Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Elektrofysiologische methoden om perifere pijnblokkade bij een verdoofde rat te beoordelen

505 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

21 november 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een methode voor het beoordelen van de activatie en blokkade van sensorische axonen in perifere zenuwen in acute, onder narcose en in vivo ratexperimenten met behulp van twee soorten spinale elektrofysiologische metingen die de activiteit van zenuwvezelsubtypes kunnen onderscheiden: Local Field Potentials en Wide Dynamic Range single-neuron opnames.

Samenvatting

In vivo kunnen elektrofysiologische opnames van het lumbale gebied van de rattenwervelkolom worden gebruikt om de activatie van sensorische neurale signalen in de achterpoten te bestuderen, evenals de effectiviteit van therapeutische interventies die opstijgende pijnsignalen onderbreken.

Hier beschrijven we de chirurgische procedures (laminectomie en blootstelling aan de ischiaszenuw), gegevensverzameling en analyse van twee complementaire elektrofysiologische signalen: lokale veldpotentiaalregistraties en opnames van een enkele neuron met een breed dynamisch bereik. Beide onderscheiden activatie van zenuwvezelsubklassen op basis van geleidingssnelheid ten opzichte van een elektrische stimulatiepuls.

Lokale veldpotentialen (LFP) kunnen onderscheid maken tussen A α/β en C zenuwvezels, maar kunnen Aδ-activiteit niet detecteren. Ze geven informatie over de wereldwijde activatie van de hele ischias. Na elektrische directe stimulatie van de ischiaszenuw met een J-manchet-achtige bipolaire elektrode worden de oppervlaktemetingen onder de kromme van de twee trogen die bij elk onderdeel horen, berekend.

Wide dynamic range (WDR) opnames van enkele neuronen beoordelen de activiteit van een subset van ischiasactivatie en kunnen Aα/β-, Aδ- en C-vezeltypen onderscheiden. Elektrische stimulatie kan direct op de ischias worden toegepast, zoals bij LFP, of via naaldelektroden die in het plantaire oppervlak van de achterpoot worden geplaatst. Dit hogere-frequentiesignaal levert hoge signaal-ruis-actiepotentiaalpieken op. Piektellingen binnen vooraf gedefinieerde latentievensters weerspiegelen het activiteitsniveau van de verschillende vezeltypes.

Tot nu toe zijn deze technieken gebruikt om de temporele eigenschappen van drie verschillende pijnblokkademodaliteiten te beoordelen: gelijkstroom elektrische zenuwblokkade met een op maat gemaakte Carbon Separated Nerve Interface Electrode (CSINE), Kilohertz Frequency Alternating Current, en fotobiomodulatie met een 830 nm laser. Deze chirurgische voorbereiding is gebruikt voor zenuwblokkade-interventies tot 5 uur.

Inleiding

Het direct blokkeren van pijnsignalen in perifere zenuwen voordat het het ruggenmerg bereikt, heeft potentieel voor verschillende toepassingen van pijntherapie, zoals knieartrose en postamputatie fantoomledemaatsyndroom 1,2,3,4. In het algemeen zouden dergelijke pijntherapie-interventies de systemische bijwerkingen die in huidige farmaceutische anesthetica en pijnstillers worden waargenomen, verminderen/elimineren 1,2.

Twee typen complementaire elektrofysiologische metingen kunnen worden opgenomen vanuit het lumbale ruggenmerg om perifere sensorische activatie te beoordelen: lokale veldpotentialen (LFP)3,4 en wide dynamic range (WDR)5,6,7 enkelneuronopnames. LFP kan worden geregistreerd in de dorsale kolommen van de wervelkolom. Ze worden gebruikt om de activatie van de gehele ischiaszenuw te meten; de LFP vertegenwoordigt de responsen van veel cellen, waaronder exciterende postsynaptische potentialen in de dendrieten en actiepotentialen die worden geregistreerd vanaf de soma- en axonterminalen. Ze zijn gebruikt om neuroplasticiteitvan het ruggenmerg te bestuderen 3 en de pijnverzachtende effecten van elektrische ruggenmergstimulatie8. Uit de LFP-signalen kan men de amplitude van grote, gemyeliniseerde Aα/β meten, evenals de amplitude van niet-gemyeliniseerde C-vezels3. WDR-neuronen zijn aanwezig in de dorsale hoorn van het L4- en L5-ruggenmerg. Deze neuronen zijn multi-receptief; ze ontvangen en verzenden trouw input van alle subklassen van sensorische neuronen: nociceptieve Aδ- en C-vezels, en niet-nociceptieve Aα/β-vezels 7,9,10,11. Daarom levert de activiteit van WDR-neuronen op basis van de latentie ten opzichte van de sensorische stimulus gedetailleerde informatie over perifere sensorische activiteit5. Dergelijke opnames zijn eerder gebruikt om sensorische blokken te beoordelen met gelijkstroom (DC)9 en kilohertz frequentie wisselstroom (KHFAC)10. Beide technieken gebruiken de latentie van de opgenomen signalen om te onderscheiden tussen de verschillende subklassen van sensorische perifere zenuwvezels; Dit komt door de verschillende geleidingssnelheden van de subklassen van zenuwvezels12. De signalen zijn complementair omdat LFP-opnames de activiteit van de hele ischiaszenuw weerspiegelen, maar alleen Aα/β van C-vezels kunnen onderscheiden en Aδ13,14 niet detecteren. Tegelijkertijd weerspiegelen WDR-opnames de activiteit van een subpopulatie van ischiaszenuwvezels, maar kunnen Aα/β, Aδ en C-vezels 7,9,10,11 onderscheiden. Dit nadeel kan worden overwonnen door multicontact elektrodearrays om gelijktijdig meerdere WDR-neuronen15 op te nemen.

Verschillende subtypen perifere zenuwvezels communiceren verschillende soorten sensorische of motorische signalen. Bijvoorbeeld, grote, gemyeliniseerde sensorische vezels zenden tactiele signalen uit, terwijl kleinere, niet-gemyeliniseerde vezels pijnsignalen 16,17,18 uitzenden. Bij het beoordelen van zenuwblokkadetechnologieën is het belangrijk te begrijpen welke vezelsubtypes het meest worden getroffen, omdat het klinisch voordelig zou zijn om pijnsignalen te blokkeren terwijl het tactiele gevoel behouden blijft. Bovendien zijn complexe temporele eigenschappen van perifere zenuwblokkade waargenomen. Zo blokkeert het lokale anestheticum lidocaïne aanvankelijk alleen niet-gemyeliniseerde C-vezels, en blokkeert vervolgens gemyeliniseerde vezels later19. Na een volledige blokkade van alle zenuwvezels met lidocaïne zijn er ook verschillen in vezeltype waargenomen in het herstel van blok20. De hier beschreven elektrofysiologische techniek stelt onderzoekers in staat de temporele eigenschappen van perifere zenuwblokkademethoden op de verschillende subpopulaties van sensorische zenuwvezels te verduidelijken. Tot nu toe hebben we deze methode gebruikt om blok te beoordelen met gelijkstroom elektrisch blok21,22, kilohertzfrequentie wisselstroom elektrisch blok23, en fotobiomodulatie met nabij-infrarood golflengten24,25. Deze technieken zijn ook geschikt om andere interventies te onderzoeken die lokaal werken op een perifere zenuw, zoals koude, hitte en chemische injecties 26,27,28.

Beoordeling van perifere zenuwtherapieën maakt vaak gebruik van ziektemodellen van inflammatoire29 of neuropathische pijn30 , gecombineerd met gedragstests van mechanische en thermische overgevoeligheid31. De hier beschreven elektrofysiologische methoden kunnen de veranderingen in neurale activiteit kwantificeren die zouden bijdragen aan een vermindering van pijngevoel. Bovendien kunnen ze nuttige gegevens leveren over eventuele ongewenste effecten van perifere zenuwblokkade, zoals de blokkade van grote sensorische vezels die betrokken zijn bij tactiele sensatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol met dierproeven werd goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van Case Western Reserve University (CWRU). Case Western Reserve University is een door AAALAC geaccrediteerde instelling en voldoet aan toepasselijke federale, staats- en lokale wetten en regels, evenals institutionele beleidslijnen. Onze onderzoeksgroep is getraind en gecertificeerd door CWRU-medewerkers. Bij het werken aan door de IACUC goedgekeurde protocollen houden wij ons aan het beleid van de Public Health Service en de Gids voor de Zorg en het Gebruik van Laboratoriumdieren (8e editie)32.

OPMERKING: De parameters voor beademing, anesthesie en andere medicijntoediening zoals hier beschreven zijn met succes gebruikt voor volwassen ratten van beide geslachten in het gewichtsbereik van 350-500 g.

1. Anesthesie en ventilatie

  1. Induceer anesthesie in een afgesloten acryldoos met 5% isoflurane. Als de rat volledig bewusteloos is, ga je over naar een neuskegel om te scheren. Met een elektrische tondeuse verwijder je de vacht van de rug en het linker achterbeen van de darmkam tot aan het kniegewricht.
    OPMERKING: De rat is klaar voor intubatie wanneer spontane ademhaling plaatsvindt met een snelheid van 15-30 ademhalingen per minuut.
  2. Intuber de rat in rugligging met de omhulsel van een 14 G angiocath IV-katheter (een katheter van 16 G is geschikter voor kleinere dieren) en een laryngoscoop met een Miller 0- of 00-mes.
  3. Om de zichtbaarheid van de stembanden te verbeteren, steun je de tong voorzichtig omhoog met een niet-verpletterende pincet. Valideer de intubatie door borstexcursie en ventilatiesnelheid, die samenvalt met de snelheid van borstverhoging.
  4. Gebruik positieve drukventilatie met een slagfrequentie van 60/min en een slagvolume van 3-5 cc/slag, terwijl de isofluranconcentratie op 1%-3% blijft.
  5. Katheteriseer een laterale caudale staartvader met een 22 G intraveneuze katheter. Om de zichtbaarheid te verbeteren, reinig je de ader van de staart aan de laterale zijde met lauw water en 70% isopropylalcohol.
  6. Injecteer ongeveer 1 ml steriele zoutoplossing terwijl je de stroom door de katheter zorgvuldig monitort. Elke oedeem wijst op een verkeerde plaatsing van de katheter.
  7. Met behulp van polyethyleenbuis verbindt u de ingebrachte katheter met een spuit met rocuroniumoplossing (2 mg/mL) die in een spuitdriver is gemonteerd. Begin niet met de infusie voordat je klaar bent om wervelkolomopnames uit te voeren.

2. Chirurgie

OPMERKING: Alle chirurgische ingrepen moeten worden uitgevoerd op de basisplaat van een stereotaxisch apparaat voor kleine dieren. De rest van de stereotaxische apparatuur kan in fasen worden samengesteld naarmate de operatie vordert.

  1. Wervelkolomchirurgie
    1. Voor een rechtshandige chirurg plaats je de rat met de staart naar rechts en de kop naar links. Een linkshandige chirurg kan er de voorkeur aan geven de rat met het hoofd naar rechts te positioneren.
    2. Voel naar de meest caudale rib aan de linkerflank van de rat en volg die omhoog naar de wervelkolom. Maak met een scalpel een middenlijninsnijding van ongeveer 60 mm in het midden van dit punt.
    3. Gebruik het scalpel om het weefsel van de werveluitlopers te schrapen. Gebruik een schaar om de ribben bloot te leggen en de meest uiteindelijke rib te lokaliseren.
    4. Met de stompe dissectietechniek (steek de schaar dicht in, open dan de schaar om het weefsel te scheiden) bevestig je de staartribbel visueel en tastbaar. Gebruik in deze stap een chirurgische microscoop (3,5x-45x vergroting). De staartrib sluit aan op het rostrale aspect van de T13-wervel. Markeer het T13-doornuitsteeksel met een permanente stift.
    5. Stabiliseer de wervelkolom met wervelklemmen op de T11- en L4-wervels. Om dit te doen, gebruik je een stompe dissectie om aan beide zijden van elke wervel een pocket te creëren.
    6. Schuif de twee verticale palen met basisbevestigingen in de T-track in het stereotax-platform, lijn uit met de wervels van T11 en L4, maar trek niet vast. Steek de cilindrische assen van de wervelklemmen in de postklemmen, maar draai niet vast.
    7. Begin met T11, houd de wervelkolom vast met getande tang, plaats de kaken van de wervelklemmen aan weerszijden van de wervels, ongeveer 45° van de T13-wervel, en span de kaken van de wervelklem aan. Vervolgens draai je de schacht van de wervelkolomklem in de postklem aan. Herhaal dit proces voor L4-wervels.
    8. Verhoog beide postklemmen om de wervelkolom zo op te tillen dat de romp van de rat wordt ondersteund door de wervelklemmen (Figuur 1A). Dit vermindert ademhalingsgerelateerde bewegingsartefacten in de elektrofysiologische opnames.
    9. Markeer de rostro-caudale positie van de T13- en L1-spineuze uitsteeksels met enkele hechtingen in het spieroppervlak lateraal van de wervelkolom.
      OPMERKING: De herkenningspunten van het stekelproces worden verwijderd tijdens de laminectomie.
  2. Laminectomie
    1. Plaats het U-vormige stereotaxische frame tijdelijk zodat de horizontale rail kan worden gebruikt om de hielen van de handen te laten rusten tijdens deze fijne procedure (Figuur 1B). Het moet worden verwijderd vóór de ischiasoperatie.
    2. Maak spier- en bindweefsel los van het oppervlak van de wervellaminae tussen T12 en L3 met behulp van een getande tang, een schaar en schraapen met een scalpel. Gebruik onder een chirurgische microscoop Friedman-Pearson Rongeurs om de wervellaminae van L2 tot T13 te verwijderen.
    3. Begin met het positioneren van de rongeurs dicht bij horizontaal en neem kleine hapjes van het staartgedeelte van L2 waar het over L3 ligt. Verleng de laminectomie rostral om de middenlijn van het ruggenmerg bloot te leggen, zorg ervoor dat de druk op het ruggenmerg wordt geminimaliseerd en verwijder regelmatig botfragmenten van rangers.
    4. Ten slotte verleng je de laminectomie lateraal 2 mm aan elke kant van de middenlijn. Verwijder de dura mater van het blootliggende ruggenmerg met fijne tangen en veerschaar.
    5. Tent de dura mater voordat je snijdt. Na de eerste snede zal er een kleine hoeveelheid hersenvocht uit de dura mater stromen. Neem dit voorzichtig op met een gedraaid stuk pluisvrij weefsel voordat je het resterende deel van de dura mater verwijdert.
    6. Bedek de laminectomie met een stuk zoutwater-gedempt weefsel tot de elektrofysiologische opnameperiode.
  3. Ischiaszenuwoperatie
    1. Verwijder het stereotaxische U-vormige frame om bij het been van het dier te komen. Maak de ischiaszenuw op het midden van het dijniveau bloot door een incisie te maken met een scalpel (Figuur 1C). Maak bindweefsel van de zenuw vrij met een stomp dissectie. De hoeveelheid blootgestelde zenuw hangt af van of de zenuw elektrisch wordt gestimuleerd.
    2. Plaats het apparaat voor een zenuwblok naast de blootgestelde zenuw. Zorg ervoor dat de stimulatie-elektrode en zenuwblokapparaat beide proximaal zijn van het vertakkingspunt waar de ischias zich splitst in de tibias-, surale en peroneale zenuwen33. Vervang het stereotax-frame en voeg de stereotax-arm toe ter voorbereiding op elektrofysiologische opnames (Figuur 1D).
    3. Voer stimulatie uit voor WDR-neuronopnames, hetzij op het plantaire oppervlak van de achterpoot, hetzij via directe stimulatie van de ischias met een zenuwmanchetelektrode. Voor LFP-opnames wordt stimulatie uitgevoerd via directe stimulatie van de zenuw, omdat activatie via voetstimulatie ervoor zorgt dat de C-vezelinkeping te diffuus wordt om te detecteren.
    4. Als de sensorische stimulatie direct op de ischiaszenuw wordt toegepast, plaats dan een op maat gemaakte bipolaire platina J-manchet-elektrode rond de zenuw34, blootgestelde contactmaat 1 mm x 3 mm (vergelijkbare zenuwmanchetelektroden kunnen op maat worden gemaakt door MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD, of World Precision Instruments, Sarasota, FL).
    5. Voor de meest effectieve directe zenuwstimulatie moet je ervoor zorgen dat de elektrode proximaal wordt geplaatst op het vertakkingspunt waar de ischias zich splitst in de tibias-, suralis- en peroneuszenuwen33.
    6. Voor plantaire stimulatie plaats je twee 13 mm roestvrijstalen naaldelektroden, binnenin de5e en buiten de4e vingers, dicht bij het plantaire oppervlak.

3. Elektrische stimulatie

  1. Bij zenuwmanchetstimulatie moet je systemische infusie van rocuroniumoplossing starten (2 mg/mL met een snelheid van 1-1,4 mL/u). Systemische infusie van rocuronium zou binnen 30-60 seconden moeten werken. Let op stimulatiegerelateerde beweging in de achterpoot en pas de infusiesnelheid aan indien nodig om te zorgen dat alle beweging wordt geëlimineerd.
  2. Pas stroomgestuurde elektrische stimulatie toe op het plantaire oppervlak van de voet of de ischiaszenuw met behulp van een bifasische rechthoekige geïsoleerde pulsstimulator, met stimulatieparameters: pulsbreedte 1-5 ms, pulsfrequentie 0,1-0,2 Hz, amplitude 1-10 mA piek-tot-piek.
  3. Pas de stimulatieparameters aan tijdens de elektrofysiologische opnames, beschreven in de volgende sectie, om maximale stimulatie van alle vezelsubtypes te waarborgen.
  4. De stimulator heeft een trigger-uitgangssignaal, los van de stroomgestuurde stimulatiepuls. Verbind dit met het data-acquisitieapparaat om de elektrofysiologische data te synchroniseren met de stimulatiepuls. Zie de volgende sectie voor meer details.

4. Elektrofysiologische opnames

  1. Steek injectienaalden (21 G, 1 1/2 inch) in de spier aan elke kant van de wervelkolom, parallel aan de wervelkolom. Verbind de aardingsnaald met de metalen behuizing van elk van de hoofdtrappen.
  2. Verbind de referentienaald met elk van de referentie-ingangen op de hoofdtrappen. Elk van de 8 kanalen op de versterker heeft een eigen BNC-uitgangspoort, verbonden met een apart analoog-naar-digitaal kanaal op het data-acquisitieapparaat.
  3. Digitaliseer de signalen continu (20 kHz bemonsteringsfrequentie) en toon de signalen (Spike2-software). Met een BNC-kabel verbind je de triggerpulsuitgang (gelabeld 'TRIG OUT') van de geïsoleerde pulsstimulator op een van de digitale ingangskanalen van het data-acquisitieapparaat.
  4. Stel in de software het triggerkanaal in om Events op te nemen. Dit maakt analyse mogelijk van de LFP- of WDR-signalen ten opzichte van de tijd van elke elektrische stimulatie.
    OPMERKING: LFP- en WDR-opnames kunnen worden gemaakt met dezelfde aangepaste micro-elektrode array (1 x 8 multi-elektrode array, 500 μm afstand tussen de assen, 1 MΩ impedantie, op maat gemaakt). Penetratiediepte en instellingen voor het versterkerbanddoorlaatfilter zijn de belangrijkste verschillen tussen signaaltypes. De array werd vastgehouden en verbonden met de stereotax via een aangepaste 3D-geprinte connector (Figuur 2A). Er is echter een commercieel verkrijgbaar alternatief beschikbaar (Figuur 2B, Standard Electrode Holder [Materiaaltabel]).
  5. Voor LFP's voeg je de array in de rostrocaudale richting in, met de rostrale elektrode op niveau met de hechting die het T13-spineuze uitsteeksel markeert, zo dicht mogelijk bij de middenlijn zonder het middellijn van het bloedvat te beschadigen. De sterkste signalen bevinden zich tussen het kabeloppervlak en een diepte van 300 μm.
  6. Stel banddoorlaatfilters op de versterker in op 10-100 Hz, met 1.000x versterking. Voeg een 60 Hz notchfilter toe (of 50 Hz, afhankelijk van de geografische locatie) om netstroomruis te verwijderen. De signaalsterkte zal per array verschillen. Selecteer het beste signaal om te gebruiken voor verdere analyse.
  7. WDR-neuronen zijn verspreid over de lumbale vergroting van het ruggenmerg, in de dorsale hoorn van 600-1200 μm diep en 200-800 μm lateraal tot middenlijn, ipsilateral van de stimulatie. Stel banddoorlaatfilters op de versterker in op 300-10.000 Hz, met 10.000x versterking. Gebruik ook een notchfilter voor deze opnames, hoewel de netruis meestal wordt verwijderd door het banddoorlaatfilter.
  8. Pas de stimulatieparameters aan terwijl je het elektrofysiologische signaal observeert. Pas de stimulatieamplitude en polsbreedte aan om maximale activatie van alle zenuwvezelsubtypes te garanderen.
    OPMERKING: Grote gemyeliniseerde vezels (Aα/β) hebben de laagste activatiedrempels, gevolgd door kleine gemyeliniseerde vezels (Aδ). Niet-gemyeliniseerde C-vezels vereisen hogere stimulatiepulsbreedtes en amplitudes om actiepotentialen te genereren via elektrische stimulatie.
  9. Vanaf 1 ms pulsbreedte verhoog je de amplitude totdat alle componenten van het signaal zichtbaar zijn. Als de C-vezels met een hogere drempel niet zichtbaar zijn, verhoog dan de breedte van de stimulatiepuls.
  10. Voor LFP-opname is de korte latentie, lage drempel A-vezelrespons tussen 40-100 ms en de langere latentie, hoge drempel C-vezelrespons tussen 150-350 ms (Figuur 3B)3,8.
  11. Voor WDR-opnames wordt de volgende post-stimulus latenties gebruikt om subtypes zenuwvezels te identificeren: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms, en C: 100-500 ms (Figuur 3C)5,6,7.

5. Perifere zenuwblokkade

  1. Met behulp van een koolstofgescheiden zenuwinterface-elektrode (CSINE)21 dient u 0,1-5 mA kathodische gelijkstroom aan op de ischiaszenuw, proximaal van de stimulerende manchet (indien van toepassing). Voorbeeldblokproeven van LFP- en WDR-opnames zijn weergegeven in Figuur 4 en Figuur 5.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De gegevens die met dit protocol worden gegenereerd, stellen het mogelijk om de relatieve hoeveelheid blokkade te beoordelen voor subklassen van sensorische zenuwvezels. Het maakt het ook mogelijk om de temporele eigenschappen van het blok te beoordelen; zowel de snelheid waarmee blokkade wordt geïnduceerd, als de herstelsnelheid na het stoppen van de blokkerende stimulus35. Voor de LFP-metingen wordt de activatie van vezels bepaald door het oppervlak onder de kro...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze methode beschrijft het verzamelen van twee complementaire elektrofysiologische signalen die kunnen worden gebruikt om de effectiviteit te meten van mogelijk therapeutische interventies om sensorische signalen in perifere zenuwen te blokkeren.

Lokale veldpotentialen (LFP) kunnen worden geregistreerd vanaf de dorsale kolommen van de wervelkolom met behulp van micro-elektroden met hoge impedantie (1 MΩ). Ze worden gebruikt om de activatie van de gehele ischi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door NIH NINDS R01NS116009.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 x 8 multielectrode array, 500 µm spacing between shafts MicroprobesCustom productCustom microelectrode array 
14 G Angio catheterBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
8-channel bioamplifierWorld Precision InstrumentsISO-DAM8AHead stage
AmScope SM-6T series trinocular zoom stereo microscope 3.5-45x Magnification with articulating arm with ring lightAmscopeSM-8TW2-144SChirurgisch microscoop
Data acquisition device Cambridge Electronic DesignPower1401-3A
Dumont #5 forcepsFine Science Tools11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (1mm cup size)Fine Science Tools16021-14
Harvard apparatus ventilatorHarvard Apparatus Model 683
Isoflurane, USPPiramel Critical Care66794-017-25
LaryngoscopeSarnova HC301-B802
Miller 00 laryngoscope bladeSarnova HC301-B5100-20
Paired subdermal needlesRhythmLinkRLSND121-1.013 mm roestvrijstalen naaldelektroden 
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Electronic Design
Square wave isolated pulse stimulator AM-SystemsModel 2100Bifasische rechthoekige geïsoleerde pulsstimulator
Stereotaxic platform  with adjustable base mounts with post and clampDavid Kopf InstrumentsModel 982
SureSite IV 22G x 1" veiligheidscatheter MedlineDYNA2210022 G intraveneuze katheter 
Syringe driverCole ParmerModel 74900
Ultra nauwkeurige micro manipulator
10 micron resolutie		David Kopf InstrumentsModel 961
Universele houderDavid Kopf InstrumentsModel 1772 Alternatieve 3D-geprinte connector 
U-vormige stereotactische frame David Kopf InstrumentsModel 1430
Vannas veerscharen - 2 mm snijrandFine Science Tools15000-03 
Lendenwervelklemmen David Kopf InstrumentsModel 986C 

Referenties

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Perifere zenuwblokkadeelektrofysiologische registratiestimulatie van de nervus ischiadicuslokaal veldpotentieelwide dynamic rangelaminectomieprocedureoverdracht van pijnsignalenkoolstofzenuwelektrodegelijkstroomblokkaderuggenmerg van ratten
Elektrofysiologische methoden om perifere pijnblokkade bij een verdoofde rat te beoordelen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.