Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Aanvalsactiviteit geïnduceerd door elektroshocks bij Drosophila-larven

1.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68431

⸱

6 juni 2025

 ,  , 
1Division of Neuroscience, School of Biological Sciences, Faculty of Biology, Medicine and Health, University of Manchester, Manchester Academic Health Science Centre

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft het gebruik van Drosophila-larven om unieke anti-epileptische verbindingen voor de behandeling van epilepsie te identificeren.

Samenvatting

Epilepsie vormt een aanzienlijke gezondheidslast die wordt verergerd door een groot aantal personen die ongevoelig zijn voor geneesmiddelen. Hoewel sommige patiënten die ongevoelig zijn voor geneesmiddelen reageren op niet-medicamenteuze behandelingen (bijv. stimulatie van de nervus vagus, ketogeen dieet, enz.), is het laatste redmiddel voor velen een uitdagende en dure operatie om verlichting te bieden van epileptische aanvallen. Hoewel algemeen wordt erkend dat anti-epileptica met een breder scala aan doelen nodig zijn, is de hindernis om dit te bereiken de identificatie van nieuwe medicijndoelen. Genetisch handelbare modeldieren zijn in dit opzicht veelbelovend. De fruitvlieg, Drosophila melanogaster, is een krachtig model geworden voor het onderzoeken van de mechanistische basis van en betere behandelingen voor epileptische aanvallen. Veel geïdentificeerde vliegenmutaties leiden ertoe dat larven en volwassenen aanvalsachtige activiteit vertonen als reactie op sterke stimulatie (elektrisch, mechanisch en/of thermisch). Veel van deze mutaties bevinden zich in genen die homoloog zijn aan de genen die bijdragen aan menselijke genetische epilepsie (bijv. het spanningsafhankelijke Na+ -kanaal). Het is nu ook mogelijk om een vliegengen te vervangen door zijn menselijke equivalent dat bovendien een ziektegerelateerde mutatie draagt. Zo is de nederige vlieg een avatar geworden om menselijke ziekten te modelleren. Deze studie beschrijft een geschikte methode om Drosophila-larven te gebruiken voor drugsscreening met een lage tot gemiddelde doorvoer om unieke verbindingen en hun doelen te identificeren die anti-epileptisch potentieel hebben.

Inleiding

Epilepsie blijft een aanzienlijke gezondheidslast en treft ongeveer 1% van de bevolking wereldwijd. Hoewel er nu meer dan 30 anti-epileptica (ASM's) bestaan voor klinische behandeling, blijft ongeveer een derde van de mensen met epilepsie resistent voor geneesmiddelen, wat betekent dat ze niet goed reageren op medicamenteuze behandeling 1,2. Beschikbare medicijnen zijn ook alleen palliatief en voorkomen als zodanig geen epileptogenese, noch bieden ze genezing3. Er is dus een kritieke behoefte om betere epilepsiebehandelingen te identificeren. Een wegversperring voor de ontwikkeling van effectievere behandelingen is de identificatie van nieuwe doelwitten voor geneesmiddelen. Inderdaad, bijna alle huidige ASM's beïnvloeden vergelijkbare doelen: ionkanalen, waaronder het spanningsafhankelijke natriumkanaal (Nav), en remmende neurotransmissie gemedieerd door γ-aminoboterzuur (GABA)4,5. Het is algemeen aanvaard dat het onwaarschijnlijk is dat voortgezet gebruik van traditionele methoden voor de ontwikkeling van geneesmiddelen dit scenario radicaal zal veranderen.

Laboratoriummodeldieren, waaronder, maar niet beperkt tot, de fruitvlieg Drosophila melanogaster en de zebravis Danio rerio, zijn bruikbaar voor de identificatie van nieuwe ASM's 6,7,8. Inderdaad, een PubMed-zoekopdracht naar 'Drosophila + aanval' levert 342 resultaten op, terwijl dezelfde zoekopdracht naar zebravissen 578 resultaten oplevert (beide zoekopdrachten werden uitgevoerd op 29januari 2025). Hoewel het aantal vergelijkbare studies bij muizen in het niet valt (~15.000), blijft het aantal studies met modelsystemen groeien. Deze studies zijn mogelijk dankzij het mechanistische behoud van de CZS-functie over phyla. Bovendien worden geïnduceerde aanvallen bij vliegen en vissen effectief behandeld met klinisch gebruikte ASM's, wat aantoont dat hoewel de nuances van aanvalsgedrag uiterlijk anders kunnen lijken, de onderliggende mechanismen veel gemeen hebben 7,9,10.

De fruitvlieg, Drosophila, heeft veel baanbrekende bijdragen geleverd aan het begrijpen van de menselijke biologie. Met betrekking tot epilepsie biedt dit modelsysteem een ongeëvenaarde genetische gereedschapskist in combinatie met identificeerbare en experimenteel toegankelijke neuronen7. Bovendien zijn de connectomen voor zowel het larvale als het volwassen CZS nu gepubliceerd en zijn er tal van celspecifieke genetische driverlijnen geïdentificeerd11,12. Het is veelbetekenend dat bij toeval een klasse van mutaties werd geïdentificeerd waarbij volwassen vliegen reageren op sterke mechanische stimulatie door een verlies van houding en aanvalsachtige activiteit (bijv. zoemen van de vleugel, schudden van de benen, enz.). Deze klasse van mutaties wordt 'knalgevoelig' genoemd13,14,15,16. Sindsdien is een tweede klasse van epilepsiemutaties geïdentificeerd die reageert op verhoogde temperatuur, een weerspiegeling van menselijke koortsstuipen17,18. De experimentele handelbaarheid van volwassen vliegen is echter enigszins verminderd in vergelijking met het larvale stadium van hetzelfde insectenmodel. Het kan bijvoorbeeld moeilijk zijn om volwassen vliegen te voeden, en meer invasieve technieken zoals elektrofysiologie en optogenetica kunnen een grotere uitdaging zijn. Daarentegen eet de Drosophila-larve constant om zijn lichaamsvolume in slechts 5 dagen met ~100-voudig uit te breiden om verpopping mogelijk te maken. Daarom kunnen we erop vertrouwen dat we in de larvale stadia voldoende met medicijnen kunnen voeren. Embryogenese is goed gedocumenteerd en kan nauwkeurig worden geënsceneerd, en het heeft op zijn beurt belangrijke mijlpalen in de ontwikkeling van het CZS geïdentificeerd, waaronder de eerste verwerving van neuronale elektrische eigenschappen tot en met circuitvorming19. Eenmaal uitgekomen doorloopt een larve 3 vervellingen (of instars) totdat hij op dag 5 'zwerft', waarna hij het voedsel verlaat om een veilige plek te vinden om te verpoppen. Na ~100 uur verpopping komt er een volwassen vlieg tevoorschijn met een nieuw lichaam en CZS (Figuur 1).

Technieken om epileptische aanvallen bij volwassenen op te wekken zijn niet goed geschikt voor larvale stadia. Larven hebben geen sensorische haren, waarvan de gesynchroniseerde activering tijdens mechanische stimulatie tot een aanval kan leiden. Om deze moeilijkheden te overwinnen, werd dus een elektroshocktechniek ontwikkeld om epileptische aanvallen op te wekken in het zwervende larvale stadium. De daaropvolgende vergelijkende analyse van aanvalsinductietechnieken bij zowel larven als volwassenen laat zien dat elektroshocks van larven veel minder afhankelijk zijn van het mutatietype (bijv. knalgevoelig versus temperatuur). Daarom stellen we voor dat deze techniek de voorkeursmethode is voor het testen van nieuwe mutaties waarbij de optimale inductiemethode voor aanvallen onbekend is20. De elektroshocktechniek voor larven is eenvoudig, snel en vereist minimale apparatuur. Deze techniek biedt een efficiënt middel om nieuwe verbindingen, of genetische therapieën, te screenen op anti-epileptische werkzaamheid bij een reeks mutaties die de genetische diversiteit van menselijke epilepsie weerspiegelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De fruitvlieg, Drosophila melanogaster, wordt in dit onderzoek gebruikt (zie sectie Resultaten voor details). Deze techniek is het meest geschikt voor zwervende larven van de derde instar (L3). Het experimentele protocol is relatief eenvoudig, maar vereist oefening om te perfectioneren. Onze ervaring is dat nieuwe studenten ongeveer 2 weken nodig hebben om de test onder de knie te krijgen en veel baat hebben bij het bekijken van andere, meer ervaren onderzoekers die de test in realtime uitvoeren met behulp van een camera-enabled dissectiemicroscoop of iets dergelijks. De reagentia en de apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Larvale selectie

  1. Verzamel larven van de zijkanten van vliegenflesjes/flessen met standaardvoer (5 L water, 390 g glucose, 360 g maïs, 250 g gist, 40 g agar, 135 ml nipagin, 15 ml propionzuur).
  2. Gebruik alleen larven die actief in beweging zijn en het voer hebben verlaten om langs de zijkanten van de container omhoog te kruipen (zwervende derde instars, L3). Selecteer geen voorpoppen, die een sterk verminderde voortbeweging vertonen.

2. Procedure voor elektroshocks

  1. Verwijder een enkele zwervende L3 en breng deze over naar een klein plastic petrischaaltje (grootte doet er niet toe) en was deze voorzichtig met ddH2O om voedselresten te verwijderen. Een klein (000) penseel is hiervoor geschikt.
  2. Breng de enkelvoudig gewassen larve met een penseel over naar een lege plastic schaal (nogmaals, de grootte doet er niet toe). Droog de larve af met een klein stukje keukenpapier dat met een tang wordt vastgehouden. Verwijder overtollig ddH2O, maar droog de larven niet volledig af om te voorkomen dat ze aan de plastic schaal blijven plakken.
  3. Laat de larve 30 s herstellen. Dit vergemakkelijkt een gemakkelijke plaatsing van de elektroshocksonde (zie hieronder).
  4. Bekijk de larven onder een dissectiemicroscoop met laag vermogen (15-20x) en zodra het normale kruipgedrag wordt hervat, plaatst u de elektroshocksonde voorzichtig (zie stap 3 voor details en figuur 2A) op het voorste dorsale oppervlak van de larve boven de geschatte positie van het CZS (zie figuur 2C).
    OPMERKING: Deze stap is van cruciaal belang, er moet voldoende druk worden uitgeoefend om een goede geleiding tussen sondedraad en nagelriem te bieden, maar zorg ervoor dat u de larven niet beschadigt. Plet de larve dus met ongeveer een derde tot de helft van zijn diepte.
  5. Oefen een puls van 2 s met constante spanning uit, waarvan de sterkte vooraf is bepaald via een titratiecurve (Figuur 3). Elke geïsoleerde spanningsstimulator is hier geschikt. Degene die hier wordt gebruikt, wordt weergegeven in figuur 2B.
  6. Start na de elektrische schok een timer. Als reactie op de schok initiëren larven tijdelijke verlamming, gevolgd door incidentele spasmen van spieractiviteit en rolgedrag van de lichaamswand, waardoor het normale kruipgedrag wordt gestopt.
  7. Stop de timer wanneer de larve duidelijk is verwijderd van zijn oorspronkelijke plaats op de schaal. De duur van de aanval, of hersteltijd (RT), wordt gedefinieerd als de periode tussen het begin van de stimulus en de hervatting van het normale kruipgedrag (bijv. een volledige voorwaartse peristaltische golf die resulteert in voorwaartse beweging).
  8. Aan het einde van elke dag maken we de sondedraden zorgvuldig schoon door ze eerst af te spoelen met 100% ethanol, gevolgd door ddH2O. Inspecteer de draden zorgvuldig onder vergroting en gebruik indien nodig een tang om eventuele resten voorzichtig van de draden te schrapen. Zorg ervoor dat u de afstand tussen de twee draden niet wijzigt wanneer u dit doet.

3. Constructie van elektroshocksonde

  1. Er is 2 x 1 m lange elektrische draad nodig (moet dun en flexibel zijn, d.w.z. geschikt voor ~3 A). Soldeer aan het einde van elke draad een 5 cm lange wolfraamdraad (om het contact te maximaliseren, wikkelt u de wolfraamdraad rond een blootliggend uiteinde van de elektrische draad voordat u gaat solderen). Soldeer push-fit connectoren (bijv. banaanstekkers) aan het andere uiteinde van de draden, geschikt voor eenvoudige aansluiting op de spanningsstimulator.
  2. Bevestig beide wolfraamdraden aan een elektrodehouder zodat de draden evenwijdig aan elkaar zijn (Afbeelding 2). Kleine stukjes glazen capillairen (~2 cm lang) worden gebruikt om de draden op hun plaats te houden onder de sondeborgschroef.
  3. Gebruik een tang om de draden zo te buigen dat ze tot op 1-2 mm nauwkeurig komen in de buurt van waar ze de draadhouder verlaten. Het buigen van wolfraamdraden is niet eenvoudig omdat de draden een 'geheugen' behouden - doorzettingsvermogen is dus vereist. Tips om dit proces te ondersteunen, zijn onder meer het gebruik van elektrische isolatietape en/of blu-tack (of soortgelijke modelleerplamuur) om de draden in de juiste richting/afstand te houden.

4. Kalibratie van de sonde

  1. Zorg ervoor dat er voorraden zwervende L3 zijn van een geschikt wildtype (negatieve controle) en een aanvalsmutant (positieve controle). ~100 van elk is nodig.
  2. Bereid de larven één voor één voor, zoals hierboven beschreven.
  3. Gebruik de sonde om een reeks spanningen toe te passen op voldoende larven van elk genotype voor elke geteste spanning. Er wordt voorgesteld om 0 V, 2 V, 4 V, 6 V, 8 V, 10 V en 12 V toe te passen gedurende 2 s tussen 10-15 larven per spanning. Schok elke larve slechts één keer.
  4. Meet de hersteltijd voor elke larve en bereken het gemiddelde voor elke spanningsstap die voor beide genotypen wordt toegepast.
  5. Zet de gemiddelden uit op een grafiek en pas de gegevens aan met een rechte lijn.
  6. Selecteer een spanning met een duidelijk en significant verschil tussen de controle- en aanvalsmutant. Pas op dat u geen spanning kiest die een te lange hersteltijd produceert; Anders zal de productiviteit eronder lijden vanwege de lange wachttijd voor herstel.
    OPMERKING: In deze studie werd vaak een stimulatiespanning gebruikt die resulteert in een hersteltijd van 50-100 s voor wildtype en 200-300 s voor parabss. Voorbeeldkalibratiecurves worden weergegeven in figuur 3. Het is belangrijk om 0 V te gebruiken om rekening te houden met het drukken van de sonde op het dorsale oppervlak van een larve. Dit zal een zekere mate van verlamming veroorzaken, wat waarschijnlijk een afweermechanisme van de larve is.

5. Uitvoering van experimenten

  1. Elektroshocklarve van het (de) gewenste genotype(n) of blootstelling aan geneesmiddelen en meet de hersteltijd van de aanval.
    OPMERKING: Voor testlarven is een n = 20 meestal voldoende, maar een vermogensberekening op basis van een pilotanalyse levert een meer definitief n-getal op.
  2. Voer tijdens elk experiment altijd een negatieve (bijv. een wildtype) en een positieve (bijv. parabss) controle uit. De n-getallen hoeven niet hoog te zijn; n = 5 is voldoende. Dit geeft het vertrouwen dat de test heeft gewerkt zoals verwacht (bijv. geen problemen met de sonde of stimulator).
  3. Pas een cut-off toe (bijv. 300 s) om te lange hersteltijden te voorkomen en beschouw kwantificeerbare aanvallen alleen als aanvallen met een hersteltijd van meer dan 30 s.

6. Screening van drugs

  1. Voeg medicijnen, opgelost in een geschikt oplosmiddel, rechtstreeks toe aan het voedseloppervlak en laat intrekken (en als u ethanol gebruikt, tijd voor het verdampen van het oplosmiddel). Of, als alternatief, kan men een medicijn (in het juiste oplosmiddel) toevoegen aan gesmolten vliegenvoer. Zie de sectie Resultaten voor meer informatie.
  2. Om het medicijn aan het gesmolten voedsel toe te voegen, schept u voedsel uit flesjes, smelt u het opnieuw en terwijl het voedsel is afgekoeld tot 40 °C, voegt u het medicijn toe, mengt u het met een vortexmixer en doet u vervolgens 5 ml gesmolten voedsel terug in injectieflacons en laat u afkoelen voor gebruik.
  3. Voer een concentratiegradiënt uit om de optimale medicijnconcentratie te bepalen.
    OPMERKING: Een goed uitgangspunt is om 3 mM medicijnoplossing rechtstreeks aan het voedseloppervlak toe te voegen (200 μL per standaard Drosophila-injectieflacon ) of om een concentratie van 3 mM te maken in gesmolten voedsel. Volwassen vrouwtjes kunnen worden toegestaan om eieren rechtstreeks in dit voer te leggen, of larven kunnen in geselecteerde stadia worden toegevoegd als dat nodig is. Het (de) gebruikte oplosmiddel(en) moet(en) alleen aan geselecteerde injectieflacons worden toegevoegd als voertuigcontrole(s).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Talrijke Drosophila-mutaties vertonen verbeterd aanvalsachtig gedrag 7,20. De genetische basis van deze mutaties is gevarieerd, wat de even gevarieerde genetische oorzaken van menselijke epilepsie gunstig nabootst. Drie van de meest bestudeerde Drosophila-mutaties zijn parabangsenseless (parabss), julius seizure (jus) en easy-shocked (eas

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De elektroshockmethode om epileptische aanvallen bij Drosophila-larven op te wekken, biedt een eenvoudige, maar efficiënte screening om nieuwe anti-epileptische verbindingen of genetische manipulaties te identificeren. Omdat dit echter een kwalitatieve test is, is de belangrijkste beperking dat de methode niet gemakkelijk kleine effectgroottes kan identificeren. Desalniettemin biedt de gemiddelde doorvoer die het mogelijk maakt, waardoor het zich leent om tot ~5 verbindingen per...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

We danken de vele laboratoriummedewerkers van Baines die deze techniek gedurende vele jaren gezamenlijk hebben ontwikkeld, en in het bijzonder Richard Marley, die veel moeite heeft gedaan om deze techniek robuust en betrouwbaar te maken. We danken Anna Munro voor het tekenen van de larven, zoals te zien is in figuur 2. Het werk in het Baines-lab dat heeft bijgedragen aan de ontwikkeling van deze techniek is genereus ondersteund door BBSRC, MRC en de Wellcome Trust. Dit werk wordt momenteel ondersteund door financiering van een Wellcome Trust investigator award aan R.A.B. (Grant 217099/Z/19/Z). De ontwikkeling van deze techniek profiteerde ook van de Manchester Fly Facility, die werd opgericht met fondsen van de universiteit en de Wellcome Trust (Grant 087742/Z/08/Z).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ElektrodehouderWorld Precision Instruments M3301
Glas capillairenHarvard InstrumentsGC100F-10
Wolfraamdraad (99,95%)Goodfellow Cambridge, UK0,1 mm diameter
SpanningsstimulatorDigitimer Ltd, UKDS2A mkII Constant Voltage Isolated Stimulator 

Referenties

  1. Fiest, K. M., et al. Prevalence and incidence of epilepsy: A systematic review and meta-analysis of international studies. Neurology. 88 (3), 296-303 (2017).
  2. Knezevic, C. E., Marzinke, M. A. Clinical use and monitoring of antiepileptic drugs. J Appl Lab Med. 3 (1), 115-127 (2018).
  3. Denton, A., et al. Definitions and risk factors for drug-resistant epilepsy in an adult cohort. Front Neurol. 12, 777888(2021).
  4. Meldrum, B. S., Rogawski, M. A. Molecular targets for antiepileptic drug development. Neurotherapeutics. 4 (1), 18-61 (2007).
  5. Sanchez, J. D., Gomez-Carpintero, J., Gonzalez, J. F., Menendez, J. C. Twenty-first century antiepileptic drugs: An overview of their targets and synthetic approaches. Eur J Med Chem. 272, 116476(2024).
  6. Cunliffe, V. T., et al. Epilepsy research methods update: Understanding the causes of epileptic seizures and identifying new treatments using non-mammalian model organisms. Seizure. 24, 44-51 (2015).
  7. Baines, R. A., Giachello, C. N. G., Lin, W. H. Drosophila. In Models of seizures and epilepsy. (2nd ed.). , 345-358 (2017).
  8. Burrows, D. R. W., et al. Imaging epilepsy in larval zebrafish. Eur J Paediatr Neurol. 24, 70-80 (2020).
  9. Reynolds, E. R., et al. Treatment with the antiepileptic drugs phenytoin and gabapentin ameliorates seizure and paralysis of Drosophila bang-sensitive mutants. J Neurobiol. 58 (4), 503-513 (2004).
  10. Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. Drug screening in SCN1A zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment. Nat Commun. 4, 2410(2013).
  11. Scheffer, L. K., et al. A connectome and analysis of the adult Drosophila central brain. Elife. 9, e57443(2020).
  12. Winding, M., et al. The connectome of an insect brain. Science. 379 (6636), eadd9330(2023).
  13. Ganetzky, B., Wu, C. F. Drosophila mutants with opposing effects on nerve excitability: Genetic and spatial interactions in repetitive firing. J Neurophysiol. 47 (3), 501-514 (1982).
  14. Song, J., Tanouye, M. A. From bench to drug: Human seizure modeling using Drosophila. Prog Neurobiol. 84 (2), 182-191 (2008).
  15. Parker, L., Howlett, I. C., Rusan, Z. M., Tanouye, M. A. Seizure and epilepsy: Studies of seizure disorders in Drosophila. Int Rev Neurobiol. 99, 1-21 (2011).
  16. Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: BSS is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. 187 (2), 523-534 (2011).
  17. Schutte, R. J., et al. Knock-in model of Dravet syndrome reveals a constitutive and conditional reduction in sodium current. J Neurophysiol. 112 (4), 903-912 (2014).
  18. Das, A., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. A behavioral screen for heat-induced seizures in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (173), e62846(2021).
  19. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J Neurosci. 18 (12), 4673-4683 (1998).
  20. Mituzaite, J., Petersen, R., Claridge-Chang, A., Baines, R. A. Characterization of seizure induction methods in Drosophila. eNeuro. 8 (4), (2021).
  21. Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: A mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79 (1), 23-33 (1994).
  22. Horne, M., et al. julius seizure, a Drosophila mutant, defines a neuronal population underlying epileptogenesis. Genetics. 205 (3), 1261-1269 (2017).
  23. Menezes, L. F. S., Sabia Junior, E. F., Tibery, D. V., Carneiro, L. D. A., Schwartz, E. F. Epilepsy-related voltage-gated sodium channelopathies: A review. Front Pharmacol. 11, 1276(2020).
  24. Kuebler, D., Tanouye, M. Anticonvulsant valproate reduces seizure-susceptibility in mutant Drosophila. Brain Res. 958 (1), 3642(2002).
  25. Marley, R., Baines, R. A. Increased persistent Na+ current contributes to seizure in the slamdance bang-sensitive Drosophila mutant. J Neurophysiol. 106 (1), 18-29 (2011).
  26. Lin, W. H., Giachello, C. N., Baines, R. A. Seizure control through genetic and pharmacological manipulation of Pumilio in Drosophila: A key component of neuronal homeostasis. Dis Model Mech. 10 (2), 141-150 (2017).
  27. Mulroe, F., et al. Targeting firing rate neuronal homeostasis can prevent seizures. Dis Model Mech. 15 (10), dmm049703(2022).
  28. Saras, A., Wu, V. V., Brawer, H. J., Tanouye, M. A. Investigation of seizure-susceptibility in a Drosophila melanogaster model of human epilepsy with optogenetic stimulation. Genetics. 206 (4), 1739-1746 (2017).
  29. Giachello, C. N., Baines, R. A. Inappropriate neural activity during a sensitive period in embryogenesis results in persistent seizure-like behavior. Curr Biol. 25, 1-5 (2015).
  30. Baraban, S. C., Taylor, M. R., Castro, P. A., Baier, H. Pentylenetetrazole-induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression. Neuroscience. 131 (3), 759-768 (2005).
  31. Gauthier, M. State of the art on insect nicotinic acetylcholine receptor function in learning and memory. Adv Exp Med Biol. 683, 97-115 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Inductie door elektroshockepilepsiemodelscreening van geneesmiddelenanthepileptische verbindingengenetische epilepsiespanningsafhankelijke kanalenziektemodelleringmodelorganismen
Aanvalsactiviteit geïnduceerd door elektroshocks bij Drosophila-larven
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.