Methodenartikel

Muismodel van cerebrale veneuze uitstroomocclusie door bilaterale ligatie van halsaders

852 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68626

⸱

12 september 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een chirurgische methode voor het induceren van cerebrale veneuze uitstroomocclusie bij muizen door bilaterale ligatie van de interne en externe halsaders.

Samenvatting

Lymfevaten spelen een sleutelrol bij het handhaven van vloeistofhomeostase en immuunbewaking in weefsels. Aan de grens van de hersenen bevatten de durale hersenvliezen lymfevaten die dicht bij elkaar liggen Bij mensen wordt idiopathische intracraniële hypertensie (IIH) geassocieerd met stenose van durale veneuze sinussen, wat suggereert dat veneuze uitstroomstoornissen de regulering van hersenvocht en meningeale lymfedrainage kunnen beïnvloeden. Om deze relatie in een gecontroleerde setting te onderzoeken, ontwikkelden we een muismodel van cerebrale veneuze uitstroomocclusie via bilaterale ligatie van zowel interne als externe halsaders (JVL). Dit chirurgische protocol is reproduceerbaar, niet invasief en behaalt een hoog slagingspercentage (98,4%) met verwachte postoperatieve symptomen zoals zwelling van het gezicht en de hersenen, evenals extracraniële vasculaire remodellering. Tweedimensionale time-of-flight (2D-TOF) MR-venografie gevolgd door driedimensionale (3D) reconstructie bevestigde stroomopwaarts veneuze congestie. Dit model maakt de longitudinale studie mogelijk van de gevolgen van een verminderde cerebrale veneuze uitstroom op de cerebrovasculaire architectuur, lymfatische remodellering en klaring van hersenvloeistof. Door de bloedvaten in de nek te manipuleren, maakt JVL het mogelijk om deze processen te onderzoeken zonder de intracraniële structuren te beschadigen. Ondanks anatomische verschillen tussen soorten, biedt JVL een robuuste en toegankelijke benadering om de wisselwerking tussen veneuze uitstroom, lymfedrainage en vloeistofhomeostase in de hersenen te ontleden.

Inleiding

De dura mater is de buitenste laag van de hersenvliezen die de hersenen en het ruggenmerg beschermt. De dura mater biedt structurele ondersteuning en functioneert als een immuunplatform dat wordt gekenmerkt door gespecialiseerde vasculaire netwerken en diverse immuunpopulaties 1,2. De durale veneuze sinussen verzamelen bloed uit alle hersenaders en leiden het naar de halsaders 3,4,5. Durale veneuze sinussen zijn nauw verwante MLV's, met geconserveerde patronen tussen muizen en mensen 6,7,8,9,10. De MLV's dragen bij aan de afvoer van hersenvocht en zorgen ervoor dat antigenen, macromoleculen en immuuncellen van de hersenvliezen naar de cervicale lymfeklieren worden getransporteerd 2,7,9,11,12.

Vernauwing (stenose) van durale veneuze sinussen resulteert in een verminderde cerebrale veneuze uitstroom en wordt geassocieerd met neurologische aandoeningen zoals idiopathische intracraniële hypertensie (IIH) - een ziekte die vooral jonge vrouwen met overgewicht treft en wordt gekenmerkt door verhoogde intracraniale druk zonder duidelijke onderliggende oorzaak13,14. IIH-patiënten kunnen worden behandeld met endovasculaire stenting, die zowel de fysiologische cerebrale veneuze uitstroom als de normale intracraniale druk herstelt15.

Om de rol van veneuze uitstroom in de homeostase van hersenvocht en de betrokkenheid van MLV's bij dit proces beter te begrijpen, hebben we een muismodel ontwikkeld van cerebrale veneuze uitstroomocclusie door bilaterale ligatie van de externe en interne halsaders. Er is tot nu toe geen muizenmodel van durale veneuze sinusstenose beschreven, en modellen die leiden tot intracraniële cerebrale veneuze uitstroomocclusie beschadigden de durale structuren van belang 16,17,18. Bovendien waren JVL-modellen die werden gebruikt om intracraniële drukregulatie, afvoer van hersenvocht en durale vasculaire remodellering te bestuderen, voornamelijk gericht op ligatie van de externe halsaders alleen, wat resulteerde in milde fenotypes zonder significante resultaten19,20. Eerdere studies toonden de haalbaarheid aan van geligeerde zowel de externe als de interne halsaders; De beschreven protocollen omvatten echter volledige doorsnijding van de bloedvaten na ligatie - een stap die de lokale invasiviteit verhoogt en de interpretatie van fysiologische resultaten kan verwarren, met name die met betrekking tot de lymfecircuits, gezien de nauwe anatomische relaties tussen de interne halsaders en cervicale lymfevaten in de nek21,22.

Dit artikel beschrijft een verfijnd chirurgisch protocol voor JVL om cerebrale veneuze uitstroomocclusie te induceren bij jongvolwassen vrouwelijke C57Bl6/J-muizen in de leeftijd van 6-8 weken. Onze aanpak is origineel in die zin dat het interne en externe halsaderligatie combineert met systematische analyse op meerdere tijdstippen na de operatie, waardoor we de gevolgen van veneuze hypertensie op vasculaire remodellering en klaring van hersenvocht nauwkeurig kunnen definiëren.

Protocol

Alle in vivo procedures voldeden aan de richtlijnen en het institutionele beleid van INSERM en het Animal Care and Use Committee van het Paris Brain Institute (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Overplaatsing en voorbehandeling van dieren

  1. Breng vrouwelijke C57Bl6/J-muizen van 6-8 weken oud en met een gewicht van ongeveer 20 g over naar de experimentele ruimte.
    1. Dien voor elke muis de volgende subcutane injecties toe met behulp van insulinenaalden (30-31 G):
      Buprenorfine 0,1 mg/kg (12,5 μg/ml; 200 μl).
      Carprofen 20 mg/kg (50 mg/ml, verdund 1:20 in steriel 0,9 % NaCl; 200 μL).
      Natriumchloride 0,9 % (200 μL) voor hydratatie vóór de anesthesie.
  2. Anesthesie, inductie en onderhoud
    1. Plaats de muis in de isofluraan-anesthesiekamer en start de anesthesie met 3-4% isofluraan bij een luchtdebiet van 400-500 ml/min.
    2. Houd de anesthesie op 1,5% met een luchtdebiet van 140-250 ml/min, aangepast aan de ademhalingsfrequentie van de muis.
  3. Verwijder de vacht van de nek van de muis op de operatieplaats, bij voorkeur met een ontharingscrème.
  4. Schakel het isofluraan in het verdovende neusmasker in (instellingen 1.2.2).
  5. Breng oogheelkundige gel aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
  6. Zet de muis in rugligging, met zijn rug op steriele gordijnen over een verwarmingskussen.
  7. Zorg ervoor dat het hoofd van de muis volledig onder het verdovende neusmasker zit.
  8. Strek de poten uit op ongeveer 90° van de lichaamsas om een goede belichting van de nekvaten te vergemakkelijken.
  9. Plak de achterpoten vast in lijn met de lichaamsas om een goede positionering en stabiliteit tijdens de procedure te garanderen.
  10. Gebruik chirurgische tape om de poten te stabiliseren.
  11. Zorg ervoor dat het hoofd in extensie blijft; Steek indien nodig voorzichtig een tang in de mond om deze positie te behouden.
  12. Controleer de anesthesiediepte door in de staart of poot te knijpen.
  13. Bewaak de lichaamstemperatuur met behulp van een rectale sonde en regel het verwarmingskussen om tijdens de procedure 37 °C te behouden.
  14. Desinfecteer de operatieplaats.
    1. Breng povidon-jodiumscrub aan op de plaats met een steriele doek.
    2. Spoel af met met NaCl gedrenkte wattenstaafjes (drie keertjes).
    3. Droog het gebied af en breng een povidon-jodiumoplossing aan.

2. Operatieve fase

OPMERKING: De gehele procedure wordt uitgevoerd onder een verrekijkerloep en een oplichtende lamp. Alle benodigde apparatuur en chirurgische instrumenten voor de procedure worden vermeld naast de reagentia die worden gebruikt in de materiaaltabel en weergegeven in figuur 1.

  1. Blootstelling aan de halsader
    1. Maak een longitudinale incisie in de huid, ongeveer 1,5 cm, met behulp van een kleine chirurgische schaar langs de middellijn van het ventro-cervicale gebied, 5 mm boven het sternale manubrium.
    2. Gebruik een twee fijne tangen om de submandibulaire klieren voorzichtig langs de middellijn te scheiden om toegang te krijgen tot de onderliggende bloedvaten en ga vervolgens verder met stompe dissectie om de oppervlakkige en pre-tracheale lagen van de cervicale fascia los te maken.
    3. Om de zichtbaarheid van het operatieveld te verbeteren, verplaatst u de omliggende weefsels voorzichtig met behulp van kleine stompe oprolmechanismen.
      OPMERKING: Begin met het ontleden en ligen van de uitwendige halsaders, gevolgd door de inwendige halsaders, zoals beschreven in het onderstaande plan. Het afbinden van de externe halsaders verhoogt eerst de stroom door de IJV's, waardoor ze verwijden, wat hun dissectie vergemakkelijkt.
    4. Dissectie van de uitwendige halsader
      1. Identificeer de uitwendige halsaders die zich net boven de thoracale kooi bevinden, lateraal, waar ze oppervlakkig liggen.
      2. Ontleed elke ader zorgvuldig, beginnend bij het caudale gedeelte net boven de thoracale kooi en zich ongeveer 1 cm craniaal uitstrekkend.
        OPMERKING: Om dit te doen, tilt u de ader voorzichtig op met een tang met stompe punt door het omringende vet vast te pakken en eromheen te ontleden met een ultrafijne, puntige tang.
    5. Inwendige halsaderdissectie
      1. Ontleed met een fijne tang de fascia die de spieren over de luchtpijp verbindt met de sternomastoïde en omohyoïde spieren.
      2. Gebruik retractors om de sternocleidomastoïde spier voorzichtig lateraal en de pretracheale spieren mediaal terug te trekken.
        OPMERKING: De interne halsader zal dan zichtbaar zijn in een fasciale schede die ook de interne halsslagader, de nervus vagus en de cervicale lymfevaten bevat. De interne halsader ligt anterieur van de andere structuren in de fasciale schede.
      3. Ontleed de fascia voorzichtig door deze voorzichtig samen te knijpen en op te tillen om de interne halsader te scheiden van de omliggende structuren, terwijl weefselmanipulatie tot een minimum wordt beperkt.
        OPMERKING: Pak de ader niet rechtstreeks vast, omdat deze extreem kwetsbaar is - til hem in plaats daarvan op aan de omringende fascia. Gebruik bij voorkeur een tang met ultrafijne punt voor dissectie en een semi-stompe tang om de ader op zijn plaats te houden.
  2. Ligatie van de halsader
    OPMERKING: De volgende stappen zijn van toepassing op alle vier de bloedvaten, te beginnen met de uitwendige halsaders. Zorg voor een goede hydratatie van de organen tijdens de procedure door druppels NaCl op de operatieplaats aan te brengen, vooral voordat de huidincisie wordt gehecht.
    1. Zodra het bloedvat is ontleed, schuift u de ultrafijne tang voorzichtig onder het bloedvat om het zorgvuldig te isoleren en eventueel achtergebleven bindweefsel te verwijderen.
    2. Houd de 6.0 gevlochten hechtdraad (zonder naald) vast met de punten van de tang en haal deze voorzichtig achter de halsader, terwijl u de ader voorzichtig optilt met een halfstompe tang.
    3. Voer een chirurgische knoop uit door de uiteinden van het hechtmateriaal over elkaar te kruisen en draai ze vervolgens vast om het vat vast te zetten.
    4. Maak extra worpen, twee tot drie, om ervoor te zorgen dat de knoop stevig is.
      OPMERKING: Als er onzekerheid bestaat over de volledigheid van de eerste ligatie, plaats dan uit voorzorg een tweede ligatuur op hetzelfde vat. Deze secundaire hechtdraad moet een paar millimeter boven of onder de eerste knoop worden geplaatst, langs dezelfde as. Merk op dat de afstand tussen de twee knopen niet strikt gestandaardiseerd is, omdat dit geen significante invloed heeft op de uitkomst. Voer deze stap alleen uit als dat nodig is om volledige occlusie van het bloedvat te garanderen, zoals geïllustreerd in figuur 2.
  3. Weefsel sluiting
    1. Plaats de ontlede weefsels terug in hun oorspronkelijke positie.
    2. Pak met een tang voorzichtig de randen van de huidincisie vast om ze duidelijk bloot te leggen.
    3. Zorg ervoor dat beide randen van de incisie schoon, vrij van vuil en zo goed mogelijk uitgelijnd zijn.
    4. Houd de hechtdraad met de naald (niet-resorbeerbaar 5.0 polypropyleen) met de naaldhouder vast aan het geswagede deel van de naald.
    5. Steek de naald in aan het ene uiteinde van de incisie, ongeveer 3-5 mm van de rand. Gebruik een hoek van 90° ten opzichte van het weefseloppervlak voor een soepel inbrengen.
    6. Beweeg de naald door het weefsel en zorg ervoor dat deze gelijkmatig door beide zijden van de incisie gaat.
    7. Leg de eerste knoop en trek deze voorzichtig aan zonder het weefsel te wurgen.
    8. Maak nog twee extra worpen en zorg ervoor dat de knoop stevig is.
    9. Knip na het aandraaien de hechtdraaduiteinden af zodat er ongeveer 1-2 mm van de hechtdraad voorbij de knoop overblijft.
    10. Herhaal de procedure om de incisie in de huid volledig te sluiten door zes afzonderlijke hechtingen te plaatsen, gelijkmatig verdeeld met tussenpozen van ongeveer 0,25 cm.
      OPMERKING: Om de juiste controles in het experimentele ontwerp vast te stellen, kunnen schijnbediende muizen worden opgenomen. Deze dieren ondergaan dezelfde chirurgische ingreep voor blootstelling van de ader, maar zonder ligatie (d.w.z. het weglaten van stap 2.2).

3. Postoperatieve zorg

  1. Plaats het dier na de operatie in een verwarmde herstelkamer.
  2. Bewaak de ademhaling van het dier door middel van visuele observatie gedurende 2 minuten om de 5 minuten totdat het bewustzijn volledig is hersteld.
  3. Zorg ervoor dat het dier voldoende warmte heeft.
  4. Controleer op tekenen van pijn zoals: gebogen rug, lethargie, afwezigheid van beweging wanneer de kooi wordt geopend.
  5. Subcutaan buprenorfine (0,1 mg/kg; 12,5 μg/ml; 200 μl) toedienen elke 8-12 uur gedurende 2 dagen na de operatie.
    OPMERKING: Als buprenorfine onvoldoende is, kan subcutane injectie met Carprofen (5 mg/kg, verdund 1:80, 200 μl) elke 12 uur worden toegevoegd vanaf de eerste dag na de operatie.
  6. Pas als het dier wakker en volledig hersteld is, brengt u het dier samen met zijn nestgenoten terug naar zijn kooi.
    OPMERKING: In dit stadium, en gedurende een duur van 48 uur, wordt standaard voer en water in gelvorm direct in de kooi geplaatst in plaats van op de rekken in de kooi, zodat muizen comfortabel kunnen eten en drinken zonder hun nek te hoeven strekken.
  7. Controleer het dierenwelzijn dagelijks gedurende de eerste 48 uur na de operatie, daarna elke 2 dagen tot dag 7 en daarna eenmaal per week.
    OPMERKING: Monitoring omvat uiterlijk, natuurlijk en uitgelokt gedrag, lichaamsgewicht en de operatieplaats, waardoor pijn, stress of klinische verslechtering kunnen worden gedetecteerd. Op basis van deze observaties moeten passende maatregelen worden genomen, waaronder analgesie, ondersteunende zorg of euthanasie indien nodig.

Resultaten

Onmiddellijk na aderligatie wordt het segment van het vat stroomopwaarts van de ligatieplaats zichtbaar vergroot, terwijl het stroomafwaartse segment instort en er vlak en bleek uitziet als gevolg van een onderbroken bloeduitstroom (Figuur 2). De omleiding van de bloedstroom na de eerste ligatie zorgt ervoor dat de drie andere halsaders pulserend iets uitzetten.

De chirurgische ingreep duurt ongeveer 20 minuten wanneer deze wordt uitgevoerd door een getrainde operator, met een postoperatieve overlevingskans van 98,4% (128/130 muizen). Tijdens de eerste implementatie kan het slagingspercentage echter lager zijn - ongeveer 93,8% (122/130) - voornamelijk als gevolg van compressie van de nervus vagus (5/130) of vasculaire bloeding (3/130).

Van de muizen die succesvolle JVL-operaties ondergingen en langdurig werden gevolgd, ontwikkelde 77,5% (86/111) een diffuse zwelling van het gezicht en het hoofd, die al een dag na de operatie zichtbaar was (Figuur 3). Het oedeem nam geleidelijk af, waarbij bij 15,3% van de muizen (17/111) op dag zeven een gedeeltelijke resolutie werd waargenomen en bij alle dieren op dag veertien volledig verdween (0/111).

Vergelijking van tweedimensionale time-of-flight (2D-TOF) MR-venografie uitgevoerd voor en twee dagen na JVL-operatie, gevolgd door 3D-nabewerking, toont veneuze vergroting van de extracraniële aangezichtsaders stroomopwaarts van de ligatieplaatsen, wat wijst op succesvolle chirurgie (Figuur 4). De volledige methodologie, samen met gedetailleerde resultaten en kwantitatieve analyses, is beschikbaar in El Kamouh et al.23.

figure-results-1
Figuur 1: Instrumenten en reagentia die voor de operatie worden gebruikt. (A) Noyes-schaar (recht), (B) Irisschaar (recht), (C) Mosquito Forceps (recht), (D) Gebogen pincet, (E) Fijn gebogen pincet, (F) Fijn recht pincet, (G) Oprolmechanismen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Direct chirurgisch resultaat: morfologische veranderingen in de halsader. (A,B) Representatieve beelden van een uitwendige halsader (EJV) voor (A) en na (B) ligatie, met het bloedvat omlijnd in een zwarte doos. Na ligatie is het segment van het vat stroomopwaarts van de ligatieplaats volgezogen (witte pijl), terwijl het stroomafwaartse segment kleurloos en ingeklapt lijkt (zwarte pijl) als gevolg van onderbroken bloeduitstroom. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Tijdsverloop van zwelling van het gezicht na JVL-operatie. (A) Representatieve beelden die de postoperatieve zwelling van het gezicht bij JVL-muizen illustreren, gemarkeerd door de rode pijl (linkerpaneel), met zwelling die de normale gezichtsbreedte overschrijdt die wordt aangegeven door de witte pijlen. (B) De incidentie van diffuse zwelling van het gezicht werd longitudinaal beoordeeld op meerdere tijdstippen na JVL-operatie. De zwellingsfrequentie piekte al 2 uur na de operatie op 77,5%, gevolgd door een uitgesproken afname tot 15,3% op dag 7 (dps 7) en volledige verdwijning op dag 14 (dps 14). Gegevens vertegenwoordigen longitudinale observaties van 111 muizen die een succesvolle JVL-operatie hebben ondergaan. Schaal balk = 1 cm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: MRI van muizen toont vergroting van extracraniële aangezichtsaders na ligatie. (een, b) Zijaanzicht van de hersenen en craniale/extracraniale aders vóór (A) en 2 dagen na JVL-operatie (B). 3D-reconstructie werd gegenereerd met 3D-Slicer (https://www.slicer.org) en uitgevoerd door 3D-nabewerking van multi-gradiënt echo (MGE) en time-of-flight (TOF) sequentiebeelden verkregen met een 11,7 T scanner. Let op de vergroting na chirurgie van extracraniale aders, waaronder de achterste aangezichtsader (pfv), de voorste aangezichtsader (afv) en de maxillaire ader (mv) die zich aansluit bij de gemeenschappelijke aangezichtsader (cfv). Meningeale veneuze sinussen: sigmoïde (SVS). Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Dit methodologische artikel beschrijft de chirurgische procedure voor het induceren van cerebrale veneuze uitstroomocclusie bij muizen door bilaterale ligatie van de interne en externe halsaders. Vrouwelijke muizen werden geselecteerd om het geslacht en leeftijdsprofiel weer te geven van patiënten die doorgaans door IIH worden getroffen. Dit model induceert effectief de belangrijkste klinische kenmerken van IIH, zoals intracraniële hypertensie en het vasthouden van hersenvocht, waarbij cerebrale veneuze uitstroomstoornissen worden benadrukt als een centraal pathofysiologisch kenmerk van de ziekte en de relevantie van dit model wordt ondersteund23. Als gevolg van compenserende vasculaire remodellering zijn deze kenmerken echter slechts van voorbijgaande aard. Muizen met JVL bootsen dus geen IIH-pathofysiologie na en reproduceren niet de langetermijngevolgen van chronische veneuze aandoeningen. Ze bieden echter een interessant model om de remodelleringsprocessen te onderzoeken die in het bloed en het lymfestelsel worden geïnduceerd om de normale bloedstroom en CSF-drainage te herstellen na verandering van de cerebrale veneuze uitstroom. De dynamische veranderingen in het vasculaire fenotype die gedurende enkele weken na de operatie worden waargenomen, maken JVL-muizen tot een geschikt model voor het bestuderen van de mechanismen van vasculaire remodellering van de hersenen en de impact ervan op vochtklaring en immuunbewaking23. Het huidige stapsgewijze protocol zorgt voor een hoge mate van consistentie tussen experimenten, vooral wanneer ze worden uitgevoerd door bekwame beoefenaars, waardoor het een effectieve benadering is voor het bestuderen van de pathofysiologie van veneuze uitstroomstoornissen. Bovendien biedt dit model longitudinale studiemogelijkheden, waardoor onderzoekers de progressie en oplossing van veneuze congestie kunnen beoordelen.

Het belangrijkste voordeel en de nieuwigheid van de JVL-chirurgische ingreep ligt in het vermogen om cerebrale veneuze uitstroomocclusie te induceren met behoud van de integriteit van durale vasculaire structuren. In tegenstelling tot intracraniële benaderingen 16,17,18, vermijdt deze techniek directe schade aan de dura mater en de bijbehorende meningeale vaten, waardoor een betrouwbare analyse van stroomafwaartse vasculaire en vloeistofklaringsveranderingen mogelijk is. Vergeleken met andere cervicale technieken met coagulatie of dubbele ligatie gevolgd door vaatdoorsnijding 21,22, is deze methode minder invasief en minimaliseert deze weefselmanipulatie. Door cauterisatie of overmatige manipulaties van het vat te vermijden, vermindert het het risico op beschadiging van aangrenzende cervicale lymfevaten - structuren die steeds meer worden erkend voor hun rol in de afvoer van hersenvocht en immuunbewaking.

De operatie blijft echter technisch veeleisend en vereist nauwgezette postoperatieve monitoring, vooral tijdens de eerste 48 uur. Een van de grootste uitdagingen is de behoefte aan hoge chirurgische precisie. De procedure omvat zorgvuldige dissectie en ligatie van zowel interne als externe halsaders, terwijl letsel aan aangrenzende kritieke structuren wordt vermeden. Een goede positionering van het dier is essentieel: de muis moet stabiel worden vastgezet, met de voorpoten uitgestrekt in een rechte hoek ten opzichte van het lichaam en het hoofd in extensie gehouden om de blootstelling van de cervicale te optimaliseren. De interne halsader is bijzonder delicaat om te isoleren vanwege de nabijheid van de halsslagader, de nervus vagus en de cervicale lymfevaten. Nauwgezette dissectie is vereist om levensbedreigend letsel te voorkomen. Compressie of beschadiging van de nervus vagus kan leiden tot een plotselinge dood als gevolg van ernstige autonome verstoringen, en aanzienlijke bloedingen - vooral door perforatie van bloedvaten - kunnen leiden tot snelle verslechtering en de dood als ze niet onmiddellijk onder controle worden gehouden. De anesthesie moet tijdens de procedure zorgvuldig worden gecontroleerd, waarbij het isofluraanniveau wordt aangepast aan de ademhalingsfrequentie en de lichaamstemperatuur op peil wordt gehouden via een verwarmingskussen. Voldoende hydratatie is ook van cruciaal belang, vooral in het geval van intraoperatieve bloedingen. Het gebruik van ketamine wordt niet aanbevolen, omdat het anesthesieprofiel onstabiel is en de werkingsduur slecht is afgestemd op de duur en de eisen van de procedure.

Bovendien moeten verschillende beperkingen worden erkend. Dit model is alleen gevalideerd bij jonge vrouwelijke C57BL/6J-muizen en de resultaten kunnen variëren afhankelijk van geslacht, leeftijd of genetische achtergrond. Bovendien is veneuze occlusie in dit model extracraniaal, terwijl IIH bij mensen intracraniële durale sinusstenose met zich meebrengt. De zwelling van het gezicht die in dit model wordt waargenomen, als gevolg van extracraniële veneuze hypertensie, komt niet voor bij IIH-patiënten en kan de translationele relevantie van bepaalde perifere kenmerken beperken. Anatomische verschillen tussen soorten beperken de directe extrapolatie naar de menselijke fysiologie verder. Bij muizen dragen de uitwendige halsaders bijvoorbeeld meer bij aan de cerebrale veneuze drainage dan de inwendige halsaders bij mensen23. Bovendien spelen werveladers een belangrijkere rol bij muizen dan bij mensen24,25. Ten slotte is cerebrale veneuze drainage bij mensen grotendeels afhankelijk van de zwaartekracht in rechtopstaande positie, wat de veneuze terugkeer beïnvloedt. Bij muizen verminderen de kleinere hersenomvang en de horizontale houding de rol van de zwaartekracht, wat minder invloed heeft op de efficiëntie en het mechanisme van de veneuze bloedretour uit de hersenen26.

Desalniettemin biedt dit model een robuust en uniek platform om te onderzoeken hoe een verminderde cerebrale veneuze uitstroom de remodellering van cerebro-meningeale bloedvaten en meningeale lymfevaten stimuleert, evenals veranderingen in de dynamiek van hersenvloeistof in de loop van de tijd. Ondanks de beperkingen bij het nabootsen van de chronische en anatomische aspecten van menselijke veneuze aandoeningen, is het JVL-model eenvoudig te implementeren en zeer reproduceerbaar, waardoor het een waardevol hulpmiddel is voor het bestuderen van de belangrijkste mechanismen die betrokken zijn bij de regulering van de cerebrale bloedstroom en de klaring van hersenvloeistof.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). De auteurs worden gefinancierd door de volgende bronnen: M.-R. El Kamouh, ANR-Lymbrain; M. Spajer, BBT.1300 Venolymphatic en INCA (Institut National du Cancer); Anne-Laure Joly Marolany: NEIMO (FRN) en ANR-11-INBS-0006; R. Singabahu: BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale en Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL syringe Omnifix 100 SoloB.BraunRef 91611708VGebruikt voor hydratatie/verdunning
Balance KERN 400-45NKERN & SOHN400-45NGebruikt voor het volgen van het gewicht van dieren
Binoculaire stereotaxische microscoop (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS Leica S6E
Gevlochten draadFST18020-60Gebruikt voor aderligatie
Buprenorfine (Buprecare), 0,3 mg/mLCentravetBUP002Gebruikt voor analgesie
Cartridge voor Inventor 2010 Scavenger (anesthesie)PHYMEP8438025Gebruikt voor anesthesie
Doek MedicompHartmann411029Gebruikt voor het handhaven van aseptische omstandigheden
WattenstaafjesCentravetCOT010Gebruikt voor het handhaven van aseptische omstandigheden
Gebogen pincetten (Narrow Pattern Curved serrated)PHYMEPNr. 11003-20
Euthasol, 400 mg/mLCentravetEUT003Gebruikt voor euthanasie
Fijne gebogen pincetten (McPherson Forceps) PHYMEPNr. 11063-07
Fijne iris schaar recht PHYMEPNr. 22002-10 of Nr. 14094-11
Fijne rechte pincetten (Dumont Inox Medbio Forceps)PHYMEPNr. 11254-20
Verwarmingskamer VET-TECHPHYMEPHE011Gebruikt voor het handhaven van de lichaamstemperatuur op 37 °C
Homeotheer bewakingssysteem Thermostar RWD PHYMEP69027Gebruikt voor het bewaken van de lichaamstemperatuur
Insulinespuit 0,5 mL U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mmBD Microfine TM+Ref 324892 Gebruikt voor analgesie
Isofluraan (Iso-vet), 1000 mg/gCentravetISO005Gebruikt voor anesthesie
Mosquito forceps rechtPHYMEPNr. 13010-12
Niet-absorbeerbare 5,0 polypropeen naald (Dafilon 5,0)CentravetDAF003Gebruikt voor het hechten van de huid
Noyes schaar recht PHYMEPNr. 15012-12
Ophtalmisch gel (Ocrygel)CentravetOCR002Gebruikt voor het beschermen van de ogen tegen irritatie en uitdroging
Povidum Jodium Oplossing (Vetedine), 75 mg/mLCentravetVET001Gebruikt voor het handhaven van aseptische omstandigheden
Povidum scrub 4% (zeep)CentravetPOV008Gebruikt voor het handhaven van aseptische omstandigheden
Retractoren (Guthrie)PHYMEPNr. 17021-13
Rimadyl (Carprofen), 50 mg/mLCentravetRIM012Gebruikt voor analgesie
Shaver MOSER Germany BiosebBIO-1556Gebruikt voor het scheren van vacht
Kleine anesthesiebox inductiePHYMEPpas de référence
Natriumchloride oplossing 0,9% B.BRAUNCentravetCHL050Gebruikt voor hydratatie/verdunning
Stereotaxische frame KOPF PHYMEP963076AGebruikt om het dier te positioneren
Operatielamp (réf: KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS KL 1500 LED
Chirurgisch tapeCentravetCOL427Gebruikt voor het bevestigen van bovenste en onderste ledematen
TERUMO AGANI naalden 26 G x (0,45 x 13 mm) Reguliere snede 11°Terumo AN*2613R1Gebruikt voor analgesie
Xylazin (Paxman), 20 mg/mLCentravet221631Gebruikt voor analgesie

Referenties

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in meningeal immunity. Trends Mol Med. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Rustenhoven, J., et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface. Cell. 184 (4), 1000-1016.e27 (2021).
  3. Kılıç, T., Akakın, A. Anatomy of cerebral veins and sinuses. Front Neurol Neurosci. 23, 4-15 (2007).
  4. Balik, V., et al. Variability in wall thickness and related structures of major dural sinuses in posterior cranial fossa: A microscopic anatomical study and clinical implications. Oper Neurosurg. 17 (1), 88-96 (2019).
  5. Walsh, D. R., Lynch, J. J., O' Connor, D. T., Newport, D. T., Mulvihill, J. J. E. Mechanical and structural characterisation of the dural venous sinuses. Sci Rep. 10 (1), 21763(2020).
  6. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  7. Antila, S., et al. Development and plasticity of meningeal lymphatic vessels. J Exp Med. 214 (12), 3645-3667 (2017).
  8. Absinta, M., et al. Human and nonhuman primate meninges harbor lymphatic vessels that can be visualized noninvasively by MRI. eLife. 6, e29738(2017).
  9. Ahn, J. H., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  10. Jacob, L., et al. Conserved meningeal lymphatic drainage circuits in mice and humans. J Exp Med. 219 (8), e20220035(2022).
  11. Louveau, A., et al. CNS lymphatic drainage and neuroinflammation are regulated by meningeal lymphatic vasculature. Nat Neurosci. 21 (10), 1380-1391 (2018).
  12. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  13. Grech, O., et al. Cognitive performance in idiopathic intracranial hypertension and relevance of intracranial pressure. Brain Commun. 3 (3), fcab202(2021).
  14. Markey, K. A., Mollan, S. P., Jensen, R. H., Sinclair, A. J. Understanding idiopathic intracranial hypertension: mechanisms, management, and future directions. Lancet Neurol. 15 (1), 78-91 (2016).
  15. Nicholson, P., et al. Venous sinus stenting for idiopathic intracranial hypertension: a systematic review and meta-analysis. J NeuroInterventional Surg. 11 (4), 380-385 (2019).
  16. Bourrienne, M. -C., et al. A novel mouse model for cerebral venous sinus thrombosis. Transl Stroke Res. 12 (6), 1055-1066 (2021).
  17. Taniguchi, R., et al. A mouse model of stenosis distal to an arteriovenous fistula recapitulates human central venous stenosis. JVS Vasc Sci. 1, 109-122 (2020).
  18. Ding, R., et al. Activating cGAS-STING axis contributes to neuroinflammation in CVST mouse model and induces inflammasome activation and microglia pyroptosis. J. Neuroinflammation. 19 (1), 137(2022).
  19. Atkinson, W., et al. Ligation of the jugular veins does not result in brain inflammation or demyelination in mice. PLoS One. 7 (3), e33671(2012).
  20. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  21. Auletta, L., et al. Original Research: Feasibility and safety of two surgical techniques for the development of an animal model of jugular vein occlusion. Exp Biol Med. 242 (1), 22-28 (2017).
  22. Nyul-Toth, A., et al. Cerebral venous congestion exacerbates cerebral microhemorrhages in mice. GeroScience. 44 (2), 805-816 (2022).
  23. El Kamouh, M. -R., et al. Cerebral venous blood flow regulates brain fluid clearance via dural lymphatics. bioRxiv. , (2024).
  24. Mancini, M., et al. Head and neck veins of the mouse. A magnetic resonance, micro computed tomography and high frequency color Doppler ultrasound study. PloS One. 10 (6), e0129912(2015).
  25. Farrar, M. J., Rubin, J. D., Diago, D. M., Schaffer, C. B. Characterization of blood flow in the mouse dorsal spinal venous system before and after dorsal spinal vein occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (4), 667-675 (2015).
  26. Fitzpatrick, Z., et al. Venous-plexus-associated lymphoid hubs support meningeal humoral immunity. Nature. 628 (8008), 612-619 (2024).
  27. Johnson, J. N., et al. The human craniospinal venous system and its influence on postural intracranial pressure: a review. J Neurosurg. 141 (6), 1484-1493 (2024).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Cerebrale veneuze occlusieligatie van de vena jugularislymfedrainagehomeostase van hersenvloeistofintracraniale hypertensieMR venografievasculaire remodelleringmeningeale lymfevaten
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen