Methodenartikel

In vivo Confocale microscopie: een standaardprocedure voor de detectie van demodex-mijten aan de ooglidrand

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68534

⸱

3 juli 2025

 ,  , 
1National Clinical Research Center for Ocular Diseases, Eye Hospital, Wenzhou Medical University, 2Eye Hospital of Wenzhou Medical University at Hangzhou

In dit artikel

Samenvatting

In vivo confocale microscopie is een veelbelovende beeldvormingstechniek met een hoge resolutie. We presenteren de volgende procedure voor clinici om Demodex aan de ooglidrand in vivo te detecteren.

Samenvatting

Demodex-mijtenbesmetting kan een ontsteking van de ooglidrand veroorzaken en Demodex blefaritis kan in klinische gevallen aanleiding geven tot een reeks oogaandoeningen. Talrijke artsen diagnosticeren oculaire besmetting van Demodex-mijten door middel van wimperepilatie en de observatie van wimpers onder lichtmicroscopie in vitro. De aanwezigheid van resterende mijten na het verwijderen van de wimpers en de pijn die gepaard gaat met de procedure zijn echter beperkingen van de standaard klinische zorg.

In vivo confocale microscopie (IVCM) is een niet-invasieve beeldvormingstechniek waarmee clinici Demodex-mijten aan de ooglidrand in detail kunnen observeren zonder te epileren. Deze techniek maakt een pijnloze analyse mogelijk die in <30 minuten kan worden voltooid. Ondanks de groeiende aandacht die aan dit onderzoek wordt besteed, kan het ontoegankelijk zijn voor veel oogartsen zonder uitgebreide ervaring. Dit artikel presenteert een standaardprocedure voor de visualisatie van Demodex-mijten aan de ooglidrand met IVCM om een grotere acceptatie van deze methode in klinisch werk te bevorderen.

Inleiding

Blefaritis is een van de meest voorkomende oogheelkundige diagnoses in de klinische praktijk. Er zijn aanwijzingen dat er een significant verband bestaat tussen de aanwezigheid van Demodex-mijten en blefaritis1. De besmetting van mijten omvat zowel de directe schade veroorzaakt door Demodex2 als immuunresponsen veroorzaakt door de afscheiding ervan, die kan fungeren als een vector voor bacteriën en mogelijk kan bijdragen aan de ontwikkeling van blefaritis3. Demodex blefaritis (DB) veroorzaakt een spectrum van onbevredigende gebeurtenissen, waaronder schade aan het hoornvlies en het oogoppervlak1, die een negatieve invloed hebben op de kwaliteit van leven van een patiënt 4,5.

Demodex is een parasitaire mijt die in haarzakjes en talgklieren leeft, evenals in de gebieden in de buurt ervan6. Het detecteren van Demodex in of rond wimperfollikels kan helpen bij de diagnose van DB7. De klinische diagnose van DB omvat wimperepilatie en de observatie van Demodex onder lichtmicroscopie. Het wordt echter erkend dat veel mijten die diep in de follikel verblijven, in de opening kunnen achterblijven na het verwijderen van de wimpers 8,9,10, wat mogelijk kan leiden tot een onderschatting van het aantal mijten. In vivo confocale microscopie (IVCM), een niet-invasief beeldvormingsinstrument in de oogheelkunde, biedt een alternatieve benadering voor het visualiseren van Demodex in of rond wimperfollikels in vivo11. Deze techniek geeft inzicht in microstructuren van het oogoppervlak en de oogleden met histologie-achtige resolutie11. Mijten kunnen visueel worden geïdentificeerd op basis van hun karakteristieke morfologie en beweeglijkheid. IVCM kan echter technische uitdagingen met zich meebrengen voor oogartsen die geen uitgebreide ervaring hebben met deze beeldvormingsmodaliteit12.

Om de toepassing van IVCM in routinematige klinische toepassingen te vergemakkelijken, waaronder de differentiële diagnose en follow-up van gezonde oogleden en DB, stellen we een standaardprocedure (SOP) voor voor het observeren van Demodex-mijten aan de ooglidrand. Dit protocol biedt clinici een systematische aanpak voor het opsporen van mijten in vivo.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol richt zich op de SOP die wordt gebruikt voor observatie van Demodex aan de ooglidrand met IVCM (Figuur 1). Deze studie werd goedgekeurd door de Institutional Review Board (IRB) van het Eye Hospital, Wenzhou Medical University (IRB-goedkeuring nr. H2023-022-K-20), en er werd afgezien van de vereiste voor individuele toestemming voor deze retrospectieve analyse vanwege het retrospectieve karakter. De hier beschreven procedures verwijzen naar de beschrijvingen die eerder zijn gerapporteerd 11,13,14,15,16.

figure-protocol-1
Figuur 1: Het tomografieapparaat. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

1. Bereid het apparaat en het programma voor

  1. Zet de computer aan.
    1. Nadat het bureaublad verschijnt, zet u de tuimelschakelaar aan de achterkant van het apparaat van O naar I. Zoek naar de groene gloed van de tuimelschakelaar die aangeeft dat het apparaat is ingeschakeld voordat u met onderzoeken begint.
      OPMERKING: Als u het apparaat inschakelt voordat u de computer opstart, kan de verbinding verbreken.
    2. Start de software en stel de programma-instellingen in voor het examen. Selecteer in het menu Instellingen de optie Opties (Aanvullend bestand 1: Aanvullende afbeelding S1); vink vervolgens het vakje Afbeeldingsnummers weergeven aan om het afbeeldingsnummer voor elke afbeelding weer te geven. Schakel bovendien het vakje Informatie weergeven bij afsluiten in om te voorkomen dat de software onbedoeld wordt afgesloten.
      OPMERKING: Door de miniaturen van de afbeelding als grote pictogrammen weer te geven, kunt u de resultaten direct waarnemen. Wijzig de instellingen niet vaak.
  2. Voorbereiding voor het examen
    1. Reinig de lens met lensreinigingsdoekjes. Desinfecteer de hoofdsteun en de kinsteun met met alcohol doordrenkte wattenbolletjes om infecties te voorkomen die het gevolg zijn van pathogene ziektekiemen die worden overgedragen door vuile onderdelen van het apparaat.
    2. Stel de kinsteun af. Zorg ervoor dat de horizontale positie van de kinsteun correct is: druk de twee zwarte hendels tegen elkaar om de kinsteun naar voren te trekken totdat deze vastklikt.
    3. Beweeg de camera naar achteren. Draai de stelschroef om ervoor te zorgen dat deze vóór het onderzoek van de patiënt af beweegt.
    4. Breng een druppel (ongeveer 0,02 ml) oogheelkundige gel op basis van carbomeer aan als contactgel op de voorkant van de microscooplens van het apparaat.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de contactgel vrij is van luchtbellen en dat er slechts een kleine hoeveelheid wordt gebruikt. Te veel contactgel die op de voorkant van de microscooplens van het apparaat wordt aangebracht, kan in het objectief terechtkomen en zich hechten aan de mechanische componenten, wat leidt tot schade aan het apparaat.
    5. Verwijder een steriele, wegwerpbare dop van polymethylmethacrylaat (PMMA) uit de beschermkap en druk de zijkanten van de dop stevig op de microscooplens van het apparaat zonder het voorste oppervlak van de dop aan te raken (Afbeelding 2).
      NOTITIE: Om de PMMA-dop correct te plaatsen, moet u ervoor zorgen dat de contactgel in contact is met het achterste oppervlak van de dop zonder luchtbellen. De doppen worden bewaard in de daarvoor bestemde container om schade aan de steriele verpakking te voorkomen. Gebruik geen doppen met een beschadigde verpakking, die tijdens het onderzoek het risico op infecties met zich mee kunnen brengen.
    6. Breng een enkele druppel geltraanvervanger aan op de voorkant van de dop als een gelbrug tussen de dop en het ooglid (Figuur 2).
      OPMERKING: Om verwarring tussen de gels te voorkomen, gebruiken we voor beide toepassingen dezelfde oogheelkundige gel op basis van carbomeer: de geltraanvervanger en de gel die als middel wordt gebruikt tussen de microscooplens en de dop.
    7. Maak een Nieuw Patiëntendossier aan of selecteer een bestaand patiëntendossier.

figure-protocol-2
Figuur 2: De juiste pasvorm van de PMMA-dop en -geltoepassing. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

2. Bereid de patiënt voor

OPMERKING: Voer dit onderzoek niet uit als de integriteit van het hoornvlies twijfelachtig is.

  1. Om de medewerking van de patiënt te krijgen en mogelijke risico's te minimaliseren, legt u het volgende uit aan de patiënt:
    1. Verzeker de patiënt ervan dat het onderzoek met het apparaat veilig is, ook al raakt het het ooglid aan. Informeer de patiënt dat zijn oog zal worden verdoofd door een druppel van een plaatselijk verdovingsmiddel aan de ooglidrand.
    2. Vraag de patiënt bij het starten van het onderzoek om tijdens de onderzoeksprocedure zijn kin op de kinsteun te plaatsen en zijn voorhoofd tegen de voorhoofdssteun te leunen voor de beste beeldkwaliteit.
    3. Informeer de patiënt dat het apparaat dicht bij het ooglid zal worden verplaatst totdat de PMMA-dop het raakt. Verzeker hen dat ze geen pijn zullen voelen terwijl het apparaat hun ooglid aanraakt, hoewel ze het contact van de PMMA-dop zullen voelen. Vraag hen om de arts onmiddellijk te laten weten of ze pijn voelen tijdens het onderzoek.
    4. Informeer de patiënt dat hij zijn blik stil moet houden terwijl de clinicus beelden van de ooglidrand verkrijgt voor de observatie van de Demodex. Vraag de patiënt om de arts te laten weten of hij of zij zich vermoeid voelt; Ze mogen even achterover leunen en rusten voordat het examen wordt voortgezet. Zij worden op de hoogte gebracht zodra het onderzoek is afgerond.
  2. Volg de instructies op de verpakking van de plaatselijke verdoving en/of ooggel om contra-indicaties voor geneesmiddelen te voorkomen. Vraag de patiënt of hij allergieën heeft om te bevestigen dat de allergieën van de patiënt geen contra-indicaties zijn voor de plaatselijke verdoving en/of ooggel.
    OPMERKING: Allergische reacties op de plaatselijke verdoving en/of ooggel kunnen optreden als gevolg van niet-geïdentificeerde allergieën.
  3. Breng een druppel Proparacaïnehydrochloride, een plaatselijk verdovingsmiddel, aan op de rand van het te onderzoeken ooglid.
    OPMERKING: Als er een allergische reactie optreedt, spoel dan onmiddellijk met een zoutoplossing.

3. Voer een onderzoek uit

  1. Observeer eerst het rechteroog. Beweeg de scancamera naar links vanuit het oogpunt van de bediener. OD wordt automatisch geselecteerd in het gedeelte Instellingen door de rechts-linksherkenning van de camera.
  2. Verplaats de CCD-camera naar links. Draai de objectieflens van de CCD-camera om het beeld van de CCD-camera (het controlebeeld) loodrecht op de optische as van de lasercamera van de scanner aan te passen.
  3. Start een nieuw onderzoek.
    1. Bekijk het dialoogvenster Onderzoeksgegevens en selecteer op het tabblad Onderzoeksgegevens de optie Heidelberg Retina Tomograph-Cornea in de vervolgkeuzelijst Apparaat (Aanvullend bestand 1: Aanvullende afbeelding S2) en observeer het dialoogvenster Instellingen van de hoornvliesmodule dat verschijnt.
    2. Selecteer FOV 400 in de vervolgkeuzelijst Veldlens en klik op OK om te bevestigen (Aanvullend bestand 1: Aanvullende afbeelding S3).
    3. Wacht tot het overnamevenster opent; Het livebeeld van de scannende lasercamera en het controlebeeld worden weergegeven. Als het controlebeeld niet wordt weergegeven, controleert u of de CCD-camerakabel correct is aangesloten op de CCD-camera en start u het acquisitievenster opnieuw.
  4. Stel de factoren in het acquisitievenster in (Aanvullend bestand 1: Aanvullende afbeelding S4): selecteer 1x in de vervolgkeuzelijst CCD-zoomfactor om de afbeeldingsgrootte van het besturingselement in te stellen. Schakel de vakjes Automatische helderheid en Automaat in om de helderheid van de live- en besturingsbeelden automatisch te regelen. Als de automatische helderheidsregeling echter is uitgeschakeld, gebruikt u de schuifregelaar om de helderheid van de regelaar en livebeelden te regelen. Controleer of het scantype sectie is geselecteerd, zodat elke keer dat de voetschakelaar wordt ingedrukt, een enkel beeld wordt verkregen en opgeslagen.
  5. Verkrijg een referentie-afbeelding.
    1. Voordat u een acquisitie start, schakelt u de automatische helderheidsregeling uit en verplaatst u de schuifregelaar naar links om de helderheid van het beeld aan te passen. Pas het brandpuntsvlak aan met de stelpen zodat de eerste heldere reflectie wordt weergegeven in het livebeeld van de scannende lasercamera nadat het donker is geworden, wat het voorste oppervlak van de PMMA-dop aangeeft.
      OPMERKING: De microscoop maakt brandpuntsaanpassingen van 10 μm mogelijk.
    2. Klik op Resetten in het gedeelte Scherpstelpositie [μm] en wacht tot de waarde voor Scherpstelpositie [μm] op 0 staat; De huidige afbeelding wordt aangeduid als de referentieafbeelding. Schakel Automatisch resetten uit en vink het vakje Automatische helderheid aan; De helderheid van het livebeeld wordt automatisch geregeld.
    3. Als stippellijnen worden weergegeven in plaats van waarden in het gedeelte Scherpstelpositie [μm], of als de weergegeven waarden niet veranderen ondanks aanpassingen aan het brandpuntsvlak, zorg er dan voor dat de microscooplenskabel correct is aangesloten.
      OPMERKING: De focuspositie [μm] voor pachymetrie geeft de positie van het brandpuntsvlak van het momenteel weergegeven beeld in micron weer. Als het brandvlak vervolgens wordt verplaatst, wordt de werkelijke locatie van het brandvlak berekend ten opzichte van de positie van het referentiebeeld.
  6. Verhoog of verlaag de hoogte van de onderzoekstafel voor de patiënt. Plaats de kin van de patiënt op de kinsteun en het voorhoofd tegen de voorhoofdssteun (Figuur 3A,B). Stel de hoogte van de kinsteun in via de daarvoor bestemde zwarte stelschroef van het apparaat, zodat de bovenste oogleden van de patiënt zijn uitgelijnd met de rode markeringen op de hoofdsteunkolom.
  7. Vertel de patiënt om naar beneden te kijken voor de vaste lichtbron van de aanwijzer en zijn blik stil te houden (Figuur 3A,B).
    OPMERKING: Oogbewegingen tijdens het verzamelen van afbeeldingen kunnen leiden tot een slechte beeldkwaliteit en schade aan het oogoppervlak.
  8. Gebruik een wattenstaafje om het bovenste ooglid om te draaien, zodat de wimperwortel en de ooglidrand volledig zichtbaar worden. Plaats de reflectie van de laserstraal op het niveau van het bovenste ooglid van de patiënt door aan de stelschroef van het apparaat te draaien. Beweeg de scannende lasercamera langzaam naar de bovenste ooglidrand van de patiënt totdat deze voorzichtig het midden van de PMMA-dop verticaal raakt (Afbeelding 3C). Als de patiënt ongemak meldt, pauzeer dan en controleer de uitlijning van de PMMA-dop.
    OPMERKING: Oefen niet te veel druk uit op het ooglid van de patiënt. Contact tussen de PMMA-dop en het ooglid van de patiënt door een onvoldoende gelbrug, oog- en hoofdbeweging van de patiënt en/of een te sterke camerabeweging van de operator kan het oogoppervlak en het ooglid beschadigen.
  9. Scan de wortel van de wimper van de temporale zijde naar de neuszijde van de ooglidrand zorgvuldig met minuscule horizontale bewegingen van de ooglidrand, zodat de wimpers en hun follikels kunnen worden geëvalueerd. Scan en verkrijg afbeeldingen door de microscooplens van het apparaat met de klok mee of tegen de klok in te draaien, wijzig het focusvlak geleidelijk om de hele follikel en wimperwortel te observeren en noteer de verschillende diepten die worden weergegeven in het livebeeld van de scannende lasercamera. Verkrijg afbeeldingen door zes tot tien wimperhaarzakjes per oog te scannen, met steekproeven verdeeld over de tempale, middelste en neusgebieden van de ooglidrand.
    OPMERKING: Als een kleine reflex wordt weergegeven in het livebeeld van de scanlasercamera en aanhoudt bij het wijzigen van de positie van het brandpuntsvlak, kan dit duiden op de aanwezigheid van luchtbellen in de contactgel. Vernieuw de contactgel om dit probleem op te lossen.
  10. Sla de beelden handmatig op en neem alle vermoedelijke beelden van Demodex-mijten op door op het voetpedaal te drukken. Schakel pedaalaudiofeedback in om te controleren of de beeldacquisitie is gelukt. Als er geen ooglidstructuren worden weergegeven en alleen sterk reflecterende grenslagen zichtbaar zijn in het livebeeld van de scannende lasercamera, kan dit erop duiden dat het contact tussen de PMMA-dop en de ooglidrand van de patiënt is onderbroken. Om dit probleem op te lossen, lijnt u de camera opnieuw uit totdat de PMMA-dop de ooglidrand van de patiënt correct raakt.
  11. Als het livebeeld wazig of vervormd lijkt of de structuur van de haarzakjes niet weergeeft, kunnen deze problemen erop duiden dat de patiënt het hoofd beweegt of knippert. Herinner de patiënt eraan om zich te concentreren op het fixatielicht om beweging te minimaliseren. Pas indien mogelijk de helderheid, het brandvlak en de scanpositie aan om de beeldkwaliteit te verbeteren.
  12. Als de scannende lasercamera moet worden afgesteld of als de patiënt vermoeidheid of pijn ervaart, vraag de patiënt dan om achterover te leunen, de scannende lasercamera naar achteren te bewegen en de camera opnieuw af te stellen. Als de patiënt tijdens het onderzoek ongemak blijft ervaren en na rust geen tekenen van symptoomverlichting vertoont, stop dan met de procedure en plan deze opnieuw om de veiligheid van de patiënt te garanderen.
  13. Als een patiënt meerdere keren per dag wordt onderzocht, slaat u alle beelden op hetzelfde onderzoekstabblad in het beeldweergavevenster op.
  14. Onderzoek het linkeroog, beweeg de camera naar rechts vanuit het oogpunt van de operator en wacht tot het besturingssysteem automatisch is geselecteerd. Verwijder de PMMA-dop van het apparaat, plaats een nieuwe PMMA-dop op de microscooplens van het apparaat en herhaal de voorgaande stappen.

figure-protocol-3
Figuur 3: Positionering van de patiënt. (een, b) De patiënt wordt gepositioneerd. (C) De dop wordt aangepast om het ooglid aan te raken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Na het examen

  1. Stop met het examen; Zorg ervoor dat de afbeeldingen van de wimperfollikels worden opgeslagen en dat de verkregen afbeeldingen worden weergegeven in het beeldweergavevenster. Als dit niet het geval is, is de beeldacquisitie mogelijk mislukt of zijn de gegevens mogelijk niet opgeslagen. Sluit ten eerste mogelijke storingen in de apparatuur uit, zoals problemen met de softwareverbinding of pedaalstoringen. Leg na het oplossen van de problemen de situatie uit aan de patiënt en herhaal het onderzoek.
  2. Vraag de patiënt om na het onderzoek niet in zijn ogen te wrijven totdat het effect van de plaatselijke verdoving is verminderd.
  3. Verwijder de PMMA-dop van het apparaat.
  4. Reinig de microscooplens met lensreinigingsdoekjes.
  5. Selecteer Sorteren op acquisitietijd (snel) in het dialoogvenster Opties en bekijk de verkregen afbeeldingen van wimperfollikels die worden weergegeven in volgorde van de temporale kant tot de neus (Aanvullend bestand 1: Aanvullende afbeelding S5) - de volgorde van scannen van de wortel van de wimper langs de ooglidrand. Bekijk alle afbeeldingen, selecteer de afbeeldingen van hoge kwaliteit voor analyse (Afbeelding 4) en verwijder afbeeldingen van lage kwaliteit. Laat een waarnemer de beelden beoordelen op de aanwezigheid van mijten en noteer in totaal het aantal wimperzakjes met Demodex-mijten voor elk oog.
    OPMERKING: Afbeeldingen van hoge kwaliteit tonen een duidelijke morfologie van de mijt en het afgebeelde deel van de mijt moet zo groot mogelijk zijn, idealiter groter dan 100 μm. Als er geen beelden van hoge kwaliteit beschikbaar zijn, is een onafhankelijke beoordeling door een tweede waarnemer vereist. Als de resultaten van de twee waarnemers inconsistent zijn, moet een derde waarnemer oordelen om de discrepantie op te lossen en het eindresultaat vast te stellen voor opname in het rapport.
  6. Maak rapporten door de afbeelding van hoge kwaliteit van de tijdelijke kant naar de nasale kant in de lightbox voor het rapport te plaatsen. Selecteer uit de rapportsjablonen en mijtentelformaten (zie Aanvullend bestand 2) een geschikt rapportsjabloon voor het beschrijven van de resultaten op basis van de bevindingen van het onderzoek.

figure-protocol-4
Figuur 4: Demodex in de wimperfollikel. (Afbeeldingen: 400 μm x 400 μm). (EEN)Drie Demodex-mijten worden waargenomen in de follikel (gele pijl) en een enkele wimper is gemarkeerd (witte pijl). (B) Er worden vijf Demodex-mijten waargenomen in de follikel (gele pijl) en een enkele wimper is gemarkeerd (witte pijl). Aangezien mijten door verschillende diepten kunnen migreren, kan beeldvorming op een enkel brandvlak gefragmenteerde delen van individuele mijten vastleggen, wat resulteert in een onvolledige morfologische weergave. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

5. Schakel het apparaat elke dag na het werk uit

  1. Sluit de software na het sluiten van alle dialoogvensters en vensters.
  2. Zet de computer uit.
  3. Schakel het apparaat uit door de tuimelschakelaar aan de achterkant van het apparaat van I naar O te zetten. Voor optimale systeemprestaties en gegevensbeveiliging sluit u eerst de software af en schakelt u vervolgens het apparaat uit.
    OPMERKING: Het apparaat mag niet te lang onafgebroken aan staan, vooral niet langer dan een hele dag.
  4. Onderhoud regelmatig de Uninterruptible Power Supply (UPS) die op de apparatuur is aangesloten en zorg voor een goede werking om gegevensverlies of apparaatstoringen veroorzaakt door plotselinge stroomuitval te voorkomen.
  5. Voer regelmatig back-ups uit, zoals het gebruik van Network-Attached Storage (NAS)-opslag.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Naar aanleiding van de hierboven beschreven SOP hebben we in 2024 patiënten onderzocht met een verdenking op Demodex-besmetting . Daarnaast hebben we de gegevens vergeleken van 2023 toen deze SOP nog niet was toegepast. Zoals te zien is in figuur 5, is het aantal patiënten dat in 2024 het IVCM voor Demodex-detectie onderging aanzienlijk hoger dan het jaar ervoor. Met deze SOP kunnen patiënten van verschillende leeftijden worden onderzocht, ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De ectoparasiet Demodex is een van de meest voorkomende parasieten bij de mens. Deze mijten leven in de wimperfollikels, de klieren van Meibom (MG's) en de talgklieren en zijn transparant, langwerpig van vorm en hebben een lengte van 0,15-0,4 mm17. IVCM uitgevoerd met het apparaat levert real-time beelden van 400 μm x 400 μm op met een laterale resolutie van 1 μm/pixel en een vergroting van 800x. Via IVCM kunnen gedetailleerde beelden van Demodex...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd ondersteund door een subsidie van de National Administration of Traditional Chinese Medicine Science and Technology Department-Zhejiang Provincial Administration of Traditional Chinese Medicine Co-construction Science and Technology Plan (GZY-ZJ-KJ-23086). In vivo confocale microscopie werd uitgevoerd met behulp van de Heidelberg Retina Tomograph III met de toevoeging van de Rostock Corneal Module. De auteurs willen hun dank betuigen aan Heidelberg Engineering GmbH, alle deelnemers en de mensen die aan deze standaardprocedure werken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Carbomer-based oculair gel, Vidisic Bausch and Lomb, Berlijn, Duitsland8187195
Heidelberg Eye Explorer Software Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Duitslandversie 1.3.3.0
Heidelberg Retina Tomograph III Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, DuitslandHRT3-08398
Proparacaine hydrochlorideAlcon Laboratories, Fort Worth, TX, VS8387271
TomoCap Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Duitsland18829PMMA-dop

Referenties

  1. Cheng, A. M., Sheha, H., Tseng, S. C. Recent advances on ocular Demodex infestation. Curr Opin Ophthalmol. 26 (4), 295-300 (2015).
  2. Czepita, D., Kuźna-Grygiel, W., Czepita, M., Grobelny, A. Demodex folliculorum and Demodex brevis as a cause of chronic marginal blepharitis. Ann Acad Med Stetin. 53 (1), discussion 67 63-67 (2007).
  3. Clifford, C. W., Fulk, G. W. Association of diabetes, lash loss, and Staphylococcus aureus with infestation of eyelids by Demodex folliculorum (acari: Demodicidae). J Med Entomol. 27 (4), 467-470 (1990).
  4. O'Dell, L., et al. Psychosocial impact of Demodex blepharitis. Clin Ophthalmol. 16, 2979-2987 (2022).
  5. Yeu, E., Holdbrook, M. J., Baba, S. N., Gomes, P. J. Psychosocial impact of Demodex blepharitis. Invest Ophthalmol Vis Sci. 62 (8), 1261-1261 (2021).
  6. Wu, M., Wang, X., Han, J., Shao, T., Wang, Y. Evaluation of the ocular surface characteristics and Demodex infestation in paediatric and adult blepharokeratoconjunctivitis. BMC Ophthalmol. 19 (1), 67(2019).
  7. Zou, D., et al. Characteristics of bacterial community in eyelashes of patients with Demodex blepharitis. Parasit Vectors. 17 (1), 64(2024).
  8. Coston, T. O. Demodex folliculorum blepharitis. Trans Am Ophthalmol Soc. 65, 361-392 (1967).
  9. Mastrota, K. M. Method to identify Demodex in the eyelash follicle without epilation. Optom Vis Sci. 90 (6), e172-e174 (2013).
  10. Gao, Y. Y., et al. High prevalence of demodex in eyelashes with cylindrical dandruff. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (9), 3089-3094 (2005).
  11. Randon, M., et al. In vivo confocal microscopy as a novel and reliable tool for the diagnosis of Demodex eyelid infestation. Br J Ophthalmol. 99 (3), 336-341 (2015).
  12. Muntz, A., Purslow, C., Wolffsohn, J. S., Craig, J. P. Improved Demodex diagnosis in the clinical setting using a novel in situ technique. Cont Lens Anterior Eye. 43 (4), 345-349 (2020).
  13. Kojima, T., et al. In vivo evaluation of ocular demodicosis using laser scanning confocal microscopy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (1), 565-569 (2011).
  14. Tas, A. Y. Interobserver and intraobserver agreements of the detection of Demodex infestation by in vivo confocal microscopy. Beyoglu Eye J. 7 (3), 173-180 (2022).
  15. Wang, Y. -J., Ke, M., Chen, X. -M. Prospective study of the diagnostic accuracy of the in vivo laser scanning confocal microscopy for ocular demodicosis. Am J Ophthalmol. 203, 46-52 (2019).
  16. hrt3 rostock cornea module user manual v. 1.5 english. , Heidelberg Engineering GmbH. http://www.HeidelbergEngineering.com (2025).
  17. Lee, S. H., Chun, Y. S., Kim, J. H., Kim, E. S., Kim, J. C. The relationship between Demodex and ocular discomfort. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (6), 2906-2911 (2010).
  18. Sattler, E. C., et al. Noninvasive in vivo detection and quantification of Demodex mites by confocal laser scanning microscopy. Br J Dermatol. 167 (5), 1042-1047 (2012).
  19. Duncan, N., Sood, P., Khandelwal, S. Demodex blepharitis: Its role and treatment in ocular surface disease. Curr Ophthalmol Rep. 10 (4), 107-113 (2022).
  20. Luo, X., Li, J., Chen, C., Tseng, S., Liang, L. Ocular demodicosis as a potential cause of ocular surface inflammation. Cornea. 36 Suppl 1 (Suppl 1), S9-S14 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Demodex detectieniet invasieve beeldvormingwimperwortelooghealgelpalpebraal randgebied

Gerelateerde artikelen