Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een microscopische 2,3,5-triphenyltetrazoliumchloride-assay voor nauwkeurige en betrouwbare analyse van myocardschade

853 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68596

⸱

28 november 2025

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 3Shanghai Key Laboratory of Anesthesiology and Brain Functional Modulation, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 4Clinical Research Center for Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 5Translational Research Institute of Brain and Brain-Like Intelligence, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

De huidige 2,3,5-Trifenyltetrazoliumchloride (TTC) test introduceert een verfijnd TTC-kleuringsprotocol dat de analyse van myocardletsel met microscopische resolutie mogelijk maakt, waardoor hoogwaardige beelden worden geproduceerd die een nauwkeurige en betrouwbare beoordeling van infarctgrootte en levensvatbaarheid van cardiomyocyten op cellulair niveau mogelijk maken.

Samenvatting

In dit protocol presenteren we een verfijnde 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride (TTC)-gebaseerde methode voor de nauwkeurige en betrouwbare analyse van myocardinfarct (MI) bij cellulaire resolutie. Dit protocol omvat een tweestaps TTC-kleuringsprocedure uitgevoerd op geïnfarcterde harten 24 hpost-MI: perfusie, waarbij een 1% TTC-oplossing retrograde wordt doorgeperst via een aortacanule, en onderdompeling, waarbij het hart vervolgens 's nachts wordt geïncubeerd in TTC-oplossing bij 4 °C. Na de kleuring wordt het hart ingebed in een OCT-verbinding en transversaal gecryocuteerd in plakken van 50 μm dikke stukken met intervallen van 100 μm. Na een fixatieproces van 24 uur met Zamboni's fixatief wordt een scherpe en duidelijke grens tussen levensvatbaar myocard (dieprood) en necrotisch weefsel (geel) onder microscopisch onderzoek zichtbaar. Opmerkelijk is dat deze microscopische TTC-test het mogelijk maakt om MI-detectie mogelijk te maken, niet alleen in de acute fase (24 uur na de MI), maar ook over een verlengd tijdsbestek van meer dan 7 dagen. Omdat de microscopische TTC-assay meerlaagse beelden genereert (80 plakjes per hart), hebben we een robuust, kleurgebaseerd semi-geautomatiseerd algoritme ontwikkeld dat snelle en efficiënte analyse van grote beelddatasets mogelijk maakt en de wereldwijde infarctgrootte binnen enkele minuten kwantificeert. Met deze verbeteringen verfijnt de huidige aanpak het TTC-kleuringsproces aanzienlijk en biedt het een breed toepasbaar en waardevol hulpmiddel voor laboratoria die hartischemische schade onderzoeken.

Inleiding

In de afgelopen twee decennia is cardioprotectie blijven nastreven als een belangrijke strategie om cardiomyocyten te behouden na ernstige ischemische insulties aan het hart1. In zowel experimentele als klinische omgevingen is de uiteindelijke omvang van myocardletsel een cruciale maatstaf om de effectiviteit van cardioprotectieve interventies te evalueren2. Daarom is een betrouwbare en nauwkeurige beoordeling van de grootte van infarcten zeer wenselijk en fundamenteel belangrijk.

In knaagdiermodellen was het standaardprotocol voor het beoordelen van de grootte van postmortale infarcten voornamelijk gebaseerd op de activiteit van mitochondriale dehydrogenase, die enzymatisch de kleurloze verbinding 2,3,5-triphenyltetrazoliumchloride (TTC) omzet in een rood precipitaat in levensvatbare cellen, terwijl het lichtgrijs blijft in necrotisch weefsel3. Hoewel TTC-gebaseerde kleuring eenvoudig en kosteneffectief is, brengt het verschillende methodologische uitdagingen en intrinsieke beperkingen met zich mee. Deze omvatten hartsnee-sneden die contractuur ondergaan in TTC-oplossing, wat het weefsel ernstig vervormt en voorkomt dat de sneden plat liggen voor planimetrie; ongelijke sneeddikte tijdens de monsterverwerking; en slechte beeldkwaliteit die de nauwkeurige afbakening van de infarctgrens belemmert. In de afgelopen jaren zijn er verschillende technische aanpassingen aangebracht in het monstervoorbereidingsproces, zoals het gebruik van acryl hartmatrices4 of het halfbevriezen van het hart om het snijden3 te vergemakkelijken. Hoewel deze aanpassingen de praktische bruikbaarheid van weefselsnijden aanzienlijk verbeterden, blijft de conventionele aanpak vertrouwen op grove beeldvorming van dikke hartsecties, wat vaak variabele en suboptimale beeldkwaliteitoplevert 5, met onvoldoende kleurcontrast dat aanzienlijke subjectiviteit aan infarctmeting6 kan toevoegen. Bovendien vereist de conventionele methode het gebruik van geheel hartweefsel, wat multifunctionele analyses op dezelfde weefselmonsters voorkomt, zoals immuunco-kleuring van regulerende eiwitten om belangrijke signaalcascades te identificeren die betrokken zijn bij het overleven van het hart. Als gevolg hiervan zijn aanzienlijke aantallen dieren vaak nodig om verschillende onderzoeksvragen adequaat te beantwoorden.

Om deze beperkingen te overwinnen,hebben we een protocol ontwikkeld dat geschikt is voor microscopische beeldvorming van de TTC-kleuring. Deze methode combineert "perfusie + onderdompeling" kleuringsstappen met cryosectie van het hartweefsel in dunne plakjes die geoptimaliseerd zijn voor beeldvorming met een lichtmicroscoop. Hoewel deze methode onlangs is gerapporteerdals 7, geloven wij dat het bieden van gedetailleerde experimentele procedures de praktische en toegankelijkheid ervan verbetert. Bovendien hebben we, omdat de microscopische TTC-methode hogeresolutiebeelden genereert met meerdere hartsectielagen, een robuust, kleurgebaseerd semi-automatisch algoritme ontwikkeld om de tijdrovende aard van het analyseren van grote beelddatasets aan te pakken. De huidige methode maakt snelle detectie van infarctgebieden mogelijk en kwantificering van de wereldwijde infarctgrootte binnen enkele minuten.

Al met al dient het hier gepresenteerde protocol als een waardevol hulpmiddel, waardoor onderzoekers deze methode efficiënt en met gemak en nauwkeurigheid kunnen implementeren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten zijn goedgekeurd door de LANUV van Nordrhein-Westfalen, Duitsland, en uitgevoerd volgens de ARRIVE-richtlijnen en de NIH-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Alle benodigde apparatuur en chemicaliën worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Het opzetten van een Langendorff retroperfusiesysteem

OPMERKING: Het systeem bestaat uit een tweegangige, driewegstopkraan die is verbonden met een aortacanule gemaakt van een 20-gauge stompte naald en twee infusiepoorten, één voor de wasoplossing (fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) poort) en de andere voor de TTC-infusie (TTC-poort). Door de richting van de driewegstopkraan af te wisselen, kan het perfusaat door elkaars aan het hart worden toegediend.

  1. Bevestig het apparaat horizontaal op een 150 mm Petrischaal met een stuk lijmtape om ongewenste beweging tijdens latere stappen te voorkomen.
  2. Stel de punt van de canule 1 mm boven de onderkant uit, zodat deze uitgelijnd is met het niveau van de aortawortel wanneer het hart plat wordt geplaatst.
  3. Vul het systeem vooraf met ijskoude PBS met een 10-mL spuit via de PBS-poort.
  4. Bereid verse kleuringsoplossing voor (1% TTC opgelost in PBS); een minimaal volume van 6 mL is vereist voor elk hart.
    VOORZICHTIG: Zwanger worden wordt over het algemeen als gevaarlijk beschouwd en vereist zorgvuldig omgang omdat het milde huidirritatie, ernstige oogirritatie kan veroorzaken en schadelijk is bij inademing. Verwijder afval en resten volgens de lokale autoriteiten.
  5. Gebruik een 3-mL spuit om de TTC-poort vooraf te vullen met de kleuringsoplossing.
  6. Zorg ervoor dat er geen onbedoelde luchtbellen in het systeem zitten, omdat deze mogelijk luchtemboliën kunnen veroorzaken die de latere vlekken kunnen belemmeren. In de meeste gevallen zijn luchtbellen zichtbaar in het systeem; indien aanwezig, verwijder ze door PBS eruit te halen en opnieuw bij te vullen terwijl je zachtjes op de driewegstopkraan in de rechtopstaande canule tikt.
  7. Maak een losse halve vierkante knoop met een 6-0 zijden hechting en plaats deze aan het distale uiteinde van de canule voor latere fixatie van de aortawortel.

2. Voorbereiding van hartmonsters

OPMERKING: C57BL/6J-muizen (20-25 g) werden in deze studie gebruikt. Experimenteel myocardinfarct (MI) werd geïnduceerd door chirurgisch de linker voorste dalende slagader (LAD) te ligeren gedurende 30-60 minuten, zoals hieronder beschreven. De MI-inductiemethodologie iseerder gerapporteerd en wordt niet gedetailleerd in dit manuscript. Tenzij anders vermeld, zijn hartmonsters 24 uur na de MI genomen.

  1. Haal de MI-muis uit de kooi en euthanaseer hem door cervicale dislocatie onder diepe isoflurane anesthesie (3%, v/v).
    OPMERKING: Alle euthanasieprocedures moeten correct worden gedocumenteerd en gerapporteerd, inclusief de reden van euthanasie en de gebruikte methode, in overeenstemming met lokale regelgeving.
  2. Breng het geëuthanaseerde dier naar de operatietafel en zet alle vier de uiteinden vast met lijmtape.
  3. Verwijder de vacht van het midden van de buik tot het midden van de voorpoot met behulp van een micro-dissectie pincet en schaar.
  4. Maak een dwarsdoorsnijding van 2 cm in de buikspierwand, net onder het middenrif, om een latere thoracotomie mogelijk te maken.
  5. Spreid het middenrif met een fijne schaar om het hart bloot te leggen, en maak vervolgens bilaterale incisies door de huid, spieren en ribben om de thoracale holte te openen.
  6. Snijd het middenrif aan beide zijden af en maak het hart volledig bloot door het borstbeen op te tillen.
  7. Giet onmiddellijk 20 ml ijskoude PBS op het hartoppervlak om de hartslag te stoppen.
  8. Verwijder het hart samen met het omliggende weefsel (longen en slokdarm) en breng de weefselmassa over in een 50-mL beker met ijskoude PBS gedurende ongeveer 1 minuut zodat de hartslag kan afnemen.
  9. Breng het hart over op een 150 mm Petrischaal en knip de aortawortel vrij van bindweefsel onder een verrekijker met fijne pincet en schaar.
  10. Verwijder voorzichtig de thymus en ontbloot de opstijgende aorta.
  11. Knip de aortawortel af door het bindweefsel te dissecten.
  12. Pak de aortastomp op met een fijne pincet en monteer deze boven de canule die al is aangesloten op een perfusieapparaat dat vooraf is gevuld met PBS en TTC-kleuringsoplossing. Gebruik fijne pincetten om de wand van de aortawortel tijdens het plaatsen te stabiliseren.
  13. Bevestig de aorta met de vooraf gevormde losse knoop op de canule. Controleer zorgvuldig de canule en het hart terwijl deze wordt retroperfuseerd met PBS. Het vullen van het hart kan visueel worden bevestigd door het uitpuilen van de ventrikel naarmate het volume PBS dat het hart binnenkomt toeneemt.
  14. Laat het extra-cardiale weefsel (longen en slokdarm) in plaats om het hart in een natuurlijke en geschikte positie te ondersteunen.

3. Proberen te worden gekleurd

  1. Bedek het hart met vochtig tissue papier zodra de canulatie is vastgezet.
  2. Begin met het spoelen van het hart met een vooraf aangesloten 10-mL spuit gevuld met ijskoude PBS met een snelheid van 2-3 mL/min gedurende 3 minuten, totdat het hart-eluaat is weggelaten. Dit zorgt ervoor dat er slechts een minimale hoeveelheid bloed in het hart en de kranswonden achterblijft. Vermijd tijdens deze stap overmatige druk tijdens de perfusie, omdat dit kan leiden tot een ruptie van de geïnfecteerde ventrikel.
  3. Inspecteer het hart onder een verrekijker om te controleren of er geen lekkage is bij de aortawortel en dat het goed opblaast onder perfusiedruk.
  4. Draai de driewegstopkraan naar de TTC-oplossing en infuseer langzaam 1 mL kleuroplossing door de TTC-poort gedurende 30 seconden.
  5. Geef 5 minuten later 1 ml TTC-oplossing opnieuw en herhaal deze stap na nog eens 5 minuten (10 minuten na de eerste TTC-infusie). Voor 3x infuus in 15 minuten is in totaal 3 ml TTC-oplossing nodig.
  6. Inspecteer het hartoppervlak onder een verrekijkermicroscoop. Op dit punt zou een duidelijk onderscheid tussen het levensvatbare myocard (dieprood) en necrotisch weefsel (lichtgrijs) al zichtbaar moeten zijn.
  7. Verwijder alle niet-hartweefsels met een fijne schaar en breng het gekleurde hart over in een 15-mL kegelbuis met 3 mL TTC-oplossing.
  8. Plaats de conische buis een nacht op 4 °C voor een tweede kleuring door onderdompeling.

4. Weefselblokvoorbereiding

  1. Haal het hart uit de kegelvormige buis en droog het voorzichtig met vloeipapier. Op dit punt wordt de kleuring in het levensvatbare myocardas duidelijker, en het niet-doorbloede myocardas (epicardiale en mogelijk endocardiale regio's) vertoont ook lichtrode kleuring.
  2. Vul een stomp, gebogen 20-gauge canule met optimale sneeptemperatuur (OCT) compound met een 1 mL spuit.
  3. Verwijder de tricuspidalklep met een fijne schaar en plaats de canule in de rechter ventrikel.
  4. Vul de holte met OCT-verbinding (ongeveer 50-80 μL) en stop de infusie wanneer terugstroming wordt waargenomen.
  5. Leg de mitralisklep bloot en breng de canule door het linker atrium en de mitralisklep in de linker ventrikel in.
  6. Doordreng voorzichtig de holte met OCT-verbinding (ongeveer 80 μL) en stop de infusie wanneer er uitstroming uit de aorta wordt waargenomen.
  7. Bereid een kleine cilindrische capsule (1 cm in diameter) van aluminiumfolie voor en vul deze met 300 μL OCT-compound.
  8. Plaats het hart voorzichtig in de capsule in een apex-down positie en stel het in een verticale oriëntatie. Vanuit het bovenaanzicht mag de top niet te veel naar een van beide zijden uitsteken.
  9. Dompel de capsule onder in een 2-methylbutaanoplossing, voorgekoeld tot -30 °C tot -40 °C.
  10. Laat het monster 5-10 minuten in de oplossing blijven om te stollen voordat je een weefselblok vormt.
  11. Label het weefselblok en bewaar het bij -80 °C voor verdere histologische analyse.

5. Cryosectie en fixatie

  1. Bevestig het weefselblok op een cryostat-chuck met behulp van OCT-verbinding.
  2. Plaats de chuck in de cryostaat en stel de temperatuur in op ongeveer -24 °C.
  3. Snijd het weefselblok door totdat de top zichtbaar is.
  4. Stel de sectiedikte in op 50 μm en verzamel elke tweede snee, wat resulteert in intervallen van 100 μm tussen de sneden.
    OPMERKING: Vermijd weefselvouwen tijdens cryosectie. Dit wordt grotendeels geminimaliseerd door de lege ventrikelholtes te vullen met OCT-verbinding (zie stappen 4.4-4.6).
  5. Lijn de plakken achtereenvolgens uit op glasmicroscoopglaasjes en plaats acht stukken per preparat. In totaal worden 80 secties, dat wil zeggen 10 dia's, per hart verwacht.
  6. Droog de glaasjes met een föhn op de laagste stand met kamertemperatuur (verwarming is niet nodig) gedurende ongeveer 10 minuten.
  7. Dompel de glaasjes onder in een kleuringskamer gevuld met Zamboni's oplossing (een fixatief met 2% paraformaldehyde en 0,4% picrinezuur met 2% paraformaldehyde, w/v).
    VOORZICHTIG: Zamboni's fixatief kan een allergische huidreactie veroorzaken en wordt vermoed genetische defecten en carcinogenese te veroorzaken. Verwijder afval en resten volgens de lokale overheidsvoorschriften.
  8. Zet het hartweefsel 's nachts vast op 4 °C. Deze langdurige fixatie zorgt ervoor dat het oppervlak van het hartweefsel vrij blijft van luchtbellen die tijdens het fixatieproces zijn gevormd.
  9. Na de fixatie haal je de slides uit het fixatiemiddel en spoel je ze drie keer af met PBS.
  10. Bevestig de geleiden met montagemedium en bedek de secties met dekmantels. Na deze stap zijn de hartslides klaar voor beeldverwerving.
  11. Bewaar de monsters in een preparatdoos op kamertemperatuur.
    OPMERKING: Omdat formazan-precipitaten wateronoplosbaar zijn, kan de kleur jarenlang worden bewaard zonder verlies aan intensiteit.

6. Beeldvorming en verwerking

  1. Stel een lichtmicroscoop op met een 1,25x objectief en gebruik CellSens-software voor beeldvorming.
  2. Plaats het hartgedeelte in het midden van het gezichtsveld.
  3. Pas de belichtingstijd, focus en witbalans van de camera aan indien nodig.
  4. Maak afbeeldingen van elke sectie en sla alle afbeeldingen uit hetzelfde hart op in een speciale map.
  5. Kopieer het R-script (Supplementary File 1) naar het RStudio-platform en voer een R-gebaseerd geautomatiseerd algoritme uit om MI te beoordelen. Het algoritme berekent de planimetrische infarctgroottes voor elke schijf en berekent het totale infarctvolume voor het gehele hart.
  6. Exporteer de dataset naar een Excel-bestand en analyseer de gegevens indien nodig.
  7. Importeer alle afbeeldingen van elk hart in het ImageJ-platform voor latere 3D-reconstructie.
  8. Stapel alle afbeeldingen in een coherente, sequentiële volgorde met behulp van het pop-upmenu van het ImageJ-platform.
  9. Maak een 3D-constructie met behulp van de surface plot-functie.
  10. Open het Volume Viewer-venster en pas alle parameters aan voor 3D-projectie.
    OPMERKING: De methodologie voor immunohistochemie9 en video's voor conventionele TTC-kleuring 4,5 zijn eerder gerapporteerd en zijn niet opgenomen in dit manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De belangrijkste stappen bij het uitvoeren van microscopische TTC-kleuring worden geïllustreerd in Figuur 1. Na twee rondes TTC-kleuring werd er een duidelijk geponst patroon zichtbaar op het oppervlak van het hart. Seriële snijden van het gehele hart met intervallen van 100 μm leverde ongeveer 80 weefseldoorsneden op, waarbij de ligatieplaats zich rond de60e snee bevond. In elk deel was de dieprode kleuring van le...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Myocardinfarct (MI), als gevolg van langdurige myocardischemie, blijft een groot wereldwijd gezondheidsprobleem, omdat ischemische schade vaak de contractiele functie van het hart aantast die nodig is voor een effectieve bloedcirculatie. In de afgelopen decennia zijn er aanzienlijke inspanningen geleverd om interventies of verbindingen te identificeren die de hartweerstand tegen ischemische stress1 versterken. Hoewel alternatieve surrogaat-eindpunten, zoals enzyme...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

Deze studie werd gefinancierd door FoKo 23/2013 en door het Cardiovasculair Onderzoeksinstituut Düsseldorf (CARID).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1.25x objectiefOlympusPlanApo 1.25X/0.04Beeldvorming
10 mL spuitenB.Braum4617100VRetro-perfusie
2,3,5-trifenyltetrazoliumboorchlorideMilipore1.08380.0100Chemische stoffen
20 G canuleBD305895Retro-perfusie
3  mL spuitenB.Braum4617022VRetro-perfusie
3-weg stopcockB.Braum16494CRetro-perfusie
Aquamount BDH362262HCryosectomie
BalansOhausN/AWegen van chemicaliën
Binoculair microscoopLeicaMZ6Canule
C57BL/6JJanvierN/ADieren
CameraOlympusUC30Beeldvorming
DekglasjesEprediaBB02400500A113MN20Cryosectomie
CryostaatLeicaM850Cryosectomie
Dubbel gedistilleerd waterMIliporeN/AOplossen van chemicaliën
Fijne dissectieschaartAESCULAPBC702RChirurgische instrumenten
Fijne microdissectiepincet AESCULAPFM001RChirurgische instrumenten
Glazen microscoopglaasjesEngelbrecht11102Cryosectomie
ImageJNIH1.54gBeeldverwerking
IsofluraanPiramal14150097146754Chemische stoffen
IsopropanolRoth 0733.1Chemische stoffen
LichtmicroscoopOlympusBX61Beeldvorming
Microdissectiepincet F.S.T11152-10Chirurgische instrumenten
OCT-compoundSakura4583Chemische stoffen
PetrischaalTherno Scientific172931Retro-perfusie
Fosfaat gebufferde zoutoplossingRoth9143.1Chemische stoffen
RstudioPosit Software2024.09.0Beeldverwerking
ZijdesnaadF.S.T18020-60Retro-perfusie
SoftwareOlympusCellSens V3.2Beeldvorming
Roestvrijstalen dissectieschaartAESCULAPBC257RChirurgische instrumenten
Zamboni-oplossingMorphisto12773.0050Chemische stoffen

Referenties

  1. Bolli, R., Becker, L., Gross, G., Mentzer, R., Balshaw, D., et al. Myocardial protection at a crossroads: the need for translation into clinical therapy. Circ Res. 95 (2), 125-134 (2004).
  2. Murphy, E., Steenbergen, C. Mechanisms underlying acute protection from cardiac ischemia-reperfusion injury. Physiol Rev. 88 (2), 581-609 (2008).
  3. Bohl, S., Medway, D. J., Schulz-Menger, J., Schneider, J. E., Neubauer, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (6), H2054-H2058 (2009).
  4. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. J Vis Exp. (180), e62942(2022).
  5. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. (65), e3896(2012).
  6. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  7. Ding, Z., et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 14 (1), 25214(2024).
  8. Zhu, H., et al. IL-6 coaxes cellular dedifferentiation as a pro-regenerative intermediate that contributes to pericardial ADSC-induced cardiac repair. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 44(2022).
  9. Zhu, H., et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 13 (2), 137-150 (2023).
  10. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N Engl J Med. 357, 1121-1135 (2007).
  11. Li, C., Chen, M., Zhang, D., Xu, T., Wang, Z. Cardiac injury induced by obstructive jaundice: a comprehensive review. Perioper Precis Med. 28 (1), 28-38 (2025).
  12. Chang, X., et al. ß-tubulin contributes to Tongyang Huoxue decoction-induced protection against hypoxia/reoxygenation-induced injury of sinoatrial node cells through SIRT1-mediated regulation of mitochondrial quality surveillance. Phytomedicine. 108, 154502(2023).
  13. Li, Z., Hu, B., Zou, X. Research advances in understanding the role and mechanism of pyroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. Perioper Precis Med. 2 (2), 52-63 (2024).
  14. Ouyang, W., et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 12, 1598314(2025).
  15. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  16. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 321 (6), H1056-H1073 (2021).
  17. Lujan, H. L., Janbaih, H., Feng, H. -Z., Jin, J. -P., DiCarlo, S. E. Myocardial ischemia, reperfusion, and infarction in chronically instrumented, intact, conscious, and unrestrained mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 302 (12), R1384-R1400 (2012).
  18. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Myocardial infarct size and area at risk assessment in mice. Exp Clin Cardiol. 17 (4), 268-272 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

TTC kleuringmyocardinfarctcryosectiemicroscopische beeldvormingcardiale ischemiekwantificering van infarctgroottecoronaire perfusie3D reconstructieanalyse van hartweefsel
Een microscopische 2,3,5-triphenyltetrazoliumchloride-assay voor nauwkeurige en betrouwbare analyse van myocardschade
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.