Een unieke methode om chirurgisch orale plaveiselceltumoren die in de mondholte zijn gevestigd, te verwijderen, wordt hier getoond.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Translationeel relevant tumorresectiemodel voor muispreklinische modellen van orale plaveiselcelcarcinoom
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Momenteel is de eerstelijnsbehandeling voor de meest voorkomende vorm van hoofd- en halsplaveiselcelcarcinoom (HNSCC), mondholte plaveiselcelcarcinoom (OSCC), chirurgische resectie, gevolgd door risico-adaptatiebehandelingen zoals chemoradiotherapie. Echter, met de huidige zorgstandaard en zelfs de opkomst van nieuwe behandelingen, zoals checkpointblokkades, blijft de algehele overleving van gevorderde, terugkerende ziekten hoog, en wordt verwacht dat de prevalentie van hoofd- en halskanker de komende jaren verder zal toenemen. Daarom is diepgaand onderzoek naar huidige standaardbehandelingsmethoden, naast nieuwe therapieën, noodzakelijk om potentiële en veelbelovende behandelopties te vertalen naar patiënten met HNSCC. Preklinische modellen worden gebruikt om de veiligheid en effectiviteit van mogelijke behandelingsinterventies te evalueren. Helaas slagen de huidige preklinische modellen er niet in de chirurgische procedure volledig te belichamen die veel patiënten ondergaan, omdat deze voornamelijk niet-chirurgische behandelmethoden omvatten, zoals bestraling, chemotherapie of immunotherapie. Bovendien worden bestaande chirurgische modellen beperkt door extra reagentia die nodig zijn om de vorming van tumoren op orthotope locaties te ondersteunen en de noodzaak van microchirurgie voor tumorverwijdering. Dit rechtvaardigt het ontwikkelen van verbeterde en vereenvoudigde preklinische modellen om therapieën te onderzoeken en inzicht te krijgen in locoregionale tumorrecidiveur en therapieresistentie. Dit artikel beschrijft een nieuw syngenesch, klinisch relevant orthotopisch subtotale resectiemodel voor muis dat de standaard van zorg in OSCC herhaalt. Dit model vereenvoudigt bestaande modellen en resulteert in meetbare recidief na chirurgische resectie van buccale mucosale tumoren. Het gebruik van dit model kan waardevolle inzichten opleveren in tumorrecidief en behandelingsresistentie bij patiënten met OSCC. De oprichting van dit preklinische model effent de weg voor verder onderzoek naar hoe OSCC reageert op post-resectie adjuvante therapieën, waarbij de tumortoestand wordt vastgelegd in het klinisch relevante venster waarin patiënten doorgaans beginnen met dergelijke volgende behandelingen.
Inleiding
Maligniteiten die ontstaan in het strottenhoofd, de keel, de hypofarynx, neusholte, speekselklieren en mondholte worden gecategoriseerd als hoofd- en halskanker. Hoofd- en halsplaveiselcelcarcinoom (HNSCC), dat verantwoordelijk is voor meer dan 90% van deze gevallen, ontwikkelt zich uit de plaveiselepitheelcellen die deze anatomische plaatsen bekleden1. Meer specifiek is het plaveiselcelcarcinoom (OSCC) van de orale holte een kwaadaardige aandoening die beperkt is tot het gebied van de mondholte. In 2022 was hoofd- en halskanker de zesde meest voorkomende kanker wereldwijd, met naar schatting 947.000 nieuwe gevallen wereldwijd en jaarlijks 482.000 sterfgevallen2.
Chirurgische resectie is over het algemeen de eerste behandelingsmethode voor hoofd- en halskanker, waaronder OSCC, vaak gevolgd door chemoradiotherapie 1,3,4. Hoewel deze standaardtherapieën mogelijk genezend zijn in lokaal beperkte of vroege gevallen, blijft er een hoog percentage locoregionale en afstandsrecidieve gevallen bij patiënten met OSCC. In feite overleeft minder dan tweederde van de patiënten met OSCC langer dan vijf jaar en ondervindt significant bijwerkingen 5,6,7. Er is steeds meer bewijs dat de traumatische stress die tijdens de operatie wordt opgelopen, de fysiologische processen veroorzaakt die betrokken zijn bij weefselschade en wondengenezing 8,9. Bovendien hebben studies ook aangetoond dat chirurgische resectie bijdraagt aan immunologische disfunctie, die op zijn beurt kan bijdragen aan het potentieel voor recidisie10.
Ondanks dat de meerderheid van de patiënten een chirurgische resectie ondergaat als eerstelijnstherapie voor OSCC, blijft er momenteel behoefte aan relevante preklinische orthotope resectiemodellen voor OSCC die de vaststelling van tumoren en subtotale resectie standaardiseren en de bijbehorende immunologische mechanismen voor tumorrecidief behouden om een cruciale context te bieden voor onderzoek op dit gebied11, 12,13. Eerdere studies met dierresectiemodellen omvatten een 4T1 borsttumorresectiemodel dat is gebruikt om de immunosuppressieve effecten van chirurgiete bestuderen. Voor studies in OSCC is het gebruik van een heterotopisch MOC1-OVA tumor subtotale resectiemodel in de muisflank gerapporteerd15. In orthotope locaties is het gebruik van de HPV-orofaryngeale SCC-cellijn, mEERL95, gebruikt om submentale tumoren vast te stellen voor resectie en recidiefmodel, terwijl drainage van lymfeklieren chirurgisch werden overgebracht naar naïeve muizen voor verder onderzoek16. Relevante orthotopische studies die recidief onderzoeken met immunodeficiënte muizen zijn ookgerapporteerd, 13.
Hier is een nieuw opgesteld protocol voor een immunocompetente, syngenetische, orthotope OSCC preklinisch model van standaardbehandeling van tumorresectie en recidief, waargenomen binnen een week na de resectie. Deze procedure vereenvoudigt bestaande modellen verder door tumorverwijdering zonder microchirurgie uit te voeren en gebruik te maken van de muis mondkanker tumorcellijn (MOC2), die geen toevoeging van cel- of basaalmembraan vereist om tumoren te vestigen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De volgende procedure, evenals dierenhuisvesting en onderhoud, werd uitgevoerd in het Center for Laboratory Animal Medicine and Care van het University of Texas Health Science Center in Houston (UTHealth), in samenwerking met de institutionele Animal Welfare Committee. Het bijbehorende protocol is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en is in overeenstemming met de principes en ethische richtlijnen die zijn vastgelegd in het beleid van de US Public Health Service over de humane zorg en het gebruik van proefdieren. Zorg ervoor dat alle beleidsregels van de lokale IACUC worden nageleefd en dat er een door IACUC goedgekeurd protocol voor diergebruik (of gelijkwaardig) is voordat u doorgaat met de volgende secties. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.
1. Het vaststellen van orthotopische buccale mucosale orale tumoren
OPMERKING: Voor dit specifieke protocol werden MOC2-cellen gebruikt om tumoren17 vast te stellen. Er kunnen echter ook andere cellijnen of -typen worden gebruikt. De hoeveelheid tumorcellen die nodig is om tumoren in vivo te vestigen is afhankelijk van de cellijn en moet worden geoptimaliseerd vóór de inoculatie voor de operatie.
- Wanneer de tumorcelkweek ongeveer 80% confluentie bereikt, oogst u cellen door kweekmedia te aspireren en weg te gooien.
- Om het resterende serum te verwijderen, spoel je cellen met fosfaatgevulde zoutoplossing (PBS) zonder magnesium en calcium, voldoende in volume om het oppervlak van het vat (bijv. de kolf) volledig te bedekken met de aangehechte cellen.
- Voeg 0,05% trypsine toe aan de kweekfles om de bodem voldoende te bedekken. Incubeer cellen bij 37 °C met 5% CO2 gedurende ongeveer 5 minuten voor celloslating.
OPMERKING: De incubatietijd die nodig is (2-15 minuten) om cellen los te koppelen kan variëren afhankelijk van de gebruikte cellen (d.w.z. cellijn). Langdurige blootstelling aan trypsine kan echter schadelijk zijn voor cellen. Als extra tijd nodig is voor voldoende celloslating, monitor cellen dan periodiek en nauwlettend. - Na celloslating wordt gekozen met minstens 2 keer het volume trypsine dat wordt gebruikt met complete media (bijvoorbeeld, voor 5 mL trypsine met ten minste 10 mL complete media).
- Centrifugeer de celsuspensie op 350 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur, en aspireer het supernatant.
- Opnieuw opschorten in koude PBS en een aliquot voor het tellen. Herhaal stappen 1.5-1.6 voor een extra wasbeurt om eventueel achtergebleven materiaal te verwijderen.
- Met extra PBS kun je aanpassen aan de geoptimaliseerde concentratie van cellen voor inoculatie (d.w.z. 3 x 10à 4 MOC2-cellen per 30 μL volume). Houd celsuspensatie op ijs tot ze klaar is voor gebruik.
- Verdoof de muis met 1%-3% isoflurane, aangevuld met 1,5 L/min zuurstof in een kleine dierenkamer.
OPMERKING: Haarverwijdering is niet noodzakelijk, maar wordt in dit stadium aanbevolen om de inoculatieplaats te visualiseren en de consistentie van de inoculatie te verbeteren. Als je het in dit stadium verwijdert, volg dan de instructies in stappen 3.3-3.5. - Meng de celsuspensie grondig om een gelijkmatige verdeling van de cellen te garanderen en verzamel in een 0,3 mL insulinespuit.
- Houd de gesedeerde muis vast door met één hand zijn achterste nekvel te bedekken zodat de muisvoorzijde naar de handler is gericht en het hoofd omhoog gericht is zodat de mond open en toegankelijk is.
- Steek de spuit voorzichtig in de open mond, onder een neerwaartse hoek richting de linker onderste mandibulaire vestibule. Blijf de naald door het onderste buccale slijmvlies steken.
- Breng 30 μL celsuspensie in dit gebied en verwijder voorzichtig de spuit, houd deze positie 5 seconden vast, trek de spuit dan langzaam terug om te voorkomen dat er extra celsuspensie bij het verwijderen wordt achtergelaten.
- Zorg ervoor dat de muis na de inenting in normale fysieke en gedragsmatige conditie verkeert.
- Monitor het gewicht en de tumorgroei van de muis met respectievelijk een balans- en digitale remmaat. Houd regelmatig de tumorontwikkeling in de gaten, 2 keer per week of volgens een gespecificeerd protocol.
2. Materiaalopstelling voor chirurgie
OPMERKING: Het wordt sterk aanbevolen dat minstens één andere chirurg of chirurgisch assistent aanwezig is om te helpen bij de opzet en organisatie gedurende de procedure, zodat de steriliteit behouden blijft.
- Kies een schoonmaakruimte met een sluitbare deur en beperkte verkeersverkeer.
- Verwarm een nieuwe kooi voor, met schoon, droog beddengoed en een nest keukenpapier, door deze gedeeltelijk bovenop een elektrische warmer te plaatsen.
- Verwarm een kralensterilisator tot bedrijfstemperatuur (250-265 °C).
- Stel de isoflurane inductiekamer en het draagbare anesthesieapparaat in, met de juiste neuskegel, en sluit aan op isoflurane, zuurstof en het bijbehorende opvangsysteem.
OPMERKING: Bij gebruik van de inductiekamer doof muizen met een instelling op ongeveer 3% isofluran. Bij gebruik van de neuskegel doof je muizen met 1%-2% isoflurane. - Zet het met water verwarmde chirurgische pad aan op 38,9 °C en zet de isofluranbron vast aan de kop van het pad.
- Desinfecteer het beoogde werkoppervlak en het chirurgische pad met een desinfectiemiddel en bedek de werkplek met een schoon werkbankmatje.
Figuur 1: Geselecteerde chirurgische instrumenten en materialen voor tumorresectie. (1) Chirurgische handschoenen, (2) doek, (3) gaaspad, (4) 0,3 mL insulinespuit, (5) handdoekdoek, (6) isopropylalcohol-wattenstaafjes, (7) scalpelmesje, (8) scalpel zonder mesje, (9) Hartman-hemostaat, (10) muggenhemostatische tang, (11) micro-dissectiescharen, (12) micro-dissectietang, (13) Brown-Adson-tang, (14) micro-dissectietang, (15) wattenpuntapplicatoren, (16) trimmer, (17) 4-0 gecoate vicryl-hechting, (18) 0,25% Bupivacaïne, en (19) oogsmeerzalf. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Voorbereiding van het dier op de operatie
- Weeg de muis 24 uur voor de procedure om de juiste dosering van anesthesie en pijnstillers te bepalen, volgens het gespecificeerde protocol.
- Verdoof de muis ongeveer 2 minuten in de inductiekamer en dien daarna minstens 30 minuten voor de operatie pijnstillers toe. Dit moet subcutaan worden geïnjecteerd in de nek van de muis.
- Als dit niet eerder is gedaan bij de inoculatie of als eerder vrijgemaakt haar begint te herstellen, breng dan een kleine hoeveelheid ontharingscrème toe met een watten tip-applicator direct op het haar bij de tumorresectieplaats, met voldoende marges om het haar tijdens de procedure uit de incisieruimte te houden.
- Laat de crème ongeveer 10 seconden intrekken en veeg het haar weg met droge, schone gaas.
- Verwijder eventuele resterende crème van de plek met gaas, bevochtigd met zoutoplossing of water, en droog het gebied vervolgens met droog, schoon gaas.
OPMERKING: Haarverwijdering met een elektronische trimmer is een acceptabele maar minder geprefereerde alternatieve methode, omdat de huid rond hoofd en nek dun en delicaat kan zijn. Als je een trimmer gebruikt, vermijd dan gevoelige plekken, zoals de ogen, en houd losse huid strak om ongewenste verwondingen aan de muis te voorkomen. - Geef systemisch pijnstillend subcutaan en lokaal pijnstillend op de incisieplaats.
- Leg de verdoofde muis op het verwarmingskussen, op zijn rug liggend met de voorste zijkant naar boven gericht. De neus moet net binnen de neuskegel zitten.
- Breng een kleine hoeveelheid (dus voldoende om het oog te bedekken) steriele glijmiddel op elk oog van de muis om te voorkomen dat de ogen tijdens de procedure uitdrogen.
- Gebruik een schone wattentip-applicator om de plaats van resectie te nemen met 70% isopropylalcohol en daarna 3 keer 10% jodium, waarbij je na de laatste keer het jodium verwijdert met 70% isopropylalcohol.
- Met steriele handschoenen en geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (badjas, haarbedekking), bereid het steriele veld voor van minimaal 18"B X 26"L, en leg alle geschikte gereedschappen en materialen neer (steriel katoengaas, steriele wattenstaafjes, steriele zoutoplossing, isopropylalcoholapplicators, chirurgische instrumenten) (Figuur 1).
- Bedek de muis met een steriele doek en snijd een toegangsgat direct boven de resectieplaats met een steriele schaar.
4. Chirurgische resectie van gevestigde mondtumoren
OPMERKING: Gedurende de procedure moet de chirurg of assistent controleren op ademhaling en reflexen van de muis om een adequate zuurstofvoorziening te garanderen terwijl de muis onder narcose is. Pas isoflurane aan volgens veterinaire richtlijnen en het institutionele beleid indien nodig.
- Met een nieuw chirurgisch scalpel maakt u een submandibulaire incisie, net onder de tumor en langs de linkerkaaklijn, die de lengte van de tumor inneemt (Figuur 2A,B).
- Gebruik voorzichtig de Hartman-hemostaten om de opening naar de tumor toe te verbreden. Dek indien nodig het bloed met steriel gaas.
- Lokaliseer de tumor en gebruik een tang om hem op zijn plaats te houden (Figuur 2B).
OPMERKING: Een assistent kan op dit punt helpen met het gebruik van een pincet om toegang tot de tumorplaats te behouden (dus de huid weg te trekken). - Knip met een chirurgische schaar rond de basis van de tumor om alle zichtbare delen te verwijderen (Figuur 2C). Plaats de huid opnieuw over de verwijderde tumorplaats en sluit de incisie met vier tot zes onderbroken hechtingen, met 4-0 langlopende vicryl-hechtingen (Figuur 2D).
OPMERKING: Wees voorzichtig dat je hechtingen niet te strak vastzet om de huid te behouden zonder de muizen verder te beschadigen, en om mogelijke verwondingen bij latere hechting te voorkomen. - Om door te gaan met aanvullende operaties, maak je de oppervlakken van chirurgische instrumenten schoon met 70% isopropylalcohol en plaats je ze 10-15 seconden in de verwarmde kraalsterilisator voor elk nieuw gebruik. Dezelfde set hulpmiddelen kan worden gebruikt om operaties uit te voeren op maximaal 5 muizen of, zoals gespecificeerd door institutionele richtlijnen en praktijken.
OPMERKING: Geremde tumoren kunnen worden weggegooid of meegenomen voor verwerking en verdere analyse (d.w.z. fixatie voor histologie en beeldvorming; weefseldissociatie en immuunkleuring voor flowcytometrie-fenotyperingsanalyse, volgens de specifieke onderzoeksplannen18,19 (Figuur 2E).
Figuur 2: Orale tumoren, die transoraal via het onderste buccale slijmvlies zijn ontstaan, kunnen worden verwijderd via een submandibulaire benadering zonder genezingscomplicaties. (A) Vastgestelde tumor (rode pijl) in de mondholte. (B) Submandibulaire incisie waardoor de tumor bloot ligt. (C) De verwijderde tumor. (D) Wondsluiting met meerdere onderbroken vicryl-hechtingen. (E) Verwijderde tumor. (F) Samenvattend schema voor transorale inenting. Afbeelding gemaakt in BioRender. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
5. Zorg na resectie
- Na het sluiten van de incisie zet je de anesthesiestroom uit naar 0% en ga je door met alleenO2 op 1,5 L/min totdat de muis weer bij bewustzijn komt (minder dan 5 minuten). Als de muis na enkele minuten roerloos en ongevoelig blijft, raadpleeg dan het institutionele beleid over veterinaire interventie.
- Breng de muis voorzichtig over in de voorverwarmde kooi. Blijf de muis monitoren op postoperatief bewustzijn en mobiliteit. Hij zou na 10 minuten volledig bij bewustzijn en mobiliteit moeten zijn.
- Voer dagelijkse postoperatieve monitoring uit volgens goedgekeurde protocollen en institutionele beleidslijnen.
- Direct na de operatie geef je de muis "zacht" voedsel door pellets die in water zijn geweekt in een toegankelijke container (bijvoorbeeld een plastic weegboot) direct in de kooi te plaatsen. Als er geen complicaties optreden, kan de muis bij de volgende routinevoeding weer normaal vast voedsel eten.
- Houd muizen twee keer per dag in de gaten gedurende de eerste 48 uur (2 dagen) en één keer per dag minimaal 96 uur (4 dagen) na de operatie. Hervat vervolgens een normaal monitoringsschema (dus 2 keer per week).
- Op dag 7 na de operatie verwijder je de hechtingen onder narcose, waarbij je voorzichtig bent om de muizen niet te snijden of te verwonden.
- Blijf muizen monitoren en zodra ze hun humane eindpunt bereiken, euthanasen dieren humane volgens de goedgekeurde euthanasiecriteria en de American Veterinary Medical Association.
OPMERKING: Statistische analyse van tumorgroeikinetiek en dieroverleving zijn relevante maatstaven voor deze methodologie. Voor Kaplan-Meier overlevingscurves werden statistische analyses met de log-rank/Mantel-Cox test uitgevoerd via statistische analysesoftware. Voor tumorgroeicurves werd Šídáks meervoudige vergelijkingstest via een tweerichtings-ANOVA-analyse gebruikt om tumorgroottes tussen niet-geresecteerde en geresecteerde groepen te vergelijken. P-waarden kleiner dan 0,05 werden als significant beschouwd.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Waarnemingen van MOC2 muisbuccale slijmvlies
Met behulp van de MOC2-cellijn werden tumoren vastgesteld in het muisbuccale slijmvlies van de mondholte (Figuur 2A-F). Vastgestelde primaire tumoren werden verwijderd bij een tumorgrootte van 25-36 mm2. Na resectie herwonnen muizen meestal binnen 5-10 minuten hun volledige mobiliteit. Muizen werden vervolgens gemonitord voor postoperatieve zorg om g...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hierin beschrijft dit artikel een eenvoudige procedure voor het vestigen en subtotale verwijderen van tumoren in het buccale slijmvlies van de mondholte bij muizen. Eerdere studies hebben eveneens aangetoond dat tumoren kunnen worden gediagnosticeerd via de muistong, buccale mucosa of mondbodem voor downstream analyse van geremde tumoren, evenals om latere lokale recidieve en regionale en verre metastase te onderzoeken, elk met hun eigen beperkingen12,13
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Dankbetuigingen
Dit werk werd gefinancierd door 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). We erkennen ook het administratieve, diergeneeskundige en onderhoudspersoneel van het UTHealth Center for Laboratory Animal Medicine and Care voor hun ondersteuning en zorg.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.05% Trypsin | Corning | 25-052-Cl | 0.53 mM EDTA, 1 X [-] sodium bicarbonate |
| 0.25% Bupivacaine HCl Injection | McKesson | 1077280 | 2.5mg/kg-1mg/kg, ID/SC 20-30uL |
| 0.9% Sodium Chloride, USP | McKesson | 161736 | 5 mL/kg, SC, IV 1.5 mL |
| 23 G Needle | Becton, Dickinson and Company [McKesson] | 402 | |
| 4-0 Coated Vicryl | McKesson | 100700 | |
| 50 mL conical tubes | Thermo Scientific | 33965 | |
| Absorbent Bench Pads | VWR | 115-0684 | |
| Alcohol Swab Isopropyl Alcohol 70% | Becton, Dickinson and Company [VWR] | 326895 | |
| Autoclave Pouch Self-Sealing 5 ¼” x 10” | McKesson | 960944 | |
| Balance | Ohaus [VWR] | 30253019 | |
| Bioclave Mini | Benchmark Scientific | B4000-M | |
| Brown-Adson Forceps | ROBOZ [VWR] | RS-5231 | |
| Cotton-Tipped Applicator Sterile 6 in | McKesson | 999736 | |
| Dulbecco's Phophate Buffered Saline / Modified | Cytiva | SH30028.02 | [-] calcium, [-] magnesium |
| Ethiqa XRÒ* | Fidelis Animal Health | NDC 86084-100-30 | 3.25 mg/kg SC |
| General Purpose Drape | McKesson | 68107 | |
| Glass Bead Sterilizer | VWR | 75999-324 | |
| Glass Beads | VWR | 75999-332 | |
| Hartman Hemostats | Fine Science Tools [VWR] | 13003-10 | |
| High-Quality, Portable Anesthesia Device | Patterson Veterinary | 07-8915662 | |
| Isoflurane, USP | McKesson | 803250 | 4-5% Induction, 1-3% Maintenance |
| MedLEDÒ Chrome (Headlight) | KLS Martin | ML-MC7-HT-HK-X21 | |
| Micro Dissecting Forceps | ROBOZ [VWR] | RS-5174 | |
| Micro Dissecting Scissors | ROBOZ [VWR] | RS-5914 | |
| Monoject Insulin Syringes | Cardinal Health [McKesson] | 8881600145 | |
| Mosquito Hemostatic Forceps | ROBOZ [VWR] | RS-7100 | |
| Nair Body Cream Hair Remover | Church & Dwight Co., Inc. | ||
| Needle Holder | ROBOZ [VWR] | RS-7154 | |
| PVP Prep Solution 10% Povidone Iodine | McKesson | 911740 | |
| Scalpel | ROBOZ [VWR] | RS-9843 | |
| Scalpel Blades Carbon Steel No. 10 | McKesson | 862685 | |
| Small Animal Heated Pad | K&H Pet Products [Amazon] | 9 X 12in 20W | |
| Small Mouse Chamber | Patterson Veterinary | 07-893338 | |
| Small Nose Cone | Patterson Veterinary | 78909681 | |
| Steri-Drape | McKesson | 5713 | |
| Sterile Gauze Pads 2”x2” – 12 PLY | Dukal Corporation [Amazon] | REF: 1212 | |
| Sterile Lubricant Eye Ointment | McKesson | 730979 | |
| Surgical Gloves | McKesson | 20-2070N | |
| Syringe 1cc | McKesson | 1065984 | |
| Traceable Digital Carbon Fiber Calipers | Fischer Brand | 15-077-957 | |
| Trimmer Kit | WAHL [Amazon] | BravMini |
Referenties
- Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
- Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
- Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
- Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
- Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
- Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
- International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
- Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
- Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
- Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
- Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
- Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
- Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
- Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
- Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
- Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
- Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
- Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
- Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
- Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
- Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
- Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
- Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
- Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
- Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
- Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
- Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
- Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
