Cultuur van PC12-cellen
De PC12-cellijn werd vermeerderd in het groeimedium Roswell Park Memorial Institute 1640 (RPMI-1640) dat 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline/streptomycine bevatte, met routineonderhoud onder standaard kweekomstandigheden (37 °C, 5% CO2 bevochtigde atmosfeer). Voor experimentele procedures werden adherente cellen op kweekvaten geplateerd en konden ze zich vermenigvuldigen tot ze bijna confluente monolagen bereikten (ongeveer 90% oppervlaktebedekking). Cellulaire dissociatie werd bereikt door enzymatische behandeling met 0,25% trypsine-EDTA-oplossing, gevolgd door drie opeenvolgende subcultuurcycli om de stabiliteit van de populatie te garanderen. Verwerkte cellen werden vervolgens toegewezen voor stroomafwaartse experimentele toepassingen en analytische beoordelingen.
Testen op levensvatbaarheid van cellen
De levensvatbaarheid van de cellen werd beoordeeld om de cytotoxiciteit van hemine en locostatine op PC12-cellen te evalueren, volgens de instructies van de fabrikant van de testkit. PC12-cellen werden uniform gezaaid in platen met 96 putjes en gedurende 24 uur gekweekt met hemine of locostatine. Na het wassen met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) werden de cellen gedurende 90 minuten bij 37 °C geïncubeerd in een RPMI-1640-medium met 10% tetrazoliumzoutoplossing die 10% tetrazolium bevatte. Optische dichtheid (OD) -waarden werden vervolgens gemeten bij 450 nm met behulp van een microplaatlezer.
Kwantitatieve reverse transcriptie-polymerasekettingreactie (RT-qPCR)
Totaal RNA werd geëxtraheerd uit PC12-cellen met behulp van het RNA-extractiereagens. Eerst werd het monster gehomogeniseerd in het extractiereagens, wat een grondige lysis garandeerde. Chloroform werd aan het mengsel toegevoegd, krachtig geschud en gecentrifugeerd om de fasen te scheiden (12.000 × g, 15 min, 4 °C). De waterige fase die het RNA bevatte, werd verzameld en het RNA werd neergeslagen door isopropanol toe te voegen (waterige fase : iPrOH = 1:1) en te incuberen bij kamertemperatuur. Centrifugeren werd gedaan om het RNA te pelleteren (12.000 × g, 10 min, 4 °C), 1 ml 70% ethanol werd toegevoegd om onzuiverheden te verwijderen en ten slotte werd de RNA-pellet opgelost in RNase-vrij water voor opslag bij -80 °C. Complementaire DNA-sjablonen (cDNA) werden gegenereerd door reverse transcriptie met de RT Master Mix. De resulterende sjablonen werden vervolgens verdund in een verhouding van 1:5 en onderworpen aan kwantitatieve real-time PCR op een real-time PCR-instrument. Elk monster werd in drievoud geamplificeerd en de relatieve hoeveelheid PCR-product werd gemiddeld. De gebruikte primers staan vermeld in tabel 1, waarbij β-actine dient als het huishoudgen. De relatieve mRNA-concentratie werd bepaald met behulp van de formule E = 2−ΔΔCt, en de Critical Threshold Cycle (CT)-waarde werd voor elke reactie geregistreerd.
Intracellulaire reactieve zuurstofspecies (ROS) en lipidehydroperoxide (LPO) assays
ROS- en LPO-niveaus werden gemeten met behulp van flowcytometrie. PC12-cellen werden gedurende 24 uur behandeld met hemine (80 μM), locostatine (5 μM) en ML385 (5 μM) en 3x gewassen met PBS in gerechten. De cellen werden vervolgens geïncubeerd bij 37 °C met 5% CO2 gedurende 40 minuten in aanwezigheid van 2',7'-dichloordihydrofluoresceïnediacetaat (DCFH-DA), een ROS-sonde, en BODIPY 581/591 C11, een LPO-sonde. Na PBS-wasbeurten om overtollige sondes te verwijderen, werd de fluorescentie-intensiteit gemeten met behulp van flowcytometrie. Een consistente poortstrategie werd toegepast op alle monsters: eerst werden cellen afgeschermd op FSC-A versus SSC-A om puin uit te sluiten, vervolgens werden afzonderlijke cellen geselecteerd op basis van FSC-A versus FSC-H-gating. Ongekleurde cellen en cellen die alleen met hemine werden behandeld, werden gebruikt als negatieve en positieve controles om de fluorescentiecompensatie en poorten vast te stellen. De gegevens werden geanalyseerd met behulp van de gekoppelde software.
Eiwitextractie en western blot
Totale eiwitextractie
Het supernatans van behandelde PC12-cellen werd weggegooid, gevolgd door drie wasbeurten met ijskoude PBS. Cellen werden geoogst met behulp van trypsine en gecentrifugeerd bij 200 × g gedurende 5 minuten. Na verwijdering van het supernatant werd de celpellet gehomogeniseerd in koude Radio-Immunoprecipitation Assay (RIPA) lysisbuffer die 10% proteaseremmer en 10% fosfataseremmer bevatte. Na een incubatie van 30 minuten op ijs werd het lysaat gedurende 15 minuten bij 4 °C gecentrifugeerd bij 12.000 × g. Het heldere supernatans werd gemengd met Loading Buffer (4:1) en gedurende 5 minuten bij 95 °C verhit om eiwitten te denatureren. Eiwitmonsters werden bewaard bij -80 °C voor later gebruik.
Analyse van de westerse vlek
Eiwitten werden gescheiden door SDS-PAGE met behulp van een stapelgel en oplossende gel, waarbij monsters in putten werden geladen. Elektroforese werd uitgevoerd bij 80 V voor de stapelgel en 120 V voor de oplossende gel. Eiwitten werden overgebracht op een polyvinylideenfluoride (PVDF) membraan (vooraf geactiveerd in methanol gedurende 1 minuut) met behulp van een overdrachtssysteem met een constante stroom van 300 mA gedurende 1-2 uur. Het membraan werd gedurende 2 uur bij kamertemperatuur geblokkeerd met 5% magere melk in TBST om niet-specifieke binding te voorkomen. Na drie wasbeurten met TBST (elk 10 minuten) werd het membraan een nacht bij 4 °C geïncubeerd met de volgende primaire antilichamen verdund in TBST: Konijn anti-ACSL4 (1:1.000), Konijn anti-GPX4 (1:1.000), Konijn anti-HO-1 (1:2.000), Konijn anti-NRF2 (1:1.000), Konijn anti-RKIP (1:1.500) en Muis anti-β-actine (1:5.000). Het membraan werd 3 x 10 minuten gewassen met TBST en gedurende 2 uur bij kamertemperatuur geïncubeerd met HRP-geconjugeerde secundaire antilichamen: HRP-gelabeld Geit Anti-Muis IgG (1:1.000), HRP-gelabeld Geit Anti-Konijn IgG (1:1.000). Na extra TBST-wasbeurten gedurende 3 x 5 minuten werden eiwitsignalen gevisualiseerd met behulp van een ECL Western Blot Kit en gekwantificeerd met behulp van ImageJ-software.
Immunofluorescentie kleuring
Cellen werden gezaaid op dekglaasjes die vooraf in kweekplaten waren geplaatst en mochten hechten. Na experimentele behandelingen werd het bovenstaande weggegooid en werden de cellen 3x gewassen met PBS. De cellen werden gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur gefixeerd met 4% paraformaldehyde (PFA), gevolgd door drie PBS-wasbeurten. Vervolgens werden de cellen gepermeabiliseerd met 0,1% Triton X-100 gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur en 3x gewassen met PBS. De niet-specifieke binding werd geblokkeerd door incubatie met 3% runderserumalbumine (BSA) gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur. Primaire antilichamen werden 's nachts bij 4 °C aangebracht: Konijn anti-HO-1 (1:500), Konijn anti-NRF2 (1:500). Na drie PBS-wasbeurten de volgende dag werden de cellen in het donker gedurende 1 uur bij kamertemperatuur geïncubeerd met fluorescerende secundaire antilichamen: Alexa Fluor 488-gelabeld Goat Anti-Rabbit IgG (1:500). Na de laatste wasbeurten werden de monsters gemonteerd met een montagemedium dat 4',6-diamidino-2'-fenylindool (DAPI) bevatte voor nucleaire tegenkleuring. Beelden werden vastgelegd met behulp van een confocale laserscanmicroscoop.
Statistische analyse
De meetgegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± standaarddeviatie (S.D.). Kwantitatieve gegevens die de resultaten van drie onafhankelijke replicaattesten vertegenwoordigen, werden genomen voor analyse. Voor vergelijkingen tussen twee groepen werd een t-test toegepast, terwijl een eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA) werd gebruikt voor vergelijkingen tussen meerdere groepen, gevolgd door Tukey's post-hoctest voor meerdere vergelijkingen. Een p-waarde < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd.