Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Lever koude opslag en transplantatie in de koude-adaptieve Daurian grondeekhoorns

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68444

⸱

3 juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Organ Transplantation, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 2Key Laboratory of Organ Transplantation, Ministry of Education, 3NHC Key Laboratory of Organ Transplantation, 4Key Laboratory of Organ Transplantation, Chinese Academy of Medical Sciences, 5Organ Transplantation Clinical Medical Research Center of Hubei Province, 6Department of Hepatic Surgery and Liver Transplantation Center of the Third Affiliated Hospital, Organ Transplantation Institute, Sun Yat-sen University, 7Guangdong Province engineering laboratory for transplantation medicine, Organ Transplantation Research Center of Guangdong Province, 8Guangdong Key Laboratory of Liver Disease Research, the Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 9College of Life Science, Shenyang Normal University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om een model voor koude opslag en transplantatie van lever op lange termijn op te zetten in Daurian grondeekhoorn (DGS), wat technisch uitdagend was in standaard knaagdiermodellen.

Samenvatting

Bij levertransplantatie is het functioneel herstel van donortransplantaten na langdurige koude opslag een grote uitdaging. Hetzelfde obstakel is van toepassing op standaard knaagdiermodellen (bijv. muizen en ratten) voor levertransplantatie, ondanks hun gevestigde chirurgische protocollen, waardoor onderzoek naar belangrijke onderwerpen zoals functioneel herstel na transplantatie en immunocompatibiliteit van gastheertransplantaat wordt beperkt. Hier hebben we met succes een nieuw levertransplantatiemodel ontwikkeld met behulp van een obligate overwinteraar, de Daurian grondeekhoorn (DGS; Spermophilus dauricus), die intrinsieke aanpassing vertoont aan ultra diepgaande hypothermie-opwarmende en ischemie-reperfusie overgangen. In onze handen resulteerde transplantatie van levertransplantaten na 24-uurs koude opslag in 100% overleving van DGS-ontvangers binnen het observatietijdsbestek van 7 dagen, terwijl dezelfde procedure bij Sprague-Dawley (SD) ratten 0% overleving had 24 uur na de operatie. De DGS en andere koude-adaptieve zoogdiermodellen bieden dus een uniek en robuust platform om mechanismen te onderzoeken die ten grondslag liggen aan orgaankoudeaanpassing en transplantatietolerantie, die de ontwikkeling van nieuwe behandelings- of operatiestrategieën op het gebied van transplantatiegeneeskunde kunnen ondersteunen.

Inleiding

Koude-rewarming en ischemie-reperfusie dragen in belangrijke mate bij aan levertransplantaatbeschadiging, waardoor het risico op vroege disfunctie van het transplantaat toeneemt. Hoewel levertransplantatie in standaard knaagdierorganismen zoals muizen en ratten met succes is vastgesteld 1,2, omdat studies op deze koude-intolerante soorten beperkte inzichten geven in de mechanismen van koudeaanpassing, is de vooruitgang in de geneeskunde voor orgaanbehoud en transplantatie belemmerd.

Het ontwikkelen van transplantatieonderzoeksmodellen in geschikte koude-adaptieve soorten kan een dergelijke leemte opvullen. Overwinteraars van zoogdieren zijn bijvoorbeeld geëvolueerd om lange perioden van lage omgevingstemperatuur en/of voedselschaarste te overleven 3,4. Tijdens de winterslaap gaat hun fysiologie over in cycli van verdoofde en interbout opwindingstoestanden, zodat ze goed zijn aangepast aan het handhaven van een lage lichaamstemperatuur en het doorstaan van snelle opwarming en bloedreperfusie. Opmerkelijk is dat grondeekhoorns die kunnen overwinteren meer veerkracht vertonen tegen ischemie-reperfusieverwondingen, zelfs in hun actieve, euthermische toestand dan ratten 5,6. In de afgelopen jaren hebben door overwinteraars geïnspireerde studies enkele koude-aanpassingsmechanismen en medicijnbare doelen onthuld die kunnen worden gemoduleerd om door koude opslag veroorzaakte verwondingen aanzienlijk te verlichten en het functionele herstel van geïsoleerde weefsels en organen van niet-overwinterende soorten te verbeteren 7,8,9,10,11.

Aangepast van protocollen die zijn ontwikkeld voor levertransplantatie bij ratten 12,13,14, introduceren we hier een protocol voor leververkrijging, statische koude opslag en transplantatie bij Daurian grondeekhoorn (DGS; Spermophilus dauricus), een overwinterende knaagdiersoort die in Noord-China leeft. In onze handen hadden ontvangers van DGS-transplantaten 100% overleving na transplantatie met transplantaten van euthermische (actieve) of hypothermische (torpide) donoren die gedurende 24 uur bij 4 °C in een oplossing van de Universiteit van Wisconsin (UW) werden bewaard. In schril contrast hiermee was het overlevingspercentage bij Sprague-Dawley (SD) ratten die aan dezelfde workflow werden onderworpen 0%, wat duidelijk het voordeel van het DGS-levertransplantatiemodel aantoont. We verwachten dat langdurige koude opslag en transplantatie van andere organen in DGS of andere in het laboratorium gefokte koude-adaptieve soorten, zoals de 13-lijnige grondeekhoorn (Ictidomys tridecemlineatus) en de Syrische hamster (Mesocricetus auratus), ook kan worden bereikt, waardoor unieke kansen worden geboden voor onderzoekers om functioneel herstel van transplantaten op lange termijn en compatibiliteit tussen gastheer en transplantaat te bestuderen en nieuwe medicijnen te testen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden goedgekeurd door het Institutional Committee for Animal Care and Use (LSC-WangSQ-2) van de Universiteit van Peking. De geschikte instrumenten die voor het onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel en zijn weergegeven in figuur 1.

OPMERKING: Het hanteren en fokken van in het wild gevangen overwinterende knaagdiersoorten, zoals de 13-lijnige grondeekhoorns, in een laboratoriumomgeving is beschreven15,16. De DGS'en die in deze studie zijn gebruikt, werden in het laboratorium geproduceerd door vrouwelijke zwangere DGS'en die waren gevangen in het grasland van de stad Zhangjiakou. Ze waren ongeveer 1-2 jaar oud op het moment van het experiment. Wat de oorspronkelijke drachtige vrouwelijke DGS'en betreft, waren de parasieten al verdreven voordat de dieren in het laboratorium aankwamen. Quarantaine en inspectie op veel voorkomende virussen werden uitgevoerd bij aankomst van de dieren, en degenen met negatieve testresultaten werden in de faciliteit gefokt.

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. Proefdieren
    1. Gebruik volwassen DGS, 1-2 jaar oud, zowel mannen als vrouwen, met een gewicht tussen 180 g en 400 g als donor en ontvanger. Het gewicht van de ontvanger was iets groter dan dat van de donor, met een verschil van minder dan 50 g.
    2. Gebruik volwassen SD-ratten, 8-10 weken, zowel mannetjes als vrouwtjes, met een gewicht van 200-300 g, als donor en ontvanger in de controlegroep. Draag tijdens de hele experimentele procedure chirurgische maskers, laboratoriumjassen en nitrilhandschoenen, evenals extra zware leren handschoenen tijdens de behandeling en overdracht van DGS-dieren.
  2. Maak manchetten voor de poortader (PV) en infrahepatische inferieure vena cava (IHIVC) met behulp van respectievelijk 6 F en 8 F inbrenghulzen. Elke manchet bestond uit een hoofdgedeelte en verlengstukken van 2 mm lang. Creëer meerdere groeven rond de omtrek van de manchet door voorzichtig vast te klemmen met een muggentang (Figuur 2).
    OPMERKING: De diameters van de PV en IHIVC variëren aanzienlijk, afhankelijk van de grootte en het geslacht van de DGS. Daarom is het raadzaam om 5-F, 6-F, 7-F en 8-F manchetten preoperatief voor te bereiden op de juiste selectie. Meestal is een 5-F of 6-F manchet geschikt voor de PV, terwijl een 7-F of 8-F manchet geschikt is voor de IHIVC.
  3. Maak stents voor het galkanaal (3 mm) en de leverslagader (2 mm) door intraveneuze katheters van 22 G en 24 G met behulp van een scalpel in dubbelzijdige schuine buisjes te snijden.
    OPMERKING: Vermijd het uitoefenen van overmatige druk op de stents, aangezien dit kan leiden tot vernauwing of occlusie van het lumen, waardoor de overleving van de ontvanger in gevaar komt.

2. Werking van de donor

  1. Eerste stappen
    1. Gebruik een isofluraanconcentratie van 5 % bij een luchtdebiet van 1 l/min om anesthesie op te wekken en 2 % bij 1 l/min voor onderhoud.
    2. Plaats de DGS in rugligging op een bord. Scheer de vacht vanaf de buikstreek en steriliseer de huid met povidon-jodium en 70% ethanol.
  2. Leverisolatie voorafgaand aan perfusie
    1. Maak een kruisincisie die zich uitstrekt van de processus xiphoid tot de symfyse van de schaamstreek en lateraal tot de mid-axillaire lijnen. Trek het xiphoid-proces in met behulp van een muggentang en plaats een spuit van 5 ml onder de rug als ondersteuning.
    2. Transecteer het falciforme ligament. Isoleer de linker diafragmatische ader van de suprahepatische inferieure vena cava (SHIVC) en ligate deze met een 7-0 hechting. Bescherm het hepato-miltligament.
    3. Maak de IHIVC boven de rechter nierader voorzichtig los van de omliggende weefsels met behulp van wattenstaafjes. Ligaat: de rechter bijnier en lumbale aders die uitmonden in de IHIVC nabij de lever met 7-0 hechtingen.
    4. Maak een kleine incisie in de voorwand van het gemeenschappelijke galkanaal (CBD). Breng de galwegstent in en zet deze vast met een 7-0 zijden hechtdraad. Laat het ene uiteinde van de hechting ongeveer 5 mm lang om latere anastomose met de CBD van de ontvanger te vergemakkelijken.
    5. Isoleer de juiste leverslagader (PHA), gastroduodenale slagader (GDA) en gemeenschappelijke leverslagader (CHA) van omliggende weefsels.
    6. Dien 1,5 ml gehepariniseerde zoutoplossing (300 IE/ml) toe in de penisader (mannelijke donoren) of de IHIVC (vrouwelijke donoren).
  3. Lever perfusie
    1. Isoleer de abdominale aorta onder de linker nierader. Steek een intraveneuze naald van 7 G in de aorta en zet deze vast met een klem.
    2. Snijd het middenrif in en plaats een vaatklem op de thoracale aorta.
    3. Verzink de lever via de aortacanule met 20-30 ml koude UW-oplossing met een snelheid van 180-210 ml/u met behulp van een infuuspomp. Snijd de intrathoracale vena cava en de IHIVC boven de rechter nierader in om de uitvloeiing van het perfusaat mogelijk te maken.
      OPMERKING: Pas de positie van de leverlobben aan met wattenstaafjes om een gelijkmatige perfusie te garanderen, met bijzondere aandacht voor de middelste en rechterlobben. De perfusie is voltooid wanneer de hele lever een uniforme bleekheid vertoont.
    4. Snijd tijdens de perfusie de galblaas weg.
      OPMERKING: In tegenstelling tot ratten heeft DGS een galblaas. Het verwijderen van de galblaas en het spoelen van de galwegen met UW-oplossing zijn essentieel om postoperatieve galwegobstructie als gevolg van galstolling te voorkomen.
  4. Oogst van levertransplantaat na perfusie
    1. Isoleer met een microtang de PV van het omliggende bindweefsel. Ligate en transecteer de pylorusader met een 7-0 hechtdraad. Transecteer de PV-stam ter hoogte van de miltader.
    2. Ligate en transect de GDA distaal. Maak een kleine incisie op de voorwand van de CHA. Breng de stent van de leverslagader in de CHA en zet deze vast met een 7-0 zijden hechtdraad, waarbij het ene uiteinde ongeveer 5 mm lang blijft om latere anastomose met de CHA van de ontvanger te vergemakkelijken.
    3. Ontleed de SHIVC zo dicht mogelijk bij het middenrif.
    4. Ontleed de aanhechtingen tussen de caudatuskwab en de maag. Na het doorsnijden van de dorsale ligamenten, mobiliseert u de lever volledig.
    5. Plaats de lever in een stalen kom van 7 cm met koude UW-oplossing. Zet de kom in een koelkast van 4 °C om hem te bewaren.
      OPMERKING: Voor het langer dan 24 uur bewaren van leververkoudheid, voeg antibiotica toe aan de UW-oplossing om het risico op infectie te verminderen; overweeg om de UW-oplossing elke 24 uur te vervangen.

3. Ex vivo voorbereiding van het transplantaat

OPMERKING: Maak een open ijscontainer klaar. De hele voorbereiding van de achtertafel werd op ijs gedaan.

  1. Zet het handvat van de PV-manchet vast met een vaatklem en stabiliseer deze met een muggentang. Rijg de PV voorzichtig door de manchet en zorg ervoor dat er geen verdraaiing optreedt. Vouw de PV over de manchet en zet deze vast met een 7-0 hechtdraad (Figuur 3).
  2. Herhaal de bovenstaande procedure (stap 3.1) voor de IHIVC-manchet.
  3. Verfuseer de galwegen via de cystische buis met 2 ml UW-oplossing. Ligate vervolgens het cystische kanaal.
  4. Spoel het levertransplantaat met 8-10 ml koude zoutoplossing door de PV-manchet om resterende UW-oplossing na koude opslag te verwijderen.
  5. Plaats een enkele 7-0 zijden hechtdraad rond de IHIVC tussen de bijgevoegde manchet en de rechter onderkwab van de lever.
  6. Draai de lever om het superieure aspect bloot te leggen. Plaats 8-0 Hechten aan beide zijhoeken van de SHIVC, die van buiten naar binnen worden ingebracht.

4. Operatie van de ontvanger

  1. Raadpleeg voor de eerste stappen het protocol voor donoroperaties en herhaal stap 2.1.
  2. Ontvanger leverisolatie
    1. Voer een incisie in de middellijn uit van het processus xiphoid naar de symfyse van de schaamstreek. Trek de processus xiphoid craniaal terug met behulp van een muggentang en plaats er een spuit van 5 ml onder om de SHIVC omhoog te brengen. Trek de bilaterale ribbenbogen zijdelings in.
    2. Voer ligament- en vatbeheer uit zoals beschreven in stap 2.2.2.
    3. Isoleer IHIVC zoals beschreven in stap 2.2.3.
    4. Verbreek de ligamenteuze aanhechtingen tussen de lever en het retroperitoneum. Steek voorzichtig een stompe tang achter de SHIVC en plaats er een 7-0 zijden hechtdraad omheen.
    5. Ligate de CBD proximaal met een 7-0 zijden hechtdraad en transecteer deze boven de ligatuur. Gebruik een wattenstaafje om het galkanaal voorzichtig van de PV te scheiden.
    6. Transecteer de GDA en PHA tussen ligaties. Maak een Y-vormige bifurcatie aan het einde van de CHA. Laat een hechtdraad van 2 cm op de PHA-ligatuur zitten voor later gebruik.
    7. Maak de rechter- en linkertak van de PV vrij. Plaats 5 cm, 7-0 hechtingen op elke tak voor latere manipulatie.
  3. Ontvanger leververwijdering
    1. Verlaag de isofluraanconcentratie tot 0,5% met een luchtstroom van 0,5 l/min.
      OPMERKING: Houd een ademhalingsfrequentie van ongeveer één ademhaling per seconde aan door de isofluraanverdamper aan te passen. Beoordeel continu de anesthesiediepte tijdens de anhepatische fase om intraoperatief bewustzijn of overmatige anesthesie te voorkomen die leidt tot ademhalingsdepressie.
    2. Klem de IHIVC boven de rechter nierader, gevolgd door het afklemmen van de PV boven de pylorusader. Injecteer 1,5 ml zoutoplossing in de rechter PV in 10 s met behulp van een spuit van 2 ml om het bloed uit de lever te spoelen.
    3. Trek het middenrif voorzichtig terug door aan de 7-0 zijden hechtdraad te trekken die rond de SHIVC is geplaatst en breng vervolgens een bulldogklem aan op de SHIVC, inclusief een deel van het middenrif.
    4. Transecteer de SHIVC net boven de lever. Zet de 7-0 steunhechtingen op beide PV-takken vast en transecteer de PV boven deze ligaturen. Transecteer de IHIVC dicht bij het leverparenchym. Verwijder de lever onmiddellijk door alle resterende ligamenteuze aanhechtingen door te snijden.
  4. SHIVC reconstructie
    1. Plaats het levertransplantaat orthotopisch in de buikholte. Gebruik de bijgevoegde 8-0 hechtingen om hechtingen op beide hoeken van de SHIVC van de ontvanger te plaatsen, van binnen naar buiten in te brengen en vast te zetten met knopen.
    2. Trek het losse uiteinde van de rechter hechtdraad voorzichtig zijdelings aan met behulp van een vasculaire clip om de SHIVC uit te lijnen.
    3. Hecht de achterwand met 8-10 doorlopende steken, te beginnen in de linkerhoek. Ga verder met het sluiten van de voorwand met 10-12 hechtingen, beweeg van rechts naar links met dezelfde hechtdraad. Voordat de sluiting van de voorwand wordt voltooid, spoelt u de SHIVC-holte door om eventuele lucht te verdrijven en luchtembolie te voorkomen (Figuur 4).
  5. PV reconstructie
    1. Verhoog de PV met behulp van de 5 cm steunhechtingen die op beide vertakkingen zijn geplaatst, waarbij u een zachte opwaartse tractie uitoefent met vaatklemmen. Maak een incisie in het midden van de PV-takken.
    2. Spoel het PV-lumen met gehepariniseerde zoutoplossing (300 IE/ml) en steek vervolgens de manchet in de PV en zet deze vast met een 7-0 zijden hechtdraad.
    3. Laat achtereenvolgens de klemmen op de PV en SHIVC los om de transplantaatperfusie te herstellen en de anhepatische fase te beëindigen (Figuur 5).
  6. Voer de IHIVC-anastomose op dezelfde manier uit als de PV-procedure. Maak eerst de 7-0 hechting rond de donorzijde los en verwijder vervolgens de clamp van de ontvangerzijde.
  7. Reconstructie van de leverslagader
    1. Breng een microvasculaire clip aan om de bloedstroom in de CHA van de ontvanger af te sluiten.
    2. Maak een kleine incisie bij de splitsing van de Y-configuratie aan het eindpunt van de CHA van de ontvanger. Spoel het CHA-lumen met gehepariniseerde zoutoplossing (300 IE/ml) en breng vervolgens de stent in de CHA en zet deze vast met een 7-0 zijden hechtdraad.
    3. Bind de hechtingen aan zowel de donor- als de ontvangerszijde vast om verplaatsing van de stent te voorkomen. Laat de microvasculaire clip los om de arteriële stroom te herstellen (Figuur 6).
  8. Reconstructie van de galwegen:
    1. Maak een kleine incisie in de voorwand van de CBD van de ontvanger. Plaats de galwegstent in het lumen van de CBD van de ontvanger en zet deze vast met een 7-0 zijden hechtdraad.
    2. Bind de hechtingen aan zowel de donor- als de ontvangerszijde vast om verplaatsing van de stent te voorkomen (Figuur 7).
  9. Sluit de incisie in de buik in twee lagen met behulp van continu lopende 3-0 hechtingen na voltooiing van de reconstructieprocedures (Figuur 8).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De gemiddelde duur van de chirurgische ingrepen was als volgt: donoroperatie was gemiddeld 24,8 ± 2,3 min, rugtafeloperatie 15,4 ± 1,3 min, operatie, postoperatie 52,7 ± 5,1 minuten en de anhepatische fase 14,2 ± 1,5 min.

Ontvangers van levertransplantaten die 24 uur in koude UW-oplossing werden bewaard, vertoonden 7 dagen na de transplantatie een overlevingspercentage van 100%, ongeacht of ze z...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Voortbouwend op Kamada's dubbele manchettechniek2, hebben we met succes het eerste orthotope levertransplantatiemodel in DGS opgezet. Vanwege de anatomische verschillen tussen de DGS en traditionele rattenmodellen zijn specifieke overwegingen bij materiaalvoorbereiding, chirurgische ingrepen en postoperatieve behandeling essentieel.

Factoren zoals winterslaap en vetreserves dragen bij tot aanzienlijke individuele gewichtsvariaties bij v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Noncommunicable Chronic Diseases-National Science and Technology Major Project (2023ZD0507600) en de National Natural Science Foundation of China (82371794 en 82170671). Het werk werd ook gesponsord door de Zhejiang University Education Foundation en de Academician Shusen Lanjuan Talent Foundation. We willen ook professor Dana K. Merriman van de Universiteit van Wisconsin, Oshkosh, bedanken voor haar werk aan het fokken van de 13-lijnige grondeekhoorns en voor het genereus delen van nuttige inzichten en ervaring met het fokken van knaagdiermodellen in winterslaap.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3-0 sutures with needlesJinhuan Medical Products Co., LtdR315Voor huidsluiting
7-0 zijdesutuurBraintree, sci, incSUT-S103
7F Introductie-schede Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ07083818SManchet voor IHIVC
8-0 sutures with needlesJinhuan Medical Products Co., Ltd.H821Voor SHIVC anastomose
8F Introductie-schede Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ08083818SManchet voor IHIVC
AnesthesiemachineRWD life Science Co.R500
BloedstoptweezersNingbo Shunye Medical Co., Ltd.BDD-YE-DT-1
Bulldogklamp (licht gebogen)Jinzhong Medical Products Co., Ltd.XEC120SHIVC
BuprenorfineTianjin Institute of Pharmaceutical Research Pharmaceutical Co., LtdH12020275Pijnstiller
Cefuroxim natriumEsseti FarmaceuticiS.r.lH20160013Antibioticum
WattenstaafjesFuqing Health & Integral Medical20230R
Gebogen microtangRWD life Science Co.F11031-11Chirurgisch instrument
Gebogen microschaar66 Vision Tech Co., Ltd.54108BChirurgisch instrument
GaasjesYubei Medical Materials Co., LTD21080274
Heparine-natriuminjectieNorth China Pharmaceutical Co., LTD2101131-2
InfusiepompenHowkmed Co., Ltd.HK-400
IsofluraanRWD life Science Co.21070201
Micro-naaldhouderWorld Precision Instruments Co., Ltd.555408NTChirurgisch instrument
MicrovatclipRWD life Science Co.R31005-06PV en IHIVC
MicrovatclipapplicatorRWD life Science Co.R34001-14Chirurgisch instrument
NaaldhouderRWD life Science Co.F31025-13Abdominale sluiting
ZoutoplossingZhejiang Tianrui Pharmaceutical Co.,Ltd716092103
Rechte microtangRWD life Science Co.F11029-11Chirurgisch instrument
Chirurgische microscoopLeicaM650
Chirurgisch platformN/AN/AAangepast, magnetisch
WeefseltangRWD life Science Co.F12002-12Chirurgisch instrument
WeefselschaarRWD life Science Co.S12003-09Chirurgisch instrument
UW-oplossingOrgan Recovery SystemsSPS-1Orgaanperfusie en -opslag 
```

Referenties

  1. Zeng, Q., et al. Successful orthotopic liver transplantation in mice utilizing microcomputed tomography angiography. J Vis Exp. (199), e65537(2023).
  2. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  3. Dausmann, K. H., Glos, J., Ganzhorn, J. U., Heldmaier, G. Hibernation in a tropical primate. Nature. 429 (6994), 825-826 (2004).
  4. Arnold, C. Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism. Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).
  5. Lindell, S. L., et al. Natural resistance to liver cold ischemia-reperfusion injury associated with the hibernation phenotype. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 288 (3), G473-G480 (2005).
  6. Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. The arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia. Stroke. 37 (5), 1261-1265 (2006).
  7. Zhang, L., et al. Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion. Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).
  8. Zhang, X., et al. Cold-induced FOXO1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage. Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).
  9. Zhang, X., et al. 5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation. Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).
  10. Ou, J., et al. iPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications. Cell. 173 (4), 851-863.e16 (2018).
  11. Ratigan, E. D., McKay, D. B. Exploring principles of hibernation for organ preservation. Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).
  12. Chen, X. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. J Vis Exp. (165), (2020).
  13. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. J Vis Exp. (65), (2012).
  14. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. (73), (2013).
  15. Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus. Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).
  16. Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus). Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).
  17. Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation-a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl Int. 18 (1), 56-64 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

LevertransplantatieDaurische grondeekhoornorgaanconserveringkoudeadaptatieischemie reperfusiehibernatiemodelreconstructie van de vena portaevena cava inferiorgalgangstent
Lever koude opslag en transplantatie in de koude-adaptieve Daurian grondeekhoorns
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.