Methodenartikel

Snelle dissectie en dissociatie van het reukepitheel van de muis voor suspensies met één kern

DOI:

10.3791/68472

⸱

1 augustus 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Genetics and Genomics Graduate Program, Baylor College of Medicine, 2Department of Molecular and Human Genetics, Baylor College of Medicine, 3Jan and Dan Duncan Neurological Research Institute, Texas Children's Hospital, 4Medical Scientist Training Program, Baylor College of Medicine, 5Cytometry and Cell Sorting Core, Baylor College of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel biedt een gestroomlijnd protocol voor de dissectie en dissociatie van muizen olfactorisch epitheel met het oog op single-nucleus RNA-sequencing.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het reukepitheel van muizen is het eerste toegangspunt van het reuksysteem en herbergt verschillende celtypen, waaronder olfactorische sensorische neuronen, hun regenererende voorlopers en ondersteunende cellen. Olfactorische sensorische neuronen zetten chemische geurstoffen om in neurale signalen, maar de mechanismen die ten grondslag liggen aan de ontwikkeling en omzetting van deze cellen, creëren synapsen met de bulbus olfactorius en reguleren hun geurreceptoren blijven gebieden van intensieve studie. Het olfactorische epitheel bevindt zich aan het dorsale aspect van de neusholte en hecht zich aan ingewikkelde benige structuren die bekend staan als neusschelpen. Deze anatomie brengt unieke uitdagingen met zich mee voor de extractie en dissociatie ervan, vooral in de context van het bereiden van levensvatbare eencellige suspensies. Omdat protocollen voor eencellige suspensie vaak voorbereidende stappen omvatten (bijv. papaïnedissociatie, FACS) die de levensvatbaarheid van de cel kunnen benadrukken en/of de voorbereiding van de bibliotheek kunnen vertragen, is het minimaliseren van de weefselextractietijd cruciaal. Dit artikel presenteert een gestroomlijnde methode voor de snelle dissectie van het olfactorische epitheel en een protocol voor het genereren van hoogwaardige single-nucleus suspensies.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het reukepitheel (OE) van muizen is een essentieel onderdeel van het reuksysteem en is verantwoordelijk voor het detecteren en transduceren van geursignalen naar het centrale zenuwstelsel. De meest oppervlakkige laag bevat de geurstoffendetecterende trilharen van de olfactorische sensorische neuronen, die bedekt zijn met een laag slijm en omgeven door de ondersteunende sustentaculaire en microvillarische cellen 1,2. OSN's zijn bipolair en strekken hun trilharen apicaal uit om een rooster te vormen in de slijmlaag en hun axonen basaal door de benige cribriforme plaat om samen te smelten tot glomeruli in de bulbus olfactorius. Deze glomeruli zijn de plaats van synapsen tussen OSN's en stroomafwaartse neuronen. Onderliggende OSN's, neuronale voorlopercellen, bolvormige basale cellen genaamd, vullen OSN's voortdurend aan terwijl ze sterven3 na directe blootstelling aan milieu-beledigingen zoals gifstoffen in de lucht, ziekteverwekkers en fysiek trauma. Globose basale cellen zijn afgeleid van een reservepool van multipotente horizontale basale cellen 4,5, die zich het meest basaal bevinden en aanhangen aan de basale lamina van benige uitsteeksels die neusschelpen worden genoemd. De neusschelpen zijn kronkelig, waardoor de OE moeilijk te scheiden en te homogeniseren is. Bovendien is de OE omgeven door botten van de schedel, waardoor de toegang tot het gebied moeilijk is en traditioneel een tijdrovende procedure vereist.

Eerdere studies vertrouwden op een verlengde papaïne-incubatie om het olfactorische epitheel uit het bot 6,7,8,9,10 vrij te maken, wat de stroomafwaartse verwerking van de eencellige suspensie verder kan vertragen. Omdat afschuiving van OSN-axonen apoptose11 veroorzaakt, is het absoluut noodzakelijk om de hoeveelheid tijd van weefselextractie tot preparatie van de cDNA-bibliotheek te minimaliseren. Bovendien bemoeilijken de architectuur van de OE en zijn projecties naar de bulbus olfactorius de extractie van intacte cellen voor succesvolle eencellige RNA-sequencing. Gelukkig is single-nucleus RNA-sequencing (snRNA-seq) naar voren gekomen als een krachtig hulpmiddel voor het profileren van cellen met behoud van de distributie van het celtype, met name in weefsels waar dissociatie van één cel moeilijk of onpraktisch is12,13.

Hoewel een aantal onderzoeken 6,7,8,10,14,15 eencellige sequencing van de OE van de muis hebben uitgevoerd, biedt geen enkele een gedetailleerde dissectieprocedure die is geoptimaliseerd voor consistente en doelmatige weefselverzameling, wat nodig is gezien de kwetsbaarheid van de OE en omhulling door verschillende botten van de schedel. Bovendien zijn de bestaande dissectiegidsen16 gericht op het behoud van de anatomische structuur in plaats van op snelheid, wat leidt tot mogelijk lange dissectietijden. Omdat een doelmatige weefselpreparatie essentieel is om RNA-afbraak te minimaliseren en de kwaliteit van geprepareerde kernente maximaliseren 17,18, is een geoptimaliseerd protocol voor de snelle dissectie en homogenisatie van muizen OE in een suspensie met één kern voor gebruik in verschillende stroomafwaartse toepassingen gerechtvaardigd.

Dit protocol (Figuur 1) presenteert een gestroomlijnde methode die is ontworpen om deze uitdagingen te overwinnen, waardoor de snelle dissectie van de muizenOE en een efficiënte dissociatie van het weefsel mogelijk zijn met het oog op het isoleren van kernen. Deze benadering maakt hoogwaardige single-nucleus sequencingmogelijk 19, wat een betrouwbare techniek biedt voor het onderzoeken van de moleculaire onderbouwing van olfactorische biologie.

figure-introduction-1
Figuur 1: Anatomie van de relevante hechtingen en botten van de schedel van de C57BL/6 muis en representatieve dwarsdoorsnede van het reukepitheel. (A) De hechtingen van de schedel hebben een kleurcode. Hechtingen hebben aan de ene kant van de schedel een kleurcode, terwijl de andere kant ongemarkeerd is gelaten ter referentie (links). Namen van de hechtingen dienovereenkomstig kleurgecodeerd (rechts). (B) Botten van de schedel met een kleurcode. Botten hebben aan de ene kant van de schedel een kleurcode, terwijl de andere kant niet is gemarkeerd ter referentie (links). Namen van de botten dienovereenkomstig gecodeerd (rechts). (C) Dwarsdoorsnede van het centrale deel van de OE (ontleed volgens de in dit artikel beschreven methode) met neusschelpen met aan één kant een kleurcode en links ongemarkeerd ter referentie (links). Namen van de gevisualiseerde neusschelpen (rechts). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierproeven in deze studie zijn goedgekeurd door en uitgevoerd in overeenstemming met het Baylor College of Medicine IACUC. Vrouwelijke C57BL/6J (JAX:000664) muizen werden gebruikt. Details van de reagentia en apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Dissectie van het olfactorisch epitheel

  1. Begin met het diep verdoven van de muis met behulp van een voorkeursmethode (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Bevestig het chirurgische anesthesievlak door stevig in de teen te knijpen en ga verder met transcardiale perfusie van ten minste 10 ml ijskoude 1x PBS. Verwijder de huid om de schedel bloot te leggen (Figuur 2A).
    OPMERKING: Het verwijderen van het hoofd van het lichaam is optioneel. Als men besluit het hoofd te verwijderen, wordt aanbevolen om de huid en ander zacht weefsel rond de schedel te verwijderen voorafgaand aan de onthoofding.
  2. Maak met een fijne schaar met scherpe punt twee incisies om de jukbeenbogen van het squamosale bot bilateraal te breken door een schaarpunt in de achterste oogkas te plaatsen en de andere naast de gehoorgang (groene lijnen in figuur 2B).
  3. Maak een ondiepe incisie van baan tot baan langs het meest voorste aspect van het voorhoofdsbeen. Snijd alleen het dorsale oppervlak van het frontale bot in (~1-2 mm diep) en zorg ervoor dat u geen onderliggende structuren of botten snijdt waaruit de baan bestaat (blauwe lijn in figuur 2B).
    OPMERKING: Om een ondiepe incisie tussen de oogkassen te krijgen, houdt u de schaar loodrecht op de schedel en gebruikt u alleen de scherpe punten om te knippen.
  4. Snijd langs de middellijn van de schedel vanaf het foramen magnum, door de sagittale en interfrontale hechtingen, totdat de interorbitale incisie in het frontale bot in stap 1.3 is bereikt (rode lijn in figuur 2B).
  5. Steek een tang in de incisie die langs de middellijn van de schedel is gemaakt en trek een halve bol van het schedelgewelf stevig zijwaarts aan. Deze actie zal ook de botten van de baan (frontaal, maxillair en traan) verwijderen, waardoor de laterale aspecten van de olfactorische neusschelpen bloot komen te liggen (Figuur 2D).
    NOTITIE: Zorg ervoor dat u de OE vanaf dit punt niet per ongeluk beschadigt.
  6. Houd het neusbot en de snijtanden vast en breek het contralaterale schedelgewelf weg met een tang. Laat de hersenen (inclusief de bulbus olfactorius) worden verwijderd met de halve bol van het bot terwijl deze wordt weggescheurd (Figuur 1E). De enige zichtbare benige structuren die na deze stap moeten overblijven, zijn de basis van de schedel en de botten rond de OE (Figuur 2F).
  7. Verwijder met een bottang of rongeurs het resterende frontale bot en premaxillair (incisief) bot tot aan de basis van de snijtanden (Figuur 2G).
  8. Gebruik een bottang om langs de frontonasale hechting te snijden om het neusbot van de cribriforme plaat los te maken, waarbij u uiterst voorzichtig bent om de onderliggende blootgestelde OE niet te beschadigen of de cribriforme plaat te breken.
  9. Til het neusbot met een tang van de cribriforme plaat om de OE bloot te leggen (Figuur 2H). Als het resterende premaxillaire bot de dorsale OE verbergt, verwijder het dan voordat u verder gaat (zwarte cirkels in figuur 1I).
  10. Zet met een tang met fijne punt het dorsale aspect van het neustussenschot voorzichtig vast op de kruising met de cribriforme plaat en trek naar achteren (Figuur 2J,K). Met minimale weerstand zal het belangrijkste olfactorische epitheel loskomen als een volledig intacte structuur (Figuur 2L).
  11. Ga onmiddellijk verder met OE-dissociatie of vries het weefsel in voor latere verwerking.

figure-protocol-1
Figuur 2: Techniek voor snelle dissectie van het reukepitheel. (A) De kop van de muis na het verwijderen van het omringende zachte weefsel. (B) Kleurgecodeerde geleiders voor incisies in het schedelgewelf. (C) Verschijning na incisies in het schedelgewelf. (D) Verwijdering van het eerste halfrond van het schedelgewelf samen met het deel van de baan dat grenst aan het reukepitheel. (E) Verwijdering van het contralaterale deel van het schedelgewelf samen met de hersenen. (F) Het hoofd na verwijdering van de hersenen en het schedelgewelf. (G) Verwijdering van het voorste voorste bot en de achterste premaxilla, na incisie bij de frontomaxillaire hechting. (H) Verwijdering van de neusbeenderen. (I) Zwarte cirkels markeren gebieden met resterend premaxillair bot dat optioneel kan worden verwijderd. (J) Plaatsing van een tang voor het verwijderen van intact reukepitheel. (K) Trek naar achteren om het reukepitheel vrij te maken. (L) Totale afgifte van het reukepitheel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Dissociatie van het olfactorisch epitheel en isolatie met één kern

  1. Plaats een C-tube en twee 15 ml conische tubes per monster op ijs.
  2. Bereid de lysisbuffer voor door RNA-remmer (tot een eindconcentratie van 0,2 E/μL) toe te voegen aan de vooraf gemaakte kernextractiebuffer.
  3. Voeg 4 ml 1% BSA toe aan elke conische buis van 15 ml, vortex kort en gooi het overtollige weg. Hierdoor wordt elk van de conische buizen van 15 ml bedekt met BSA om de hechting van kernen aan de buis te minimaliseren.
  4. Voeg voor een hele OE 2 ml ijskoude lysisbuffer toe aan elke C-buis.
  5. Voeg OE-monsters toe aan de C-buizen. Gebruik een #2-tang om elk monster boven de respectievelijke C-buis te houden en snijd het in kleine stukjes met behulp van een schaar met fijne punt.
  6. Plaats de C-buisjes met elk monster ondersteboven op de geautomatiseerde weefseldissociatorblokken. Op het dissociatorscherm verandert het vierkant dat overeenkomt met elk blok van Vrij in Geselecteerd.
  7. Druk op het mappictogram om naar de Miltenyi-map te gaan. Blader met behulp van de pijlen naar het 4C_nuclei_1 programma (een vooraf geladen programma in de dissociator). Druk op OK om het programma op elk blok toe te passen en druk vervolgens op Start om de cyclus te starten. Verwijder de C-buizen uit de dissociator onmiddellijk nadat de cyclus is voltooid.
    OPMERKING: Houd de C-tubes indien mogelijk ijskoud tijdens de dissociatiecyclus. Het is belangrijk om de monsters onmiddellijk na voltooiing van de cyclus uit de dissociator te verwijderen en door te gaan met de volgende stappen van het protocol om overlysis van de kernen te voorkomen.
  8. Zuig met een pipet de gehomogeniseerde suspensie uit de C-buis aan en filtreer deze door een zeef van 70 μm in de eerste BSA-gecoate conische buis. Vermijd het opzuigen van de botfragmenten die zich op de bodem van de C-buis hebben opgehoopt.
  9. Spoel de zeef af met 1 ml ijskoude 1x PBS om volledige filtratie te garanderen.
  10. Centrifugeer de gefiltreerde suspensie bij 500 × g gedurende 5 minuten bij 4 °C in een centrifuge met schommelende emmer.
  11. Zuig de supernatant voorzichtig op en gooi deze weg, en zorg ervoor dat de pellet niet wordt verstoord. Resuspendeer de nuclei-pellet volledig in 1 ml ijskoude 1x PBS door voorzichtig te pipetteren.
  12. Leid de geresuspendeerde kernen door een zeef van 30 μm in de tweede BSA-gecoate conische buis. De concentratie van kernen kan worden gekwantificeerd met behulp van een hemocytometer of een geautomatiseerde celteller.
  13. Ga onmiddellijk verder met het gekozen downstream-protocol (met of zonder FACS) om de integriteit van het monster te behouden en degradatie te voorkomen (Afbeelding 3).
    OPMERKING: Het wordt ten zeerste aanbevolen dat gebruikers dit hele protocol oefenen om een naadloze en tijdige voltooiing te garanderen.

figure-protocol-2
Figuur 3: Dissociatie van olfactorisch epitheel en isolatie met één kern. Na dissectie wordt het reukepitheel mechanisch en chemisch gedissocieerd. Het lysaat wordt vervolgens gefilterd door een zeef van 70 μm, gespoeld met 1x PBS en gedurende 5 minuten gecentrifugeerd bij 500 × g . De pellet wordt opnieuw gesuspendeerd in 1x PBS voordat hij wordt gefilterd door een zeef van 30 μm. De resulterende kernsuspensie is beschikbaar voor verschillende downstream sequencing-toepassingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om een anatomische context te bieden voor dissectie en analyse, werden de hechtingen en botten van de C57BL/6-muizenschedel, evenals het centrale deel van het reukepitheel (OE), gevisualiseerd en voorzien van een kleurcode (Figuur 1). De ene kant van elke afbeelding werd geannoteerd om relevante hechtingen, botten en neusschelpen te markeren, terwijl de andere kant ongemarkeerd bleef voor referentie. De OE-doorsnede werd opgesteld volgens vastgestelde protoc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De hier beschreven procedure maakt de consistente verwijdering van een intacte OE mogelijk na intracardiale 1x PBS-perfusie. Dit betekent een opmerkelijke verbetering in snelheid in vergelijking met eerdere methoden16 en is van bijzonder belang gezien het feit dat OSN's beginnen te degenereren na axotomie2, wat gebeurt tijdens het verwijderen van de hersenen.

Zorgvuldige verwijdering van de frontale, premaxillair...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat dit onderzoek is uitgevoerd zonder enige commerciële of financiële relaties die kunnen worden opgevat als een potentieel belangenconflict.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen graag de Single Cell Genomics Core van het Baylor College of Medicine erkennen. Dit project werd ondersteund door de Cytometry and Cell Sorting Core van het Baylor College of Medicine met financiering van de NIH (P30 AI036211, P30 CA125123 en SS10 RR024574) en de deskundige hulp van Joel M. Sederstrom. Dit project werd gedeeltelijk gefinancierd door de NIH/NICHD [P50HD103555], de NIH/NINDS [5R01NS078294] en de NIH/NIA [5F30AG076265]. Figuur 3 is gemaakt in BioRender. https://BioRender.com/5418352.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
15 mL Centrifuge TubeCelltreat229411
Bone Nipper Fine Science Tools16102-11
Bonn Miniature Iris Scissors Miltex 18-1392
Bovine Serum Albumin SolutionSigma-AldrichA1595
Dumont #3 Forceps Fine Science Tools11231-30
Female C57BL/6J miceThe Jackson LaboratoryJAX:000664
gentleMACS C tubes Miltenyi Biotec130-093-237
gentleMACS Octo Dissociator Miltenyi Biotec130-096-427
MACS SmartStrainers 30 um Miltenyi Biotec130-098-458
MACS SmartStrainers 70 um Miltenyi Biotec130-098-462
Micro Friedman-Pearson RongeursFine Science Tools16220-14
Nuclei Extraction Buffer Miltenyi Biotec130-128-024
Phosphate-Buffered Saline (PBS), 1x zonder calcium en magnesium, PH 7,4 ± 0,1Corning21-040-CV
Protector RNAse Inhibitor Millipore Sigma3335402001
Sorvall Legend XTR Gekoelde CentrifugeThermo Scientific50119927-5

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Graziadei, P. P. C., Graziadei, G. A. M. Neurogenesis and neuron regeneration in the olfactory system of mammals. I. Morphological aspects of differentiation and structural organization of the olfactory sensory neurons. J Neurocytol. 8 (1), 1-18 (1979).
  2. Monti Graziadei, G. A., Graziadei, P. P. C. Neurogenesis and neuron regeneration in the olfactory system of mammals. II. Degeneration and reconstitution of the olfactory sensory neurons after axotomy. J Neurocytol. 8 (2), 197-213 (1979).
  3. Caggiano, M., Kauer, J. S., Hunter, D. D. Globose basal cells are neuronal progenitors in the olfactory epithelium: a lineage analysis using a replication-incompetent retrovirus. Neuron. 13 (2), 339-352 (1994).
  4. Iwai, N., Zhou, Z., Roop, D. R., Behringer, R. R. Horizontal basal cells are multipotent progenitors in normal and injured adult olfactory epithelium. Stem Cells. 26 (5), 1298-1306 (2008).
  5. Schwob, J. E., et al. Stem and progenitor cells of the mammalian olfactory epithelium: Taking poietic license. J Comp Neurol. 525 (4), 1034-1054 (2017).
  6. Fletcher, R. B., et al. Deconstructing olfactory stem cell trajectories at single-cell resolution. Cell Stem Cell. 20 (6), 817-830.e8 (2017).
  7. Gadye, L., et al. Injury activates transient olfactory stem cell states with diverse lineage capacities. Cell Stem Cell. 21 (6), 775-790.e9 (2017).
  8. Saraiva, L. R., et al. Hierarchical deconstruction of mouse olfactory sensory neurons: from whole mucosa to single-cell RNA-seq. Sci Rep. 5 (1), 18178(2015).
  9. Fletcher, R. B., et al. p63 regulates olfactory stem cell self-renewal and differentiation. Neuron. 72 (5), 748-759 (2011).
  10. Brann, D. H., et al. Non-neuronal expression of SARS-CoV-2 entry genes in the olfactory system suggests mechanisms underlying COVID-19-associated anosmia. Sci Adv. 6 (31), eabc5801(2020).
  11. Carter, L. A., MacDonald, J. L., Roskams, A. J. Olfactory horizontal basal cells demonstrate a conserved multipotent progenitor phenotype. J Neurosci. 24 (25), 5670-5683 (2004).
  12. Lake, B. B., et al. A comparative strategy for single-nucleus and single-cell transcriptomes confirms accuracy in predicted cell-type expression from nuclear RNA. Sci Rep. 7 (1), 6031(2017).
  13. Bakken, T. E., et al. Single-nucleus and single-cell transcriptomes compared in matched cortical cell types. PLoS One. 13 (12), e0209648(2018).
  14. Ruiz Tejada Segura, M. L., et al. A 3D transcriptomics atlas of the mouse nose sheds light on the anatomical logic of smell. Cell Rep. 38 (12), 110547(2022).
  15. Li, W., et al. A single-cell transcriptomic census of mammalian olfactory epithelium aging. Dev Cell. 59 (22), 3043-3058.e8 (2024).
  16. Dunston, D., Ashby, S., Krosnowski, K., Ogura, T., Lin, W. An effective manual deboning method to prepare intact mouse nasal tissue with preserved anatomical organization. J Vis Exp. (78), e50538(2013).
  17. Gurumurthy, R. K., Kumar, N., Chumduri, C. Optimized protocol for isolation of high-quality single cells from the female mouse reproductive tract tissues for single-cell RNA sequencing. STAR Protoc. 2 (4), 100970(2021).
  18. Nguyen, Q. H., Pervolarakis, N., Nee, K., Kessenbrock, K. Experimental considerations for single-cell RNA sequencing approaches. Front Cell Dev Biol. 6, 108(2018).
  19. Belfort, B. D. W., et al. Comparative analysis of AAV serotypes for transduction of olfactory sensory neurons. Front Neurosci. 19, 1531122(2025).
  20. Huang, J. S., et al. Immature olfactory sensory neurons provide behaviourally relevant sensory input to the olfactory bulb. Nat Commun. 13 (1), 6194(2022).
  21. Barrios, A. W., Nunez, G., Sanchez Quinteiro, P., Salazar, I. Anatomy, histochemistry, and immunohistochemistry of the olfactory subsystems in mice. Front Neuroanat. 8, 63(2014).
  22. Antunes, M. B., et al. Murine nasal septa for respiratory epithelial air-liquid interface cultures. Biotechniques. 43 (2), 195-204 (2007).
  23. Wu, J., Cai, Y., Wu, X., Ying, Y., Tai, Y., He, M. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio Protoc. 11 (5), e3988(2021).
  24. Bakulski, K. M., et al. Single-cell analysis of the gene expression effects of developmental lead (Pb) exposure on the mouse hippocampus. Toxicol Sci. 176 (2), 396-409 (2020).
  25. Chang, C. -S., et al. Single-cell RNA sequencing uncovers the individual alteration of intestinal mucosal immunocytes in Dusp6 knockout mice. iScience. 25 (2), 103738(2022).
  26. Denisenko, E., et al. Systematic assessment of tissue dissociation and storage biases in single-cell and single-nucleus RNA-seq workflows. Genome Biol. 21 (1), 130(2020).
  27. Koenitzer, J. R., Wu, H., Atkinson, J. J., Brody, S. L., Humphreys, B. D. Single-nucleus RNA-sequencing profiling of mouse lung. Reduced dissociation bias and improved rare cell-type detection compared with single-cell RNA sequencing. Am J Respir Cell Mol Biol. 63 (6), 739-747 (2020).
  28. Xiong, A., Zhang, J., Chen, Y., Zhang, Y., Yang, F. Integrated single-cell transcriptomic analyses reveal that GPNMB-high macrophages promote PN-MES transition and impede T cell activation in GBM. eBioMedicine. 83, 104239(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muisdissectieenkelkernsuspensiesingle cell sequencingolfactorische sensorische neuronenweefseldissociatieflowcytometriemarkergenenneusholteprogenitorcellen

Gerelateerde artikelen