Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Driedimensionaal weefselmodel met hoge doorvoer voor kwantificering van elektroporatiedrempels

839 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68494

⸱

19 augustus 2025

 ,  ,  , 
1North Carolina State University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol maakt gebruik van computationele modellering om omkeerbare en onomkeerbare elektroporatiedrempels te kwantificeren met behulp van de ruimtelijke verdeling van getransfecteerde cellen binnen een driedimensionale weefselnabootsing voor high-throughput analyse van elektroporatieprotocollen.

Samenvatting

Elektroporatie is een veelbelovende technologie die gebruikmaakt van elektrische pulsen voor de afgifte van macromoleculen en ablatie van zacht weefsel, met toepassingen zoals profylactica van de volgende generatie en de behandeling van genetische ziekten zoals kanker. Deze studie demonstreert een 3D-weefselkweekmodel met hoge doorvoer voor kwantificering van de omkeerbare en onomkeerbare elektroporatiedrempels voor een bepaald elektroporatieprotocol. Door gebruik te maken van een niet-uniform elektrisch veld en de ruimtelijke verdeling van getransfecteerde cellen te analyseren, kunnen zowel omkeerbare als onomkeerbare drempels worden geïdentificeerd binnen een enkel monster, waardoor de efficiëntie waarmee elektroporatieprotocollen kunnen worden gekarakteriseerd, vooral voor in vivo translatie, toeneemt. Om dit vermogen aan te tonen, werden 3D-weefselnabootsers die HEK293-cellen bevatten, getransfecteerd met behulp van een ring- en pin-elektrode om een GFP-coderend plasmide af te leveren. Elektroporatiedrempels werden vervolgens afgeleid op basis van fluorescerende microscopiebeelden van de getransfecteerde monsters. Dit model toont potentieel voor gebruik als middel voor high-throughput evaluatie van elektroporatieprotocollen, een belangrijk voordeel ten opzichte van de huidige methoden om deze drempels te evalueren, die vaak tijdrovend zijn en minder representatief zijn voor in vivo omstandigheden.

Inleiding

Omkeerbare elektroporatie (RE) is een gevestigde methodologie voor het afleveren van een verscheidenheid aan normaal membraanondoorlaatbare verbindingen en moleculen in cellen 1,2,3. Hier worden gepulseerde elektrische velden (PEF's) gebruikt om een kritische elektrische veldintensiteit te bereiken die voorbijgaande, gelokaliseerde nanoporiën langs delen van het celmembraan induceert. RE is gebruikt om een verscheidenheid aan moleculen en verbindingen af te leveren, variërend van kleurstoffen en nucleïnezuren tot chemotherapeutica en andere geneesmiddelen 4,5,6,7,8,9,10. Als de intensiteit van het elektrische veld echter voldoende wordt verhoogd, kan deze een hogere kritische drempel bereiken, wat resulteert in een snelle afname van de levensvatbaarheid van de cellen 1,2,11,12. Dit proces staat bekend als irreversibele elektroporatie (IRE) en is bestudeerd voor ablatie van zacht weefsel, ook als behandeling voor anders inoperabele tumoren en hartritmestoornissen 11,12,13,14,15,16. Om de behandelingsresultaten te begrijpen en toekomstige behandelingen te informeren, is kwantificering van deze RE- en IRE-drempels gebruikelijk in elektroporatieonderzoek 12,17,18,19,20. RE- en IRE-drempels variëren echter afhankelijk van vele factoren, waaronder celtype, toegepaste spanning, pulsduur, aantal pulsen en pulsafgiftesnelheid 1,17,18,21,22.

Elektroporatieprotocollen hebben een aantal parameters die resulteren in gevarieerde RE- en IRE-drempels 1,17,18,21,22. Optimale behandelingsspanningen en golfvormen zijn al lang onderzocht. De meeste in de handel verkrijgbare elektroporatietechnologieën maken gebruik van protocollen met monopolaire PEF's in de orde van grootte van 100 μs-10 ms23. Hoewel deze protocollen klinisch relevante resultaten opleveren, induceren ze in vivo intense spiercontracties 24,25,26. Hierdoor zijn kortere, bipolaire microsecondepulsen, die deze stimulatie verlichten, een recent onderwerp van interesse geworden 1,11,24. Deze pulsen introduceren echter nieuwe factoren die van invloed zijn op RE- en IRE-drempels, waaronder pulssymmetrie, burstduur en temperatuurafhankelijkheid 1,17,22,27. Bovendien is ook aangetoond dat celtype en weefseleigenschappen een significante invloed hebben op zowel RE- als IRE-uitkomsten 19,28,29. Naarmate het veld zich blijft ontwikkelen, is het nodig om verder te karakteriseren hoe deze factoren en hun interacties met elkaar en andere mogelijke omgevingsfactoren de RE- en IRE-drempels beïnvloeden, waardoor het steeds noodzakelijker wordt om de experimentele efficiëntie te verbeteren om experimenten met een hogere doorvoer mogelijk te maken.

Typische in vitro elektroporatie-experimenten testen protocollen door cellen in een cuvet te behandelen met parallelle geleidende platen, wat resulteert in een uniforme elektrische veldverdeling binnen de cuvet tijdens de behandeling 19,30,31,32,33,34. Zoals eerder vermeld, is het noodzakelijk om de RE- en/of IRE-drempels van een protocol te identificeren om een optimale toegepaste spanning voor een bepaalde behandeling te identificeren. Om dit in cuvettenstudies te bereiken, moeten meerdere cuvetten worden behandeld, elk met discrete aangelegde spanningen. Dit vereist een aanzienlijk aantal monsters die afzonderlijk moeten worden voorbereid, behandeld en geanalyseerd, waardoor de experimentele doorvoer wordt beperkt. Om dit proces te verbeteren, zijn zowel 2D35,36 als 3D 13,20,27,37,38,39 cultuurmodellen ontwikkeld om een continuüm van veldsterktes in een enkel monster te evalueren door elektroden te gebruiken die niet-uniforme veldverdelingen creëren 13,20,27,37,38,39. RE- en IRE-drempels worden vervolgens afgeleid van rekenmodellen van de elektrische veldverdeling 13,20,27,37,38. Dit vermindert het aantal benodigde monsters aanzienlijk, waardoor een meer high-throughput-benadering van drempelkwantificering mogelijk is.

Dit artikel heeft tot doel deze benadering voor RE- en IRE-veldkwantificering in een 3D in vitro model te demonstreren om het potentieel ervan aan te tonen als middel voor een efficiënte evaluatie van elektroporatieprotocollen in verschillende omgevingen (bijv. celtypes, behandelingsparameters, af te leveren moleculen).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De reagentia en de apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van de cellen

  1. In een bioveiligheidskast plaat 1 × 105 cellen/ml van cellijn HEK293 in een volume van 10 ml per weefselkweek T75-kolf in Eagle's Minimum Essential Medium aangevuld met 10% (v/v) foetaal runderserum en 1% penicilline-streptomycine.
  2. Incubeer HEK293-cellen in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving.
  3. Oogst cellen voor experimenten 2 dagen na het zaaien door de kweekmedia te verwijderen en cellen te behandelen met 4 ml 0,25% trypsine-EDTA.
  4. Incubeer cellen en trypsine gedurende 3-5 minuten in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving of totdat de cellen loskomen van het kweekoppervlak.
  5. Inactiveer de enzymatische activiteit van trypsine door 4 ml van de kweekmedia toe te voegen.
  6. Pelletcellen centrifugeren gedurende 5 minuten bij 180 × g en resusinfecteren in kweekmedium tot een eindconcentratie van 8 × 106 cellen/ml.

2. 3D maken van weefselmodellen

OPMERKING: Gebruik voor deze stappen omgekeerd pipetteren om te voorkomen dat er luchtbellen in het mengsel komen.

  1. Meng in een bioveiligheidskast de bereide 8 × 106 cellen/ml celsuspensie grondig met Type I Bovine Collagen Solution (3 mg/ml) in een verhouding van 1:1. Plaats op ijs of in een koud kralenbad om voortijdige polymerisatie tijdens het werken met het mengsel te voorkomen.
  2. Pipetteer 500 μL van de gecombineerde oplossing om de bodem van elk putje van een plaat met 12 putjes te bedekken. Zorg ervoor dat de gel de bodem gelijkmatig bedekt door de oplossing in het midden van de put af te geven en vervolgens voorzichtig naar buiten te spiraliseren.
  3. Draai de plaat voorzichtig rond om ervoor te zorgen dat de randen van de gel contact maken met de wanden van de put.
  4. Incubeer de gels in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 6 uur of totdat de gels stevig worden en niet meer bewegen bij het kantelen van de plaat.
  5. Kantel de putjesplaat en voeg voorzichtig 500 μL kweekmedium toe aan elk putje door het ten minste 1 uur voor de behandeling langs de wand van de plaat naar beneden te laten glijden. Gels moeten binnen 48 uur na creatie worden behandeld.

3. Fabricage van elektroden

  1. Verwijder de plastic Luer-aansluiting op twee 1.64 mm 304 roestvrijstalen spuitnaalden met stompe punt. Zet een naald opzij om als penelektrode te dienen. Maak voor de andere naald de laatste 5 mm van het ene uiteinde plat.
  2. Maak de ringelektrode door een gedeelte van 19 mm 316 roestvrijstalen slang met een buitendiameter af te snijden die lang genoeg is om vlak tegen de bodem van de putplaat te zitten.
  3. Ontwerp een elektrodehouder zoals te zien is in afbeelding 1 met CAD-software. Zorg ervoor dat de houder een centraal gat heeft voor de penelektrode, een groef voor de ringelektrode en een gat dat de groef snijdt, zodat de afgeplatte naald kan worden ingebracht om een perspassing te creëren die de ringelektrode op zijn plaats houdt.
    1. Zorg er ook voor dat de houder een lip heeft die is ontworpen om precies in een plaat met 12 putjes te passen en om de ring- en penelektroden in de put te centreren, zodat de elektroden en de put allemaal coaxiaal38 zijn.
  4. Fabriceer de elektrodehouder van acryl met behulp van gevestigde lasersnijtechnieken40.
  5. Monteer de elektrode door de ring- en penelektroden in de elektrodehouder te plaatsen.
  6. Zet de ringelektrode vast door de naald met een afgeplat uiteinde in de houder te drukken.

4. Behandeling van 3D weefselmodel met elektroporatie

  1. Kantel in een bioveiligheidskast de plaat en zuig 400 μL kweekmedia uit elke put. Zorg ervoor dat u niet in contact komt met de gel. In elke aangezogen put moet 100 μL media worden gelaten om de hydratatie van de gel te behouden. Als er minder dan 400 μL vloeistof moet worden aangezogen (pipet laat geen vloeistof achter/zuigt lucht aan), voeg dan 100 μL kweekmedium toe.
  2. Voeg 20 μl GFP-plasmideoplossing van 5 μg/μl toe aan deze aangezogen putjes (voor een totaal volume van 120 μl per putje) door de plaat te kantelen en het reagens toe te voegen aan de vloeistof die zich ophoopt tegen de wand van elk putje. Draai voorzichtig om ervoor te zorgen dat het zich gelijkmatig over het geloppervlak verspreidt.
  3. Incubeer de gels in een bevochtigde broedmachine bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 10 minuten.
  4. Steek de glasvezeltemperatuursonde in de pin-elektrode en begin met het aflezen van de temperatuur.
  5. Sluit de pluskabel van de elektroporator aan op de pinelektrode en de negatieve kabel op de naald waarmee de ringelektrode is bevestigd.
  6. Zet de kookplaat aan en verwarm de gels zodat ze een temperatuur van 37 °C behouden.
  7. Steek de ring-en-pen-elektrode met glasvezeltemperatuursonde in de pen in de put. Zorg ervoor dat de pin loodrecht op de plaat staat en dat beide elektroden volledig contact maken met de gel.
  8. Zorg ervoor dat de gel 37 °C is.
  9. Elektroporatiebehandeling leveren.
  10. Voeg 100 μL media toe aan alle gels die er droog uitzien.
  11. Herhaal stap 4.7-4.10.
  12. Zodra alle behandelingen zijn voltooid, incubeer de gels in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 10 minuten.
  13. Kantel de putplaat en voeg voorzichtig 500 μL kweekmedium toe aan elk putje door het langs de wand van de plaat naar beneden te laten glijden.
  14. Incubeer de gels in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 24 uur.

5. Wassen en beeldvorming

  1. Kantel de plaat en zuig de kweekmedia uit elk putje op. Zorg ervoor dat u niet in contact komt met de gel.
  2. Kantel de plaat en voeg voorzichtig 500 μL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) toe aan elk putje door het langs de wand van de plaat naar beneden te laten glijden.
  3. Incubeer de gels in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 5 minuten.
  4. Kantel de plaat en zuig de PBS uit elke put. Zorg ervoor dat u niet in contact komt met de gel.
  5. Kantel de plaat en voeg voorzichtig 500 μL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) toe aan elk putje door het langs de wand van de plaat naar beneden te laten glijden.
  6. Draai de plaat voorzichtig rond, kantel hem en zuig de PBS uit elke put op. Zorg ervoor dat u niet in contact komt met de gel.
  7. Voeg 100 μL verse PBS toe om de gels gehydrateerd te houden voor beeldvorming.
  8. Beeldplaat met behulp van standaard fluorescerende microscopietechnieken. Dit zou beelden moeten opleveren van gels met een duidelijk groen, torusvormig gebied waar de omkeerbare en onomkeerbare elektrische velddrempels respectievelijk de buiten- en binnenranden van het gebied begrensden.
  9. Kantel de putplaat en voeg voorzichtig 500 μL kweekmedium toe aan elk putje door het langs de wand van de plaat naar beneden te laten glijden.
  10. Incubeer de gels in een bevochtigde incubator bij 37 °C met 5% CO2 -omgeving gedurende 24 uur.
  11. Herhaal stap 5.1-5.10 voor elk tijdstip.

6. Creatie van computationele modellen

  1. Open een fysische simulatiesoftware en maak een nieuw 2D axisymmetrisch model dat gebruikmaakt van de fysica van elektrische stromen, warmteoverdrachten in vaste stoffen en elektromagnetische verwarming.
  2. Maak parameters voor de spanning, omgevingstemperatuur, temperatuur van de kookplaat, temperatuurinstelpunt, pulsafgiftesnelheid, geïntegreerde elektrische dosis en afmetingen van de ring- en pinelektroden, de gel en de putplaat van de experimentele opstelling.
  3. Maak domeingeometrieën die een radiale doorsnede van de ring- en pinelektroden, de gel en de putplaat van de experimentele opstelling weergeven, zoals te zien is in figuur 2A.
  4. Plaats een sondepunt in de centrale elektrode op de helft van de gelhoogte om de glasvezeltemperatuursonde weer te geven die tijdens in-vitro-experimenten wordt gebruikt.
  5. Maak een stuksgewijze functie die temperatuur als invoerargument gebruikt.
  6. Definieer de functie zodanig dat de waarde 1 is wanneer de temperatuur lager is dan de temperatuurinstelparameter die in stap 6.2 is gedefinieerd, en anders 0.
  7. Pas een spanningsrandvoorwaarde toe op het bovenste oppervlak van de domeingeometrie die de pin-elektrode vertegenwoordigt en stel de spanningswaarde in op de spanningsparameter gedefinieerd in stap 6.2 vermenigvuldigd met de stuksgewijze functie uit stap 6.6 geëvalueerd op de temperatuur van het sondepunt dat in stap 6.4 is gemaakt.
  8. Pas een massarandvoorwaarde toe op het bovenste oppervlak van de domeingeometrie die de ringelektrode vertegenwoordigt.
  9. Pas een randvoorwaarde voor elektrische isolatie toe op alle resterende domeingrenzen.
  10. Maak een continue functie die gebruikmaakt van temperatuur.
  11. Definieer de functie met behulp van een vastgesteld model27 van de temperatuurafhankelijke geleidbaarheid van de collageengel als 0,8277 + 0,0323*T.
  12. Definieer een aangepast materiaal en stel de elektrische geleidbaarheid in op de continue functie die is gedefinieerd in stap 6.11. Breng dit materiaal aan op het geldomein.
  13. Definieer materialen of gebruik softwarestandaardinstellingen, indien beschikbaar, om 304 en 316 roestvrijstalen materialen toe te wijzen aan respectievelijk de pen- en ringelektrodedomeinen en polystyreen aan de putplaatdomeinen.
  14. Pas een temperatuurrandvoorwaarde toe op de basis van het model en stel de temperatuurwaarde in op 37 °C.
  15. Pas een randvoorwaarde voor oppervlaktestraling toe op alle andere domeinranden die geen interface hebben met een ander domein en stel de emissiviteit in op 0,97, 0,9 en 0,075, afhankelijk van of het domein deel uitmaakte van respectievelijk de plaat, gel of elektrode27.
  16. Voeg een gratis driehoekig gaas toe aan het model. Stel de elementgrootte in op Fijner.
  17. Als u verschillende parameterniveaus evalueert, maakt u een parametrische sweep met alle waarden waarop een parameter moet worden geëvalueerd.
  18. Voer de simulatie uit door op de knop Compute te klikken.
  19. Maak na voltooiing een 2D-snijlijnplot van het elektrische veld in de sectie Resultaten.
  20. Definieer de snijlijn die van de pin-elektrode naar de ringelektrode door het midden van het geldomein moet gaan. Dit zou moeten resulteren in een exponentieel verval van de rand van de pin-elektrode naar de rand van de ringelektrode.
  21. Exporteer de plotgegevens als een .csv of .xlsx bestand om een opzoektabel te maken.

7. Afleiding van de drempel

  1. Meet met de software van de microscoop de diameter van de buiten- en binnenranden van het torusvormige gebied langs de verticale en horizontale assen. Als de software deze mogelijkheid niet heeft, gebruik dan ImageJ om het te doen.
  2. Neem het gemiddelde van respectievelijk de buiten- en binnendiameter en deel deze door twee om de buiten- en binnenstralen van het torusvormige gebied te berekenen. De buitenstraal geeft de RE-drempel aan. De binnenradius geeft de IRE-drempel aan.
  3. Leid met behulp van de opzoektabel die in stap 6.21 is gemaakt de intensiteit van het elektrische veld af bij de gemeten stralen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De ring- en pin-elektrode leverde met succes een DNA-plasmide dat codeert voor een groen fluorescerend eiwit (GFP) af in 3D-collageenweefselimitaties die zijn ingebed met HEK293-cellen. Succesvolle kwantificering van de RE-drempel werd bereikt door de buitenstraal van het getransfecteerde gebied te meten en de overeenkomstige veldintensiteit af te leiden uit het rekenmodel van de experimentele opstelling, zoals te zien is in figuur 2<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met deze methode kunnen omkeerbare en onomkeerbare elektroporatiedrempels worden geïdentificeerd zonder dat meerdere monsters bij discrete spanningen hoeven te worden getest. Het gebruik van een niet-uniform elektrisch veld maakt kwantificering mogelijk op basis van de ruimtelijke verdeling van getransfecteerde cellen in het model. Er zijn echter beperkingen verbonden aan deze niet-uniforme verdeling. In de eerste plaats zijn de RE- en IRE-drempels die hierin worden beschreven de drempel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen onthullingen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd uitgevoerd aan de North Carolina State University en gefinancierd door de National Institutes of Health (R01CA272550).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.25% trypsin-EDTAGibco25200056
1000 uL pipette tipsFisher Scientific13-811-164
15 mL conische buisFisher Scientific14-959-70C
200 uL pipette tipsFisher Scientific13-811-139
304 roestvrijstalen stompe puntnaaldenMcMaster Carr75165A753
316 Roestvrijstalen buisMcMaster Carr89785K319
AcrylicMcMaster Carr8505K754
BioveiligheidskastFisher Scientific13-261-312
CAD softwareDassault SystemsSolidWorks
CentrifugeNuaireNU-C200R
ElektroporatorHbio45-0662Een op maat gemaakt apparaat en een BTX ECM 830 systeem werden gebruikt in deze studie
EMEMFisher ScientificMT10009CVDit kan variëren  als je een andere cellijn gebruikt dan HEK293
Falcon 12-wells heldere platte bodem TC-behandelde Multiwell celcultuurplaat, met dekselCorning353043Elke 12-wells plaat kan worden gebruikt, zorg er alleen voor dat de well afmetingen worden meegenomen bij het fabriceren van de elektrodehouder.
FBSFisher ScientificA5670701
Vezeloptische Temperatuur SondeMicronor Inc.TS5-20MM-02
GFP-PlasmidAldeverongWiz-GFP
HEK293 CellenATCCCRL-1573Andere cellijnen kunnen worden gebruikt, zorg er alleen voor dat het juiste kweekmedium wordt gebruikt
Hot PlateThermoelectric Cooling America CorporationAHP-301CPV
IJs of gekoelde parelbadFisher Scientific10-876-001
Beeldanalyse softwareLeicaLAS X
IncubatorFisher Scientific15-015-2633
Omgekeerde Fluorescerende MicroscoopLeicaDMi8
Laser SnijderMcMaster Carr7344N11
Penicilline-streptomycineFisher Scientific15140122
Pipet KitFisher Scientific14-388-100
Simulatie SoftwareCOMSOLCOMSOL Multiphysics 6.2
T75 FlaconFisher Scientific156499
Type I Runder Collageen OplossingAdvanced Biomatrix50053 mg/mL

Referenties

  1. Sano, M. B., Fan, R. E., Xing, L. Asymmetric waveforms decrease lethal thresholds in high frequency irreversible electroporation therapies. Sci Rep. 7 (1), 40747(2017).
  2. Batista Napotnik, T., Polajžer, T., Miklavčič, D. Cell death due to electroporation - A review. Bioelectrochem. 141, 107871(2021).
  3. Kotnik, T., Rems, L., Tarek, M., Miklavčič, D. Membrane electroporation and electropermeabilization: mechanisms and models. Annu Rev Biophys. 48 (1), 63-91 (2019).
  4. Schipilliti, F. M., et al. Electrochemotherapy for solid tumors: literature review and presentation of a novel endoscopic approach. Radiol Oncol. 56 (3), 285-291 (2022).
  5. Hoejholt, K. L., et al. Calcium electroporation and electrochemotherapy for cancer treatment: importance of cell membrane composition investigated by lipidomics, calorimetry and in vitro efficacy. Sci Rep. 9 (1), 4758(2019).
  6. Gary, E. N., Weiner, D. B. DNA vaccines: Prime time is now. Curr Opin Immunol. 65, 21-27 (2020).
  7. Sachdev, S., Potočnik, T., Rems, L., Miklavčič, D. Revisiting the role of pulsed electric fields in overcoming the barriers to in vivo gene electrotransfer. Bioelectrochem. 144, 107994(2022).
  8. Lambricht, L., et al. Clinical potential of electroporation for gene therapy and DNA vaccine delivery. Expert Opin Drug Deliv. 13 (2), 295-310 (2016).
  9. Gothelf, A., Gehl, J. What you always needed to know about electroporation-based DNA vaccines. Hum Vaccin Immunother. 8 (11), 1694-1702 (2012).
  10. Lin, F., et al. Optimization of electroporation-enhanced intradermal delivery of DNA vaccine using a minimally invasive surface device. Hum Gene Ther Methods. 23 (3), 157-168 (2012).
  11. Sano, M. B., DeWitt, M. R., Teeter, S. D., Xing, L. Optimization of a single insertion electrode array for the creation of clinically relevant ablations using high-frequency irreversible electroporation. Comput Biol Med. 95, 107-117 (2018).
  12. Davalos, R. V., Mir, L. M., Rubinsky, B. Tissue ablation with irreversible electroporation. Ann Biomed Eng. 33 (2), 223-231 (2005).
  13. Ivey, J. W., et al. Targeted cellular ablation based on the morphology of malignant cells. Sci Rep. 5, 17157(2015).
  14. Meijerink, M. R., et al. Irreversible electroporation to treat unresectable colorectal liver metastases (COLDFIRE-2): A phase II, two-center, single-arm clinical trial. Radiology. 299 (2), 470-480 (2021).
  15. Sugrue, A., et al. Irreversible electroporation for catheter-based cardiac ablation: A systematic review of the preclinical experience. J Interv Card Electrophysiol. 55 (3), 251-265 (2019).
  16. Wittkampf, F. H. M., van Es, R., Neven, K. Electroporation and its relevance for cardiac catheter ablation. JACC Clin Electrophysiol. 4 (8), 977-986 (2018).
  17. Fesmire, C. C., Petrella, R. A., Kaufman, J. D., Topasna, N., Sano, M. B. Irreversible electroporation is a thermally mediated ablation modality for pulses on the order of one microsecond. Bioelectrochem. 135, 107544(2020).
  18. Fesmire, C. C., et al. Integrated Time Nanosecond Pulse Irreversible Electroporation (INSPIRE): Assessment of dose, temperature, and voltage on experimental and clinical treatment outcomes. IEEE Trans Biomed Eng. 71 (5), 1511-1520 (2023).
  19. Potočnik, T., Sachdev, S., Polajžer, T., Maček Lebar, A., Miklavčič, D. Efficient gene transfection by electroporation-In vitro and in silico study of pulse parameters. Appl Sci. 12 (16), 8237(2022).
  20. Jacobs IV, E. J., Campelo, S. N., Charlton, A., Altreuter, S., Davalos, R. V. Characterizing reversible, irreversible, and calcium electroporation to generate a burst-dependent dynamic conductivity curve. Bioelectrochem. 155, 108580(2024).
  21. Weaver, J. C., Smith, K. C., Esser, A. T., Son, R. S., Gowrishankar, T. R. A brief overview of electroporation pulse strength-duration space: a region where additional intracellular effects are expected. Bioelectrochem. 87, 236-243 (2012).
  22. Sano, M. B., Arena, C. B., DeWitt, M. R., Saur, D., Davalos, R. V. In-vitro bipolar nano- and microsecond electro-pulse bursts for irreversible electroporation therapies. Bioelectrochem. 100, 69-79 (2014).
  23. Sokołowska, E., Błachnio-Zabielska, A. U. A critical review of electroporation as a plasmid delivery system in mouse skeletal muscle. Int J Mol Sci. 20 (11), 2776(2019).
  24. Mercadal, B., Arena, C. B., Davalos, R. V., Ivorra, A. Avoiding nerve stimulation in irreversible electroporation: a numerical modeling study. Phys Med Biol. 62 (20), 8060-8079 (2017).
  25. Fusco, R., Di Bernardo, E., D'Alessio, V., Salati, S., Cadossi, M. Reduction of muscle contraction and pain in electroporation-based treatments: an overview. World J Clin Oncol. 12 (5), 367-381 (2021).
  26. Cvetkoska, A., Maček-Lebar, A., Trdina, P., Miklavčič, D., Reberšek, M. Muscle contractions and pain sensation accompanying high-frequency electroporation pulses. Sci Rep. 12 (1), 8019(2022).
  27. Fesmire, C. C., et al. Temperature dependence of high frequency irreversible electroporation evaluated in a 3D tumor model. Ann Biomed Eng. 48 (8), 2233-2246 (2020).
  28. Ĉemazˆr, M., et al. Effect of electric-field intensity on electropermeabilization and electrosensitivity of various tumor-cell lines in vitro. Electro Magnetobiol. 17 (2), 263-272 (1998).
  29. Young, J. L., Dean, D. A. Electroporation-mediated gene delivery. Adv Genet. 89 (1), 49-88 (2015).
  30. Bosnjak, M., Lorente, B. C., Pogacar, Z., Makovsek, V., Cemazar, M. Different incubation times of cells after gene electrotransfer in fetal bovine serum affect cell viability, but not transfection efficiency. J Membr Biol. 247 (5), 421-428 (2014).
  31. Hyder, I., Eghbalsaied, S., Kues, W. A. Systematic optimization of square-wave electroporation conditions for bovine primary fibroblasts. BMC Mol Cell Biol. 21 (1), 9(2020).
  32. Sherba, J. J., et al. The effects of electroporation buffer composition on cell viability and electro-transfection efficiency. Sci Rep. 10 (1), 3053(2020).
  33. Potter, H., Heller, R. Transfection by electroporation. Curr Protoc Mol Biol. 62 (9), Unit 9.3 (2003).
  34. Silve, A., Vezinet, R., Mir, L. M. Nanosecond-duration electric pulse delivery in vitro and in vivo: Experimental considerations. IEEE Trans Instrum Meas. 61 (7), 1945-1954 (2012).
  35. Avazzadeh, S., et al. Establishing electroporation thresholds for targeted cell-specific cardiac ablation in a 2D culture model. J Cardiovasc Electrophysiol. 33 (9), 2050-2061 (2022).
  36. Fiorentzis, M., et al. Conjunctival melanoma and electrochemotherapy: preliminary results using 2D and 3D cell culture models in vitro. Acta Ophthalmol. 97 (4), e632-e640 (2019).
  37. Arena, C. B., Szot, C. S., Garcia, P. A., Rylander, M. N., Davalos, R. V. A three-dimensional in vitro tumor platform for modeling therapeutic irreversible electroporation. Biophys J. 103 (9), 2033-2042 (2012).
  38. Sano, M. B., Fesmire, C. C., DeWitt, M. R., Xing, L. Burst and continuous high frequency irreversible electroporation protocols evaluated in a 3D tumor model. Phys Med Biol. 63 (13), 135022(2018).
  39. Marrero, B., Heller, R. The use of an in vitro 3D melanoma model to predict in vivo plasmid transfection using electroporation. Biomaterials. 33 (10), 3036-3046 (2012).
  40. Berrie, P. G., Birkett, F. N. The drilling and cutting of polymethyl methacrylate (Perspex) by CO2 laser. Opt Lasers Eng. 1 (2), 107-129 (1980).
  41. Gothelf, A., Mir, L. M., Gehl, J. Electrochemotherapy: results of cancer treatment using enhanced delivery of bleomycin by electroporation. Cancer Treat Rev. 29 (5), 371-387 (2003).
  42. Tasu, J. P., Tougeron, D., Rols, M. P. Irreversible electroporation and electrochemotherapy in oncology: state of the art. Diagn Interv Imaging. 103 (11), 499-509 (2022).
  43. Babiuk, S., et al. Electroporation improves the efficacy of DNA vaccines in large animals. Vaccine. 20 (27), 3399-3408 (2002).
  44. Bernelin-Cottet, C., et al. Electroporation of a nanoparticle-associated DNA vaccine induces higher inflammation and immunity compared to its delivery with microneedle patches in pigs. J Control Release. 308, 14-28 (2019).
  45. Jorritsma, S. H. T., Gowans, E. J., Grubor-Bauk, B., Wijesundara, D. K. Delivery methods to increase cellular uptake and immunogenicity of DNA vaccines. Vaccine. 34 (46), 5488-5494 (2016).
  46. Edd, J. F., Horowitz, L., Davalos, R. V., Mir, L. M., Rubinsky, B. In vivo results of a new focal tissue ablation technique: irreversible electroporation. IEEE Trans Biomed Eng. 53 (7), 1409-1415 (2006).
  47. Williamson, R. H., DeWitt, M. R., Elhanafi, D., Zaharoff, D. A., Sano, M. B. Optimization of bipolar microsecond electric pulses for DNA vaccine delivery. IEEE Trans Biomed Eng. 72 (1), 1-12 (2025).
  48. Vera Tizatl, C. E., Vega López, M. A., Vera Hernández, A., Leija Salas, L. A., Vera Tizatl, A. L. Proceedings of the 2024 Global Medical Engineering Physics Exchanges / Pan American Health Care Exchanges (GMEPE/PAHCE). 1, 1-5 (2024).
  49. Vera-Tizatl, A. L., et al. Liver-tumor mimics as a potential translational framework for planning and testing irreversible electroporation with multiple electrodes. Bioeng Transl Med. 9 (1), e10607(2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

High-throughputmodelweefselelektroporatiereversibele elektroporatieirreversibele elektroporatieelektrisch veldverdelingHEK293-cellenfluorescentiemicroscopieplasmidtransfectie
Driedimensionaal weefselmodel met hoge doorvoer voor kwantificering van elektroporatiedrempels
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.