Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Transsectie van de voorste kruisband en lavage van gewrichtsvloeistof in een knaagdiermodel om gewrichtsontsteking en posttraumatische artrose te bestuderen

3.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68713

⸱

2 september 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hierin beschrijven we een chirurgische methode om de voorste kruisband (ACL) te transecteren als een betrouwbaar model om knieartrose bij knaagdieren te induceren en methodologieën voor het oogsten van gewrichtsvloeistof van de knie, het meten van knie-oedeem en het beoordelen van de ernst van artrose.

Samenvatting

Artrose (OA) is een gewrichtsaandoening die wordt gekenmerkt door chronische pijn en momenteel niet te genezen is. Een subgroep van artrose, posttraumatische artrose (PTOA), kan optreden na een gewrichtsblessure. De knie is een van de meest aangetaste gewrichten en bij knieblessures behoren blessures aan de ACL tot de meest voorkomende. Symptomatische artrose, die gepaard gaat met veranderingen in het gewricht, zoals afbraak van kraakbeen en osteofytvorming, kan zich jaren na het eerste letsel ontwikkelen, maar vroege gewrichtsveranderingen kunnen kort daarna worden gedetecteerd. Ontsteking wordt beschouwd als een van de factoren die bijdragen aan de ontwikkeling van PTOA, en de pro-inflammatoire mediatoren die worden geproduceerd als reactie op een verwonding kunnen de ontwikkeling van PTOA katalyseren. In diermodellen is het chirurgisch verwonden van structuren in de knie een veelgebruikte methode voor artrose-inductie, en een veelgebruikte chirurgische techniek is een ACL-transsectie (ACLT). Het doel van deze studie is het beschrijven van onze ACLT-techniek voor de inductie van artrose, evenals methoden om gewrichtsontsteking te monitoren en de ernst van artrose te kwantificeren. Om ontstekingen na de operatie te beoordelen, beschrijven we een techniek voor het meten van knie-oedeem en een techniek voor het oogsten en analyseren van gewrichtsvloeistof van de knie. Om de gewrichtsveranderingen op lange termijn die verband houden met artrose te evalueren, presenteren we een semi-kwantitatief scoresysteem dat we hebben ontwikkeld om de ernst van artrose te evalueren via microCT-beeldvorming.

Inleiding

De voorste kruisband (ACL) is een kritieke structuur in het kniegewricht, die stabiliteit biedt en overmatige voorwaartse beweging van het scheenbeen ten opzichte van het dijbeen1 voorkomt. ACL-blessures behoren tot de meest voorkomende knieblessures, vooral bij sporten waarbij plotseling stoppen, springen of van richting veranderen2 betrokken zijn. Deze verwondingen kunnen variëren van gedeeltelijke scheuren tot volledige scheuren en vereisen vaak een chirurgische ingreep voor een optimaal herstel3. Maar zelfs na een chirurgische behandeling leiden ACL-letsels vaak tot langdurige gewrichtsveranderingen, waaronder chondrale slijtage, vorming van osteofyten en structurele veranderingen van het subchondrale bot. Deze veranderingen dragen samen bij aan gewrichtsdegeneratie, gewoonlijk posttraumatische artrose (PTOA) genoemd4,5.

Hoewel de progressie van het eerste ACL-letsel naar symptomatische PTOA kan variëren van 2 jaar tot wel 20 jaar na het letsel, kunnen vroege gewrichtsveranderingen binnen enkele weken worden gedetecteerd 6,7,8,9. Een belangrijk kenmerk van deze vroege veranderingen is de verhoogde aanwezigheid van inflammatoire cytokines (bijv. interleukine (IL)-1, IL-6, tumornecrosefactor (TNF)) en markers van extracellulaire matrixafbraak (bijv. metalloproteïnasen (MMP's) en CTX-II). Beoordelingen van gewrichtsvloeistof van deze markers van ontsteking en afbraak bieden cruciale inzichten in de acute en chronische fasen van gewrichtspathologie. De IL-1- en IL-6-spiegels pieken bijvoorbeeld in de gewrichtsvloeistof van het geblesseerde gewricht binnen de eerste maand na het letsel. Hoewel deze niveaus in de loop van de tijd afnemen, keren ze zelden terug naar het normale basisniveau, zelfs jaren na de behandeling 10,11,12. Deze eerste pro-inflammatoire reactie veroorzaakt een cascade van gewrichtsschade, waaronder synoviale ontsteking, kraakbeendegradatie en biomechanische veranderingen, waardoor weefselafbraak wordt bestendigd en gewrichtsdegeneratie wordt versneld13. Bovendien leidt acute ontsteking na VKB-letsel vaak tot gewrichtseffusie en knie-oedeem, geïllustreerd door de zwelling en vochtophoping in het gewricht14.

Om ACL-letsel te repliceren en de progressie van PTOA te onderzoeken, wordt het chirurgisch geïnduceerde ACL-transsectie (ACLT)-model bij muizen veel gebruikt15,16. Dit model omvat het doorsnijden van de ACL om letsel te simuleren en het beoordelen van de resulterende biologische en mechanische gevolgen. Het ACLT-model is een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van de ontstekingsreactie, kraakbeendegradatie en biomechanische veranderingen na letsel, waardoor inzicht wordt verkregen in de moleculaire en cellulaire mechanismen die PTOA aansturen. Bovendien maakt het de evaluatie mogelijk van therapeutische strategieën die gericht zijn op het verminderen van gewrichtsdegeneratie en het behoud van de functie. Bij mensen wordt synoviale vloeistofanalyse veel gebruikt om ontstekingen en kraakbeendegradatie in de loop van de tijd te volgen, aangezien het verkrijgen van gewrichtsvloeistof relatief eenvoudig is17,18. Bij muizen is het verzamelen van gewrichtsvloeistof na verwondingsmodellen echter een uitdaging. In dit manuscript beschrijven we onze chirurgische techniek voor ACLT en een kniespoelingsmethode voor het verzamelen van gewrichtsvloeistof om inflammatoire en afbrekende markers te beoordelen. We presenteren ook een methode voor het meten van de knieomvang om oedeem na gewrichtsletsel te kwantificeren. Daarnaast beschrijven we onze microCT-beoordelingsmethode om de ernst van PTOA na ACLT te beoordelen. Deze benaderingen bieden aanvullende hulpmiddelen voor het evalueren van de acute en chronische effecten van ACL-letsel in een preklinische setting.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierstudies werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van Brigham and Women's Hospital.

1. Voorbereiding van dieren

OPMERKING: De keuze van het geslacht van de muis moet in overeenstemming zijn met de doelstellingen van het onderzoek, want hoewel ACLT op betrouwbare wijze PTOA induceert bij beide geslachten, kunnen de ernst en progressie verschillen.

  1. Bereiding van de anesthesie: Bereid van tevoren een ketamine-xylazine (KX) anesthesieoplossing voor.
    OPMERKING: Inhalatie-anesthesie (2% isofluraan) kan ook worden gebruikt.
  2. Chirurgische controles: Gebruik een afzonderlijke, op leeftijd afgestemde, schijngeopereerde groep als chirurgische controle.
    OPMERKING: De contralaterale knie mag niet dienen als schijncontrole, omdat dit aanleiding kan geven tot bezorgdheid over het dierenwelzijn. Het kan echter worden gebruikt als een gezonde, niet-gewonde controle om basisgewrichtscondities vast te stellen in gepaarde analyses.
  3. Leeftijdsselectie van dieren: Gebruik muizen van 8 weken oud om de typische leeftijd weer te geven waarop ACL-scheuren het meest voorkomen. Elke muis met een volwassen skelet kan deze procedure echter ondergaan.

2. Preoperatieve zorg

OPMERKING: Als de muizen vanuit een andere faciliteit worden vervoerd, geef ze dan ten minste 1 week de tijd om te acclimatiseren aan hun nieuwe omgeving voordat u een operatie uitvoert.

  1. Zorg ervoor dat de operatie op een aseptische manier wordt uitgevoerd, waarbij alle oppervlakken worden gesteriliseerd (bijv. met behulp van steriele lakens om chirurgische gebieden te bedekken), en zorg voor het gebruik van steriele instrumenten en geschikte chirurgische persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM).
  2. Induceer anesthesie door toediening van een intraperitoneale injectie van ketamine (100 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg).
  3. Eenmaal verdoofd, breng oogglijmiddel aan en scheer de vacht over de te opereren knie, waarbij u de voor- en zijkanten van het midden van het scheenbeen tot het midden van de dij bedekt met behulp van een kleine tondeuse.
    OPMERKING: De selectie van de knie van de achterpoot is naar goeddunken van de onderzoeker, op basis van het gemak van de operatie
  4. Zorg ervoor dat de muis volledig verdoofd is en niet reageert op de teenknijpreflex.
  5. Desinfecteer de blootgestelde huid door een antibacteriële huidreiniger aan te brengen (bijv. betadine en 70% alcohol).
  6. Dien een opioïde analgeticum (bijv. 0,05 mg/kg buprenorfine) subcutaan toe voor preventieve analgesie.
    OPMERKING: De pijnstiller moet ofwel een formule met verlengde afgifte zijn om een pijnstillend effect te hebben gedurende 72 uur na de operatie, of moet gedurende dit tijdsbestek regelmatig worden toegediend om de pijn tijdens het herstel te verlichten.
  7. Dien een NSAID toe (bijv. 5 mg/kg meloxicam) zoals aanbevolen, tenzij NSAID-toediening de uitkomst van interesse verstoort.
  8. Plaats de muis op zijn dorsale zijde onder een dissectiemicroscoop. Zorg ervoor dat de te opereren knie naar boven en binnen het gezichtsveld van de microscoop wijst.
  9. Bedek de muis met een steriel laken en laat een kleine sleutelgatopening over.
  10. Plaats het te opereren been met de knie ongeveer 90° gebogen met de patella naar boven gericht. Gebruik een chirurgische tape om de knie in een gebogen positie te houden.

3. Doorsnijding van de voorste kruisband

  1. Stel de microscoop in om scherp te stellen op de patella.
  2. Knijp met een tang in de huid over de patella en maak met een chirurgische schaar een kleine longitudinale incisie in de middellijn over de knie. Verleng de incisie tot ongeveer 1 cm en trek de huid terug om de patellapees bloot te leggen (Figuur 1A).
  3. Buig de knie tot ongeveer 120°. Gebruik de niet-dominante hand om de knieflexie te behouden en de huidranden ingetrokken te houden, waardoor de visualisatie van de patellapees wordt vergemakkelijkt (Figuur 1B).
  4. Identificeer de mediale rand van de patellapees en maak een incisie met een blad nr. 11 langs deze rand, dat zich uitstrekt van het middelpunt tot de bovenste pool van de patella om het gewrichtskapsel te openen (Figuren 1C-E).
    OPMERKING: Als er een bloeding optreedt, oefen dan gedurende 5-10 s lichte druk uit met een steriel wattenstaafje om hemostase onder controle te houden.
  5. Pak met een stompe pincet voorzichtig de patellapees vast, til deze iets op en verschuif zijwaarts om de patella te ontwrichten en het kniegewricht volledig bloot te leggen (Figuur 1F).
  6. In dit stadium zal het infrapatellaire vetkussen (IFP) zichtbaar zijn (Figuur 2A). Verschuif met een stompe pincet voorzichtig het mediale deel van de IFP om de ACL bloot te leggen met behoud van de IFP-integriteit (Figuur 2B).
    OPMERKING: Volledige verwijdering van de IFP wordt vermeden, omdat het een rol speelt bij het produceren van ontstekingsmarkers. Aangezien dit model zich richt op het bestuderen van de ontstekingsreactie na een verwonding die leidt tot PTOA, heeft het behouden van de IFP de voorkeur. Als er een bloeding optreedt, oefen dan gedurende 5-10 s lichte druk uit met een steriel wattenstaafje om hemostase onder controle te houden.
  7. Terwijl u de knie op een flexie van 120° houdt, identificeert u de ACL, die zich uitstrekt van het interne oppervlak van de laterale femurcondylus tot het midden van het tibiaplateau (Figuur 2C, D).
  8. Gebruik een microchirurgische schaar om de ACL voorzichtig onder de microscoop te visualiseren en zorg ervoor dat het omliggende kraakbeen, de meniscus en andere ligamenten intact blijven (Figuur 2E). Het ACLT-model is in dit stadium compleet. In sommige gevallen kunnen de restanten van de doorgesneden ACL worden gevisualiseerd (Figuur 2F).
  9. Bevestig ACL-transsectie door een anterieure-posterieure ladetest uit te voeren. Buig de knie tot ongeveer 90°, stabiliseer het proximale scheenbeen met de vingers en gebruik een stompe tang om voorzichtig een achterste kracht op het distale dijbeen uit te oefenen. Posterieure translatie van het distale dijbeen bevestigt succesvolle ACLT (Figuur 3).
  10. Verplaats de patella en patellapees naar hun anatomische positie door ze iets op te tillen en mediaal te verschuiven (Figuur 4A, B). Sluit het gewrichtskapsel met een enkele hechting met behulp van resorbeerbare 6-0 hechtingen, waarbij de spier rond de patella wordt vastgezet aan het aangrenzende mediale spierweefsel. Sluit vervolgens de huid met 2-3 hechtingen met behulp van resorbeerbare 6-0 hechtingen (Figuur 4C).
  11. Voer voor schijnchirurgie dezelfde procedure uit, maar zonder de ACL te transecteren. Open het gewrichtskapsel en ontwricht de patella en IFP zoals beschreven. Visualiseer de ACL zonder deze te transecteren, vervang vervolgens de patella en IFP en sluit het gewrichtskapsel en de huid.

4. Postoperatieve zorg

  1. Plaats de muis na de operatie op een warmtekussen en laat hem herstellen van de anesthesie totdat hij volledig bij bewustzijn is.
  2. Zodra de muis volledig ambulant is, brengt u hem over naar een schone kooi met schoon beddengoed voor herstel.
  3. Gedurende de eerste 72 uur na de operatie moet de muis nauwlettend worden gecontroleerd op tekenen van pijn of angst, waaronder: veranderingen in lichaamsgewicht (meestal niet meer dan een afname van 5%), verminderde verzorging of overmatige verzorging rond de incisieplaats, tekenen van algemene verslechtering van de gezondheid (zoals gebogen houding, grimassen in het gezicht of abnormale ademhaling) en wondinfectie (inclusief zwelling, afscheiding of wonddehiscentie). Als meloxicam wordt gebruikt, dien het dan elke 24 uur gedurende 48 uur toe.
  4. Na de eerste 72 uur na de operatie houdt u de muis zoals gewoonlijk aan tot het eindpunt van interesse op basis van de onderzoeksopzet.

5. Evaluatie van de knieomvang (oedeem)

  1. Beoordeel knieoedeem door de medio-laterale breedte van de knie te meten met behulp van een schuifmaat (een digitale schuifmaat met een duimwiel voor fijnafstelling wordt aanbevolen voor nauwkeurige en gecontroleerde metingen). Meet een levend dier of autopsie. Sluit de schuifmaat geleidelijk totdat deze voorzichtig in contact komt met de mediale en laterale randen van de knie.
    OPMERKING: Hoewel de schuifmaat goed moet aansluiten, moet ervoor worden gezorgd dat er geen overmatige druk wordt uitgeoefend, omdat dit de knie kan samendrukken en de gemeten breedte kunstmatig kan verminderen, wat tot onnauwkeurige resultaten kan leiden. Het doel is om de remklauw goed passend te houden zonder de knie zichtbaar samen te drukken. Het aanspannen moet stoppen zodra verdere aanpassingen beginnen om de omvang van de knie te verkleinen (Figuur 5).
  2. Plaats het verdoofde of geëuthanaseerde dier dorsaal op een vlakke ondergrond en zorg ervoor dat de knie naar boven wijst. Buig de knie tot ongeveer 90° en houd deze positie aan. Om de knie in flexie te houden, zet u het been vast met chirurgische tape of, als u post-euthanasie uitvoert, een dissectiespeld. Meet de breedte van de knie met behulp van de schuifmaat zoals beschreven.
  3. Als anesthesie niet de voorkeur heeft, kunt u ook met meerdere personen metingen uitvoeren, zodat de ene persoon het dier voorzichtig in bedwang kan houden terwijl de andere kniebreedtemetingen krijgt.
  4. Om de betrouwbaarheid te garanderen, meet u elke knie minstens twee keer. Pas dezelfde techniek toe op zowel de geblesseerde als de contralaterale (niet-geblesseerde) knieën. Rapporteer de gegevens als het verschil tussen de twee knieën (deltakniegrootte), niet als absolute waarden, wat de variabiliteit vermindert als gevolg van meettechniek en variaties in individuele muisgrootte.

6. Oogsten van gewrichtsvloeistof (bevochtiging van het kniegewricht)

  1. Euthanaseer het dier met behulp van een goedgekeurde methode, volgens nationale vergunningsvoorschriften, lokale richtlijnen en experimentele protocollen. In deze studie werd euthanasie uitgevoerd met behulp van CO2 -verstikking gevolgd door cervicale dislocatie.
  2. Leg het kniegewricht bloot door een voorste longitudinale incisie over de knie te maken, door de huid en onderliggende weefsels te ontleden om de patellapees en patella volledig bloot te leggen.
  3. Open met een mes nr. 11 het gewrichtskapsel langs de mediale zijde van het patellaire ligament dat zich uitstrekt van het middelpunt tot de bovenste rand van de knieschijf (Figuur 6A, B).
  4. Verplaats de patella door deze voorzichtig zijwaarts te bewegen om toegang te krijgen tot de gewrichtsruimte, waarbij u voorzichtig bent om ervoor te zorgen dat de omliggende structuren niet worden beschadigd.
  5. Buig de knie tot ongeveer 120° om ervoor te zorgen dat de gewrichtsholte goed gepositioneerd is voor lavage om de verzameling van gewrichtsvloeistof te vergemakkelijken (Figuur 6C).
  6. Vul een buis voor met 100 μL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) op kamertemperatuur.
  7. Voer met behulp van een P10-pipet seriële kniespoelingen uit met 2.5 μL PBS op kamertemperatuur (Figuur 6D-F) en voeg toe aan de voorgevulde buis, voor een totaal van 8 herhalingen. Het cumulatieve volume van kniespoelvloeistof moet 120 μL bedragen.
  8. Centrifugeer de kniespoelvloeistof bij 4 °C gedurende 5 minuten bij 240 g om de cellulaire componenten van het supernatant te scheiden.
    OPMERKING: De cellulaire componenten kunnen worden gebruikt voor het tellen van cellen, CytoSpin-analyse of flowcytometrie. Voor flowcytometrie-analyse kan het nodig zijn om monsters van meerdere dieren samen te voegen om voldoende cellen te verkrijgen voor een nauwkeurige analyse.
  9. Bewaar het bovenstaande bij -80 °C voor toekomstige analyse.
    OPMERKING: In deze studie werd het supernatans gebruikt voor multiplexanalyse van pro-inflammatoire cytokines en matrixmetalloproteasen (MMP's).

7. MicroCT-analyse (PTOA-ernst in distaal dijbeen)

  1. Monstervoorbereiding: Na het verzamelen van de gewrichtsvloeistof, oogst u de tibiofemorale gewrichten door het distale dijbeen en het proximale scheenbeen zorgvuldig te ontleden, zodat de integriteit van het gewricht behouden blijft.
    OPMERKING: Verwijder overtollig spierweefsel rond de knie, maar wees voorzichtig om de integriteit van de botstructuur te behouden. Bewaar synoviaal weefsel als synovitis wordt geanalyseerd door histologie; oogst onafhankelijk als pro-inflammatoire markers worden geëvalueerd via qPCR.
  2. Fixeer de monsters gedurende 5 dagen in 4% paraformaldehyde (PFA) bij 4 °C. Breng ze over naar 70% ethanol en bewaar ze bij 4 °C.
  3. Voer microCT-scans met hoge resolutie uit met behulp van de volgende parameters: 7 μm isotrope voxelgrootte, 55 kVp röntgenbuisspanning, 0,145 mA stroom, 600 ms integratietijd per projectie.
  4. Exporteer na het scannen microCT-gegevens als DICOM-bestanden voor verdere analyse.
  5. Laad DICOM-bestanden in beeldverwerkingssoftware voor visualisatie, 3D-reconstructie en analyse.
  6. Gebruik de 3D-reconstructietool om alle delen van de knie te beoordelen en identificeer in de sagittale weergave van het distale dijbeen vier interessegebieden (ROI's) van posterieur naar anterieur voor scoren (Figuur 9)19 De achterste trog van de groeischijf, het achterste aspect van de groeischijfpiek, het voorste aspect van de groeischijfpiek, en voorste trog van de groeischijf.
  7. Zodra een ROI is geïdentificeerd, selecteert u een overeenkomstige afbeelding in de coronale weergave. Herhaal dit voor elke ROI voor een totaal van vier afbeeldingen voor elk tibiofemorale gewricht.
  8. Sla afbeeldingen op als geblindeerde bestanden voor onbevooroordeelde analyse.
  9. Graad PTOA-ernst op coronale microCT-beelden zoals eerder gerapporteerd19. In het kort beoordeelt dit semi-kwantitatieve scoresysteem femorale asymmetrie, de aanwezigheid en grootte van osteofyten en afvlakking van de femurcondylus op vier anatomische locaties. Scoor vervolgens elke site op een schaal van 0-6, waarbij 6 de meest ernstige is, voor een totaal mogelijke score van 24. Laat ten minste twee onafhankelijke, geblindeerde examinatoren de site scoren en het gemiddelde nemen van de scores voor de eindscore.
    OPMERKING: Twee onafhankelijke examinatoren moeten microCT-beelden evalueren en examinatoren moeten blind zijn voor experimentele omstandigheden om vooringenomenheid te verminderen. De uiteindelijke PTOA-score wordt bepaald door het gemiddelde te nemen van de scores van beide examinatoren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De ACLT-procedure is een effectieve en reproduceerbare chirurgische methode om artrose in de knie van knaagdieren te induceren. Nadat de ACLT-procedure onder steriele omstandigheden was uitgevoerd, vertoonden de muizen geen tekenen van angst of infectie op de incisieplaats en bewogen ze vrij zonder tekenen van kreupelheid in het geopereerde ledemaat.

De knieomvang werd gemeten om knie-oedeem na ACLT te controleren (Figuur 7A). Om ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze techniekbeschrijving biedt een gedetailleerde chirurgische methode voor het induceren van ACL-letsels bij muizen door de ACL te transecteren, en biedt een gecontroleerd model voor het bestuderen van PTOA. Het ACLT-chirurgisch model is een veelgebruikte preklinische benadering voor het induceren van PTOA en repliceert effectief de belangrijkste pathologische kenmerken die worden waargenomen bij menselijke ACL-verwondingen, waaronder veranderde gewrichtsbiomechanica, synoviale ontstek...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1x phosphate buffered saline (PBS)CytivaSH30256.02
4% paraformaldehydeFisher ScientificAAJ19943K2
70% EthanolFisher ScientificBP82031GAL
Absorbable 6-0 suturesPatterson Veterinary Supply07-893-1916
Blunt-tip forceps Fine Science Tools11051-10
Cotton swabsFisher Scientific22-029-685
Dissection microscopeLeica MicrosystemsM165 FC
Electric razorBraintree Scientific CLP-9961
Ethanol wipesFisher Scientific22-246073
Ethiqa XR (Buprenorphine SR)Covertus721171.3 mg/mL
Eye lubricantPatterson Veterinary SupplyNC1701236 
Fine scissorsFine Science Tools14061-10
Heat padFisher ScientificNC1061604
HorosHoroshorosproject.org
Isoflurane Patterson Veterinary Supply07-890-8115
KetaminePatterson Veterinary Supply07-890-8598
MeloxicamPatterson Veterinary Supply07-893-75655 mg/mL
Multiplex assayMesoScaleDiscoveryK15069M-1
NeedleholderCodman36-2000
No. 11 scalpel Fine Science Tools10011-00
P10 pipetteGilsonF144055M
P10 pipette tipsFisher Scientific02-707-439
Povidone-Iodine swabstickMedlineMDS093901ZZ
Scanco Medical µCT-35 systemScancohttps://www.scanco.ch/systems-overview.html7 µm voxel size, 55 kVp, 0.145 mA, 600 ms
Sterile drapesMcKesson General MedicalNC2032042
Surgical face maskFisher Scientific18-048-010
Surgical glovesEncore7823PF
Surgical tapePatterson Veterinary Supply07-888-0614
SyringesBD3096231 mL
Vannas spring scissorsWorld Precision Instruments5017783 mm blades
Vernier capilerNeiko 01407A
Xylazine Patterson Veterinary Supply07-893-8424

Referenties

  1. Furman, W., Marshall, J. L., Girgis, F. G. The anterior cruciate ligament: a functional analysis based on postmortem studies. J Bone Joint Surg Am. 58 (2), 179-185 (1976).
  2. Shimokochi, Y., Shultz, S. J. Mechanisms of noncontact anterior cruciate ligament injury. J Athl Train. 43 (4), 396-408 (2008).
  3. Engler, I. D., et al. Trends in anterior cruciate ligament reconstruction techniques and postoperative care among leaders in the field: a survey of the Herodicus Society. Orthop J Sports Med. 12 (10), 23259671241274770(2024).
  4. Amano, K., et al. Synovial fluid profile at the time of anterior cruciate ligament reconstruction and its association with cartilage matrix composition 3 years after surgery. Am J Sports Med. 46 (4), 890-899 (2018).
  5. Anderson, D. D., et al. Posttraumatic osteoarthritis: improved understanding and opportunities for early intervention. J Orthop Res. 29 (6), 802-809 (2011).
  6. MOON Group. The clinical radiographic incidence of posttraumatic osteoarthritis 10 years after anterior cruciate ligament reconstruction: data from the MOON nested cohort. Am J Sports Med. 49 (5), 1251-1261 (2021).
  7. Cinque, M. E., Dornan, G. J., Chahla, J., Moatshe, G., LaPrade, R. F. High rates of osteoarthritis develop after anterior cruciate ligament surgery: an analysis of 4108 patients. Am J Sports Med. 46 (8), 2011-2019 (2018).
  8. Nelson, F., et al. Early posttraumatic osteoarthritis-like changes in human articular cartilage following rupture of the anterior cruciate ligament. Osteoarthr Cartil. 14 (2), 114-119 (2006).
  9. Davidson, E. J., et al. Chondral injury associated with ACL injury: assessing progressive chondral degeneration with morphologic and quantitative MRI techniques. Sports Health. 16 (5), 722-734 (2024).
  10. Marks, P. H., Donaldson, M. L. C. Inflammatory cytokine profiles associated with chondral damage in the anterior cruciate ligament-deficient knee. Arthroscopy. 21 (11), 1342-1347 (2005).
  11. Lohmander, L. S., Atley, L. M., Pietka, T. A., Eyre, D. R. The release of crosslinked peptides from type II collagen into human synovial fluid is increased soon after joint injury and in osteoarthritis. Arthritis Rheum. 48 (11), 3130-3139 (2003).
  12. Palmieri-Smith, R. M., Wojtys, E. M., Potter, H. G. Early cartilage changes after anterior cruciate ligament injury: evaluation with imaging and serum biomarkers-a pilot study. Arthroscopy. 32 (7), 1309-1318 (2016).
  13. Leite, C. B. G., Merkely, G., Charles, J. F., Lattermann, C. From inflammation to resolution: specialized pro-resolving mediators in posttraumatic osteoarthritis. Curr Osteoporos Rep. , (2023).
  14. Kikuchi, N., et al. Joint effusion at 3 months after anterior cruciate ligament reconstruction is associated with reinjury. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 31 (5), 1798-1804 (2023).
  15. Lorenz, J., Grässel, S. Experimental osteoarthritis models in mice. Methods Mol Biol. 1194, 401-419 (2014).
  16. Hayami, T., et al. Characterization of articular cartilage and subchondral bone changes in the rat anterior cruciate ligament transection and meniscectomized models of osteoarthritis. Bone. 38 (2), 234-243 (2006).
  17. Lattermann, C., et al. Logistical challenges and design considerations for studies using acute anterior cruciate ligament injury as a potential model for early posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 35 (3), 641-650 (2017).
  18. Lattermann, C., et al. Biomarkers on the day of ACL reconstruction and sex predictive of knee-related quality of life at 2-year follow-up. Orthop J Sports Med. 5 (3 Suppl 3), 2325967117(2017).
  19. Leite, C. B. G., et al. Maresin 1-LGR6 axis mitigates inflammation and posttraumatic osteoarthritis after transection of the anterior cruciate ligament in mice. Osteoarthr Cartil. , (2025).
  20. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative: recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthr Cartil. 18 (Suppl 3), S17-S23 (2010).
  21. Armstrong, A. R., Carlson, C. S., Rendahl, A. K., Loeser, R. F. Optimization of histologic grading schemes in spontaneous and surgically-induced murine models of osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 29 (4), 536-546 (2021).
  22. Gilbert, S. J., et al. Inflammatory and degenerative phases resulting from anterior cruciate rupture in a non-invasive murine model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. , (2018).
  23. Braza-Boïls, A., Alcaraz, M. J., Ferrándiz, M. L. Regulation of the inflammatory response by tin protoporphyrin IX in the rat anterior cruciate ligament transection model of osteoarthritis. J Orthop Res. 29 (9), 1375-1382 (2011).
  24. Shen, P. -C., et al. Lentiviral small hairpin RNA knockdown of macrophage inflammatory protein-1γ ameliorates experimentally induced osteoarthritis in mice. Hum Gene Ther. 24 (10), 871-882 (2013).
  25. Irie, K., Uchiyama, E., Iwaso, H. Intraarticular inflammatory cytokines in acute anterior cruciate ligament injured knee. Knee. 10 (1), 93-96 (2003).
  26. Swärd, P., Frobell, R., Englund, M., Roos, H., Struglics, A. Cartilage and bone markers and inflammatory cytokines are increased in synovial fluid in the acute phase of knee injury (hemarthrosis): a cross-sectional analysis. Osteoarthr Cartil. 20 (11), 1302-1308 (2012).
  27. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of posttraumatic osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  28. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19 (4), 493-499 (2012).
  29. Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. Animal models for cartilage regeneration and repair. Tissue Eng Part B Rev. 16 (1), 105-115 (2010).
  30. Huang, L., et al. Early changes in osteochondral tissues in a rabbit model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 39 (12), 2556-2567 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

ACL-transsectieknieontstekingkraakbeendegradatieMicroCT-beeldvormingleukocytenrekruteringinterleukine 1 bèta
Transsectie van de voorste kruisband en lavage van gewrichtsvloeistof in een knaagdiermodel om gewrichtsontsteking en posttraumatische artrose te bestuderen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.