hoofdhuid die het dorsale schedeloppervlak bedekt met een tang en een schaar. Gebruik een scalpelmes om het dunne periosteum van het oppervlak van de schedel te verwijderen.
- Dun de schedel uit met een schuurboor totdat de vaten zichtbaar zijn door de uitgedunde schedel. Stabiliseer het observatiegebied van de muiskop met een driehoekig kopstuk dat is vastgezet met weefsellijm22,23.
- Dien 0,025 ml 5% (m/v) TRITC-dextran toe in een infraorbitale ader om de bloedvaten22 te labelen.
- Voer twee-fotonmicroscopie uit door de beeldvormingsvensters en reconstrueer de leptomeningeale ruimte (Figuur 4). Detecteer het bot door tweede harmonische fluorescentie bij 450 nm emissie met 900 nm excitatie24. Visualiseer GFP-gelabelde tumorcellen en dextraangemgelabelde bloedvaten door fluorescentiesignalen te verzamelen bij 507 nm en 572 nm emissie met respectievelijk 900 nm en 1000 nm excitatie.
- Stereo fluorescentie microscoop
- Verwijder het muizenbrein en plaats het onder een stereomicroscoop. Visualiseer GFP-gelabelde cellen met behulp van een GFP-specifieke filterset (Afbeelding 5).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Figuur 1 illustreert de plaatsing van de muis voor injectie en de prikplaats vanuit zijaanzichten en vooraanzichten. Figuur 2 toont representatieve in vivo bioluminescentiebeelden van dieren die zijn getest voor het genereren van LM via verschillende benaderingen. GFP-luciferase-gelabelde LLC1-cellen werden via verschillende routes in de dieren geïnjecteerd, gevolgd door bioluminescente beeldvorming. Z...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
LM is een agressieve en fatale aandoening. Zodra de tumorcellen uitzaaien naar de met hersenvocht gevulde ruimte, verspreiden ze zich snel door het hele centrale zenuwstelsel25. Deze cellen bezinken en dringen de hersenen, het ruggenmerg, de hersenzenuwen en de ruggenmergzenuwen binnen, wat uiteindelijk leidt tot snelle neurologische achteruitgang en uiteindelijk de dood17. Om de onderliggende pathofysiologische mechanismen beter te begrijp...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren geen belangenconflict.
Dankbetuigingen
De auteurs bedanken de leden van het Zhang-laboratorium voor hun waardevolle discussies en hulp tijdens dit onderzoek. W.Z. wordt ondersteund door de Fundamental Research Funds for the Zhejiang Provincial Universities (2023QZJH60), het Science Fund Program for Distinguished Young Scholars van de National Natural Science Foundation of China (588020-X42306/041) en het startfonds van het Life Sciences Institute van de Zhejiang University.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1.5ml Eppendorf tubes | Biosharp | BS-15-M-S | |
| 15ml centrifuge tube | LABSELECT | CT-002-15A | |
| 31G x 8mm insulin syringe(0.3ml) | Promisemed | / | |
| Abrasive drill | GLOBALEBIO | GEGZ-AM1 | |
| Animal heat mat | woggee | / | |
| Cryomold | Supin | SP-AB-7 x 7 x 5 | |
| Depilatory creams | Nair | 1.00023E+11 | |
| D-Luciferin | Gold Biology | LUCK-1G | |
| DMEM | Gibco | C11995500CP | |
| FBS | Gibco | 10270-106 | |
| IVIS Spectrum | Caliper | / | |
| Ketamine | Jiangsu Hengrui Pharmaceuticals Co., Ltd. | H20193336 | |
| Optimal Cutting Temperature | Sakura | 4583-1 | |
| Paraformaldehyde | SCR | 80096618 | |
| PBS | Servicebio | G4202-500ML | |
| Pen/Strep Amphotericin B | Gibco | 15140122 | |
| Shaver | Hipidog | 2103CGMJ3373-GQ22N526 | |
| Stereo fluorescence microscope | Olympus | / | |
| Straight forceps | Beyotime | FS019 | Moet geautoclaveerd worden |
| Surgical scissors | Beyotime | FS001 | Moet geautoclaveerd worden |
| Triangular mouse fixation head piece | Transcend vivoscope | TVS-FDM-027 | |
| TRITC-dextran, MW 70000 | MedChemExpress | HY-158082C | |
| Trypsin/EDTA solution | Gibco | 25200056 | |
| Two-photon laser scanning microscopy | Olympus | / | |
| Vetbond Tissue Adhesives | 3M | 1469SB | |
| Xylazine | Sigma | X1126 |
Referenties
- Wilcox, J. A., et al. Leptomeningeal metastases from solid tumors: A Society for Neuro-Oncology and American Society of Clinical Oncology consensus review on clinical management and future directions. Neuro Oncol. 26 (10), 1781-1804 (2024).
- Wasserstrom, W. R., Glass, J. P., Posner, J. B. Diagnosis and treatment of leptomeningeal metastases from solid tumors: experience with 90 patients. Cancer. 49 (4), 759-772 (1982).
- Remsik, J., Boire, A. The path to leptomeningeal metastasis. Nat Rev Cancer. 24 (7), 448-460 (2024).
- Kokkoris, C. P. Leptomeningeal carcinomatosis. How does cancer reach the pia-arachnoid. Cancer. 51 (1), 154-160 (1983).
- Remsik, J., et al. Leptomeningeal metastatic cells adopt two phenotypic states. Cancer Rep. 5 (4), e1236(2022).
- Chi, Y., et al. Cancer cells deploy lipocalin-2 to collect limiting iron in leptomeningeal metastasis. Science. 369 (6501), 276-282 (2020).
- Yin, K., et al. A molecular graded prognostic assessment (molGPA) model specific for estimating survival in lung cancer patients with leptomeningeal metastases. Lung Cancer. 131, 134-138 (2019).
- Li, Y. S., et al. Leptomeningeal Metastases in Patients with NSCLC with EGFR Mutations. J Thorac Oncol. 11 (11), 1962-1969 (2016).
- Li, Y. S., et al. Unique genetic profiles from cerebrospinal fluid cell-free DNA in leptomeningeal metastases of EGFR-mutant non-small-cell lung cancer: a new medium of liquid biopsy. Ann Oncol. 29 (4), 945-952 (2018).
- Posner, J. B., Chernik, N. L. Intracranial metastases from systemic cancer. Adv Neurol. 19, 579-592 (1978).
- Kuiper, J. L., et al. Treatment and survival of patients with EGFR-mutated non-small cell lung cancer and leptomeningeal metastasis: A retrospective cohort analysis. Lung Cancer. 89 (3), 255-261 (2015).
- Tsukada, Y., Fouad, A., Pickren, J. W., Lane, W. W. Central nervous system metastasis from breast carcinoma. Autopsy study. Cancer. 52 (12), 2349-2354 (1983).
- Singh, M., Bakhshinyan, D., Venugopal, C., Singh, S. K. Preclinical Modeling and Therapeutic Avenues for Cancer Metastasis to the Central Nervous System. Front Oncol. 7, 220(2017).
- Shi, M. X., et al. PROTAC EZH2 degrader-1 overcomes the resistance of podophyllotoxin derivatives in refractory small cell lung cancer with leptomeningeal metastasis. BMC Cancer. 24 (1), 504(2024).
- Choi, S. A., et al. In vivo bioluminescence imaging for leptomeningeal dissemination of medulloblastoma in mouse models. BMC Cancer. 16 (1), 723(2016).
- Zhao, J., et al. Dura immunity configures leptomeningeal metastasis immunosuppression for cerebrospinal fluid barrier invasion. Nat Cancer. 5 (12), 1940-1961 (2024).
- Boire, A., et al. Complement Component 3 Adapts the Cerebrospinal Fluid for Leptomeningeal Metastasis. Cell. 168 (6), 1101-1113.e13 (2017).
- Zhang, W., et al. Metastasis Initiation Is Coupled with Bone Remodeling through Osteogenic Differentiation of NG2+ Cells. Cancer Discov. 13 (2), 474-495 (2023).
- Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods Mol Biol. 740, 7-12 (2011).
- Green, T. R. F., Ortiz, J. B., Harrison, J. L., Lifshitz, J., Rowe, R. K. Simultaneous Cryosectioning of Multiple Rodent Brains. J Vis Exp. (139), e58513(2018).
- Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue Processing and Hematoxylin and Eosin Staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
- Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J Vis Exp. (61), e3742(2012).
- Shih, A. Y., et al. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).
- Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nat Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
- Wilcox, J. A., Li, M. J., Boire, A. A. Leptomeningeal Metastases: New Opportunities in the Modern Era. Neurotherapeutics. 19 (6), 1782-1798 (2022).
- Zhang, C., Lowery, F. J., Yu, D. Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis. J Vis Exp. (120), e55085(2017).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
