Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In vitro Intraluminale gelinfusie: een geavanceerde benadering voor microscopische analyse van menselijke weerstandsslagaders

558 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68773

⸱

19 augustus 2025

 ,  ,  ,  , 
1Physiology Unit, Laboratory of Malaria and Vector Research, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, 2Surgical Oncology Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute, 3Infectious Disease Pathogenesis Section, National Institute of Allergy and Infectious Diseases

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het behoud van de menselijke arteriële architectuur door weefselstabiliserende gel in het vaatlumen te infuseren voordat deze wordt doorgesneden voor moleculaire of histopathologische analyse.

Samenvatting

Weerstandsslagaders, waaronder kleine slagaders en arteriolen, spelen een essentiële rol bij het reguleren van de bloeddruk en weefselperfusie. Disfunctie in deze slagaders kan leiden tot verschillende cardiovasculaire aandoeningen zoals hypertensie, atherosclerose en hartfalen, evenals neurovasculaire aandoeningen. Het onderzoek van menselijke weerstandsslagaders is cruciaal voor het begrijpen van de mechanismen van hart- en vaatziekten en het ontwikkelen van gerichte therapeutische strategieën. Deze studie presenteert een innovatieve methode voor het voorbereiden van geïsoleerde menselijke weerstandsslagaders door een weefselstabiliserende gel in het lumen te infuseren, waardoor hun oorspronkelijke architectuur en cellulaire integriteit behouden blijven. Menselijk omentair weefsel werd verkregen van patiënten die buikoperaties ondergingen, en kleine weerstandsslagaders (100-300 μm in diameter) werden geïsoleerd door zorgvuldige microdissectie. De slagaders werden vervolgens gecanuleerd, onder druk gezet in een cultuurmyograafkamer en gefixeerd met 10% neutraal gebufferd formaline. Een weefselstabiliserende gel werd in het lumen van de gecanuleerde slagader toegediend, die kon stollen om de driedimensionale structuur te behouden. Histologische, immunohistochemische en genexpressieanalyses werden uitgevoerd om het behoud van de slagaders te beoordelen. Histologische secties onthulden de goed bewaarde structurele integriteit en natuurlijke architectuur van de slagaders, met behoud van goed gedefinieerde endotheel- en gladde spierlagen. Immunohistochemische kleuring toonde een duidelijke lokalisatie van markers zoals CD31 en actine in de α-gladde spieren. In situ hybridisatie onthulde specifieke genexpressiepatronen, wat inzicht gaf in de moleculaire mechanismen. Deze geavanceerde methode van intraluminale gelinfusie biedt aanzienlijke voordelen en maakt geavanceerde beeldvorming en uitgebreide analyse van arteriële structuur, remodellering en cellulaire interacties in zowel gezonde als zieke toestanden mogelijk. Deze methode heeft het potentieel om de klinische diagnostiek en therapeutische strategieën voor vaatziekten te verbeteren, waardoor het een waardevol hulpmiddel is voor het bevorderen van vasculair biologisch onderzoek.

Inleiding

Weerstandsslagaders reguleren de bloedstroom en druk en ondergaan aanzienlijke veranderingen bij aandoeningen zoals hypertensie, diabetes en atherosclerose 1,2,3,4,5. Het onderzoeken van menselijke weerstandsslagaders is essentieel voor het begrijpen van cardiovasculaire pathologieën en het ontwikkelen van gerichte therapieën 6,7,8,9,10. Traditionele methoden voor het onderzoeken van bloedvaten hebben vaak geleid tot artefacten en verlies van driedimensionale integriteit 10,11,12,13,14,15. Om deze beperkingen aan te pakken, presenteren we een innovatieve methode voor het voorbereiden van geïsoleerde menselijke weerstandsslagaders door een gel in het lumen te infuseren, waardoor hun ex vivo en/of in vivo structuur bij benadering behouden blijft.

Deze intraluminale gelinfusietechniek behoudt de natuurlijke architectuur van de slagaders, waardoor een nauwkeurigere weergave van hun fysiologische toestand mogelijk is. Door de vaatstructuur te stabiliseren, vergemakkelijkt deze methode gedetailleerd onderzoek van arteriële remodellering, cellulaire structuur, microdomeinen, heterocellulaire juncties en gen-/eiwitexpressie over verschillende cellagen. Deze techniek is vooral voordelig voor het bestuderen van celtype-specifieke componenten in zowel gezonde als zieke toestanden.

Deze techniek is met succes toegepast in onze recente studie16, waarmee de effectiviteit ervan is aangetoond bij het behoud van de structurele en moleculaire integriteit van menselijke weerstandsslagaders, waardoor geavanceerde beeldvorming en uitgebreide analyse mogelijk zijn. Het succes van deze applicatie inspireerde ons om dit gedetailleerde protocol te documenteren voor gebruik door anderen.

In dit methodedocument beschrijven we het protocol voor het voorbereiden van geïsoleerde menselijke weerstandsslagaders en het infuseren ervan met een biocompatibele weefselstabiliserende gel (Tissue Guard Gel). Hier beschrijven we de experimentele methode en illustreren we de toepassingen ervan voor de beoordeling van de arteriële structuur en het onderzoek naar gen- en eiwitexpressiepatronen in verschillende cellagen. Door een uitgebreide en reproduceerbare techniek te bieden voor de voorbereiding van menselijke weerstandsslagaders, willen we het cardiovasculaire biologisch onderzoek bevorderen, de reproduceerbaarheid van resultaten verbeteren en bijdragen aan nieuwe diagnostische en therapeutische benaderingen voor hart- en vaatziekten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Voordat u de volgende experimenten uitvoert, moet u ervoor zorgen dat het gebruik van menselijke weefsels en de volgende procedures zijn goedgekeurd door de Institutional Review Board (IRB). Het verzamelen van omentaal weefsel van patiënten die klinisch geïndiceerde buikoperaties ondergaan in het National Institutes of Health (NIH) Clinical Center werd uitgevoerd met goedkeuring van de NIH Institutional Review Board (NCT01915225). Alle deelnemers gaven schriftelijke geïnformeerde toestemming.

1. Materialen en uitrusting

  1. Raadpleeg de materiaaltabel voor informatie over alle reagentia en materialen die nodig zijn voor dit protocol. Voor meer informatie kunnen de handleidingen en websites van de respectievelijke leveranciers worden geraadpleegd indien nodig.

2. Verzameling van menselijk oogvuil

  1. Verzamel menselijk omentaal weefsel van het chirurgisch team.
  2. Plaats de tissues onmiddellijk in een voorgekoelde monstercontainer met koude Krebs Henseleit (KH)-buffer (samenstelling: 118 mM NaCl, 4.7 mM KCl, 1.2 mM MgSO4, 1.2 mM KH2PO4, 25 mM NaHCO3, 10 mM HEPES, 2.0 mM CaCl2 en 11.1 mM glucose) op ijs.
  3. Zorg ervoor dat de tissues volledig zijn ondergedompeld in de buffer en sluit vervolgens het deksel goed.
  4. Transporteer de weefsels in de gesloten container op ijs binnen 30 minuten na afname naar het laboratorium om de levensvatbaarheid van het weefsel te garanderen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de pH aanpast aan 7.4 met behulp van NaOH tijdens de voorbereiding van de buffer.

3. Microdissectie van menselijke kleine weerstandsslagaders

  1. Spoel bij aankomst in het laboratorium de mentale weefsels af met koude KH-buffer om overtollig bloed te verwijderen.
  2. Selecteer een stuk van het meer gevasculariseerde gebied van het weefsel voor dissectie in koude buffer in een petrischaaltje op ijs.
  3. Identificeer onder een dissectiemicroscoop kleine weerstandsslagaders (100-300 μm in diameter) op basis van hun locatie en vertakkingspatroon.
  4. Isoleer de geïdentificeerde slagaders zorgvuldig van het omliggende vet- en bindweefsel. Gebruik een fijne tang en een microschaar om de omliggende weefsels te knippen en te verwijderen zonder de slagader te beschadigen.
  5. Bewaar de geïsoleerde slagaders tijdens de dissectieprocedure in een koude buffer om de levensvatbaarheid te behouden en enzymatische afbraak te voorkomen.
    NOTITIE: Zorg er vóór de dissectie voor dat het dissectiegebied schoon is. Controleer of de objectiefschaal van de microscoop en/of camerasoftware correct zijn gekalibreerd om de diameter bij verschillende vergrotingen nauwkeurig te meten. Meestal zijn de aders duidelijk zichtbaar en bevinden de slagaders zich direct naast of rond de aders. De wanden van slagaders zijn dikker dan die van aders. Wanneer ze worden geïsoleerd van het omringende weefsel, behouden slagaders hun structuur als intacte vaatbuizen. Aderen daarentegen hebben dunnere wanden, lijken vaak helderder door het bloed in hun lumen en hebben de neiging kwetsbaarder te zijn als ze eenmaal van het weefsel zijn gescheiden.

4. Voorbereiding van de cultuurmyograafkamer

  1. Bereid een kweekmyograafkamer voor met twee glazen canules voor de cannulatie en druk van de ontlede slagaders.
  2. Bereid een spuit van 5 ml voor met schone capillaire slang en vul deze met verse KH-buffer. Sluit de slang aan op het ene uiteinde van de canule en vul met de KH, zodat er geen luchtbellen achterblijven.
  3. Vul de kamer met koude buffer en plaats deze op ijs om een lage temperatuur te behouden.
    OPMERKING: Een op maat gemaakte kleine schotel met twee canules, ontworpen om de myograph-kamer na te bootsen, kan worden gebruikt.

5. Cannulatie en druk van slagaders

  1. Breng de ontlede slagader voorzichtig over naar de myograafkamer met behulp van een fijne tang of een transferpipet met een diameter die groter is dan die van de slagader.
  2. Bereid vier open knopen voor met de nylon hechtdraad (11/0 hechtdraad, 7-laags) en plaats er twee op elke canule voordat u de slagader canuleert.
  3. Cannuleer het proximale uiteinde van de slagader door deze met een fijne tang op een glazen canule te schuiven en vast te zetten met de twee nylon hechtingen.
  4. Gebruik de KH-buffer in de spuit om de gecanuleerde slagader voorzichtig door te spoelen om eventueel achtergebleven bloed te verwijderen.
  5. Cannuleer het distale uiteinde van de slagader en zet het op dezelfde manier vast.
  6. Plaats de kamer op de myograafeenheid die is aangesloten op de druk- en temperatuurregelaar.
  7. Stel de temperatuur in op 37 °C.
  8. Stel de initiële intraluminale druk in op 10 mmHg.
  9. Verhoog de intraluminale druk elke 10 minuten met 10 mmHg tot 60 mmHg. Zorg ervoor dat de druk constant wordt gehandhaafd met behulp van de drukregelaar die is aangesloten op het cultuurmyograafsysteem.
  10. Gebruik de micropositioner om de onder druk staande slagader zo nodig in de lengterichting recht te trekken om de lengte ongeveer op het fysiologische niveau te brengen.
  11. Voer MyoVIEW of andere geschikte software uit op de computermonitor om de binnenste en buitenste arteriële diameters te volgen met digitale schuifmaten.
  12. Laat de slagader 45 minuten in evenwicht komen om een stabiele diameter te bereiken, zodat deze zijn fysiologische afmetingen en tonus behoudt.
  13. Test de levensvatbaarheid van de slagader met behulp van een vasoconstrictor (bijv. 60 mM KCl of fenylefrine) of vaatverwijdend middel (bijv. acetylcholine) en noteer de veranderingen in de arteriële diameter.
    OPMERKING: Het uitoefenen van overmatige druk met een spuit kan de slagader beschadigen, dus het is belangrijk om voorzichtig te zijn bij het doorspoelen. Gebruik een minimale hoeveelheid buffer en ga voorzichtig te werk. Als alternatief kan het arteriële bloed worden weggespoeld door de perfusiebuffer te gebruiken terwijl de slagader onder druk wordt gezet. Slagaders kunnen onder druk worden gezet bij 80 mmHg en de evenwichtstijd kan tot 1 uur duren.

6. Fixatie van de slagader

  1. Fixeer na evenwicht de slagaders 's nachts luminaal en abluminaal met 10% neutraal gebufferd formaline. Handhaaf een constante druk van 60 mmHg om ervoor te zorgen dat het fixatieproces de structurele integriteit van de arteriële wand en cellulaire componenten behoudt.
  2. Spoel na fixatie de slagaders luminaal en abluminaal met PBS om eventueel achtergebleven fixeermiddel uit de slagader en de kamer te verwijderen.
    OPMERKING: Afhankelijk van het onderzoeksdoel en het interessegebied voor analyse, kan het gemonteerde vat worden gefixeerd in aanwezigheid van farmacologische middelen zoals een vaatverwijdend middel of vaatvernauwer. In dit stadium kan de slagader tot 48 uur in PBS bij 4 °C worden bewaard. 4% paraformaldehyde kan ook worden gebruikt om de slagaders te fixeren.

7. Bereiding van weefselstabiliserende gel

  1. Maak de weefselstabiliserende gel in de tube vloeibaar door deze voor gebruik te verwarmen tot 60 ± 5 °C.
  2. Plaats de tube 3-5 minuten op kamertemperatuur (RT) zodat de vloeibare gel de temperatuur kan verlagen, en plaats deze vervolgens op een verwarmingsblok bij 40 °C om de vloeibare gel 10-15 minuten te behouden.
  3. Gebruik een steriele spuit van 3 ml die is aangesloten op een 10-15 inch lange capillaire slang om de vloeibare gel op te zuigen. Ga onmiddellijk verder met de onderstaande infusiestappen.
    OPMERKING: De gel kan op verschillende manieren vloeibaar worden gemaakt. Het is essentieel om de instructies van de fabrikant op te volgen.

8. Intraluminale gelinfusie en inbedding

  1. Houd de gefixeerde slagaders in de kamer met PBS bij 37 °C.
  2. Sluit het distale uiteinde van de capillaire slang gevuld met vloeibare gel aan op de proximale canule.
  3. Om te voorkomen dat er luchtbellen door het lumen gaan tijdens het infuseren van de gel, haalt u het proximale uiteinde van de slagader van de eerste canule om eventuele luchtbellen naar buiten te laten en laat de gel de canule vullen.
  4. Monteer de slagader terug op de canule en breng de gel voorzichtig in het slagaderlumen totdat deze uit de distale canule komt.
  5. Vervang de PBS in de kamer onmiddellijk door een gelijk volume vloeibare gel om de kamer tot het hoogste niveau te vullen.
  6. Laat de kamer met de slagaders rusten op RT door het apparaat ongeveer 10 minuten los te koppelen van de temperatuurregelaar, zodat de gel zowel in het lumen als buiten het lumen in de kamer kan stollen. Dit zorgt ervoor dat de slagader volledig in de gel is ingebed, waardoor de driedimensionale structuur behouden blijft.
  7. Maak met een fijne tang de nylon hechtingen los en trek de canules voorzichtig uit de kamer.
  8. Breng de volledige gestolde gel met de slagader uit de kamer over in een container gevuld met 70% ethanol. De ethanol dient als een houdoplossing om het monster te bewaren tot verdere verwerking.
    OPMERKING: Een driewegklep kan het verwijderen van luchtbellen vergemakkelijken voordat de gel wordt toegediend. Het stollen van de gel kan worden bevestigd door de gel in de kamer voorzichtig aan te raken met een schone pipetpunt.

9. Histopathologie

  1. Snijd de slagader dwars door terwijl deze nog in de gel zit en plaats deze monsters in de weefselverwerkingsmachine voor verwerking volgens de instructies van de fabrikant.
  2. Veranker vervolgens het weefsel om een paraffineblok te maken. Zorg ervoor dat de monsters "aan het einde" zijn ingebed, zodat de doorsneden naar beneden op het blok wijzen.
  3. Snijd axiale secties met een dikte van 5 μm met behulp van een microtoom. Breng de gesneden secties over op zelfklevende dia's.
  4. Bak de partjes 1 uur op 60 °C, onthandel ze vervolgens met xyleen, gevolgd door rehydratatie met graduele alcoholwasbeurten.
  5. Kleur de coupes met hematoxyline en eosine (HE) voor routinematige histopathologie en differentieer in 1% zure alcohol. Onderzoek de secties onder lichtmicroscopie met behulp van een geschikte microscoop en maak foto's met een compatibele camera.

10. Immunohistochemie

  1. Bereik kleuring met behulp van een geautomatiseerd systeem met het detectiesysteem voor polymeerraffinage volgens het protocol van de fabrikant.
  2. Ontwas de weefselsecties bij 72 °C gedurende 30 s met een wasoplossing en rehydrateer de secties vervolgens met wasbeurten met graduele alcohol en een wasoplossing.
  3. Voer de door warmte geïnduceerde epitoopextractie uit door de secties gedurende 20 minuten tot 100 °C te verwarmen in epitoopextractieoplossing 1 en breng gedurende 5 minuten een peroxideblok aan om de endogene peroxidaseactiviteit te doven.
  4. Breng primaire antilichamen aan (bijv. anti-CD31 of anti-gladde spieractine) in geschikte concentraties verdund op de achtergrond, waardoor het verdunningsmiddel van antilichamen wordt verminderd. Incubeer de secties gedurende 8 minuten met een mierikswortelperoxidasepolymeer en kleur de secties 10 minuten in met een chroomoplossing. Bestkleur de objectglaasjes met hematoxyline gedurende 5 min.

11. RNAScope chromogene in situ hybridisatie

  1. Voer de kleuring uit met behulp van een geautomatiseerd systeem met een geschikte kit en de polymeer verfijnen rode detectiekit volgens het protocol van de fabrikant.
  2. Bak de partjes 30 minuten op 60 °C en onthandel de partjes vervolgens 30 s in een tot 72 °C verwarmde dewaxoplossing.
  3. Rehydrateer de weefsels met absolute ethanol wasbeurten en wasoplossing.
  4. Behandel de coupes gedurende 15 minuten bij 95 °C met epitoopextractieoplossing 2 en incubeer de coupes gedurende 15 minuten bij 40 °C met een enzymoplossing.
  5. Hybridiseer de monsters met de juiste RNAScope-sondes voor de doelgenen.
  6. Gebruik een huishoudgensonde die het huishouden met medium tot expressie brengt (bijv. peptidylprolyl isomerase B) om voldoende RNA-overvloed en -integriteit te bevestigen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Menselijk omentair weefsel werd verkregen van patiënten die klinisch geïndiceerde buikoperaties ondergingen. Kleine weerstandsslagaders (100-300 μm in diameter) werden minutieus geïsoleerd van het omringende vet- en bindweefsel onder een dissectiemicroscoop (Figuur 1A-C). De geïsoleerde slagaders werden gereinigd, met succes gecanuleerd en op de glazen canules in de kweekmyograafkamer gemonteerd voor drukregeling (

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Vooruitgang in medische beeldvorming, chirurgische technieken en onderzoeksmethodologieën hebben ons begrip van 3D-vasculaire architectuur verbeterd, wat een revolutie teweegbrengt in diagnostiek, chirurgische planning en onderzoek 17,18,19,20. Ondanks deze innovaties blijft het behoud van de 3D-structuur van geïsoleerde menselijke weerstandsslagaders een uitda...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

NIAID GenAI werd gebruikt om een eerste schets en ontwerp van het manuscript te genereren, dat grondig werd geschreven, beoordeeld en bewerkt door de menselijke auteurs om nauwkeurigheid en samenhang te garanderen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gefinancierd door de afdeling Intramuraal Onderzoek van het National Institute of Allergy and Infectious Diseases, projectnummer AI001150 van HCA. We danken ons voormalige laboratoriumlid, Dr. Steven Brooks, evenals onze huidige laboratoriumleden, Mohamed Ibrahim, Mary Jackson en Jian Wu van de sectie Malaria Functional Genomics, voor hun hulp bij het vastleggen van beelden tijdens het proces.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1% Focus Acid AlcoholStatLab SL89-1
10% NBSLeica Biosystems3800598
4K Microscopy HDMI CameraHitech Instruments, Inc.HT-XP4K8MA
Antibody Diluent- Background ReducingDakoS3022
Automated Tissue Processor Leica BiosystemsHistoCore PEGASUS/Cat# 14048858005
Bond Dewax SolutionLeica BiosystemsAR9222
Bond Epitope Retrieval Solution 1Leica BiosystemsAR9961
Bond Epitope Retrieval Solution 2Leica BiosystemsAR9640
Bond Polymer Refine DetectionLeica BiosystemsDS9800
Bond Polymer Refine Red DetectionLeica BiosystemsDS9390
Bond Wash Solution (10x)Leica BiosystemsAR9590
Cannula Pack (glass), 80–100 μmDMTProduct Code: 300407
CD31Abcamab28364
Dissection Dishes, Large (pyrex glass), 93 mmLiving Systems InstrumentationSKU: DD-90
Dissection Dishes, SmallLiving Systems InstrumentationSKU: DD-50
Dissection MicroscopeHitech Instruments, Inc.ZEISS SteREO Discovery.V8 
Dumont #5 ForcepsFine Science ToolsItem No. 11295-10
Dumont #5SF ForcepsFine Science ToolsItem No. 11252-00
EcoMountBioCare MedicalEM897L
EosinIHC WorldIW-3100B
HematoxylinBioCare MedicalCathe-MM
Iamging cameraOlyumpusDP28
Imaging MicroscopeOlyumpusBX51
Krebs Henseleit Buffer (with 2 mM Calcium Chloride)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-10625N-200mL
Krebs-Henseleit Buffer (without Calcium)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-9906W-200mL
Mounting MediaThermoFisher Scientific4111
Myograph chamber and UnitDMT202/204CM
PBS (phosphate buffered saline)Thermofisher Scientific10010023
PPIB ACDBio313908
RNAscope 2.5 LS Reagent Kit-REDACDBio322150
StainerLeicaLeica Bond RX automated system
Stainless steel dissection pinsLiving Systems InstrumentationSKU: PIN-0.1MM | PIN-0.2MM | PIN-#3 | PIN-VP-1
Surgipath ParaplastLeica Biosystems39601006
Tissue Guard GelStatLab TissueGuard/SKU: TG12
Vannas Spring Scissors - 2 mm Cutting EdgeFine Science ToolsItem No. 15000-03
Vannas Spring Scissors - 2.5 mm Cutting EdgeFine Science ToolsItem No. 15000-08
Vannas Spring Scissors - 3 mm Cutting EdgeFine Science ToolsItem No. 15000-00
α-SMAAbcamab5694

Referenties

  1. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38 (3 Pt 2), 581-587 (2001).
  2. Mulvany, M. J. Small artery remodelling in hypertension. Basic Clin Pharmacol Toxicol. 110 (1), 49-55 (2012).
  3. Petrie, J. R., Guzik, T. J., Touyz, R. M. Diabetes, hypertension, and cardiovascular disease: Clinical insights and vascular mechanisms. Can J Cardiol. 34 (5), 575-584 (2018).
  4. Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: Mechanisms and treatment. Hypertension. 59 (2), 367-374 (2012).
  5. Zieman, S. J., Melenovsky, V., Kass, D. A. Mechanisms, pathophysiology, and therapy of arterial stiffness. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (5), 932-943 (2005).
  6. Bell, J. S., et al. Microstructure and mechanics of human resistance arteries. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 311 (6), H1560-H1568 (2016).
  7. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Structure and mechanical properties of resistance arteries in hypertension: Role of adhesion molecules and extracellular matrix determinants. Hypertension. 36 (3), 312-318 (2000).
  8. Rajendran, P., et al. The vascular endothelium and human diseases. Int J Biol Sci. 9 (10), 1057-1069 (2013).
  9. Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. Endothelial barrier and its abnormalities in cardiovascular disease. Front Physiol. 6, 365(2015).
  10. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, Staining. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  11. Hillman, H. Limitations of clinical and biological histology. Med Hypotheses. 54 (4), 553-564 (2000).
  12. Taylor, A. M., Bordoni, B. Histology, Blood Vascular System. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  13. Nolte, P., et al. Spatial correlation of 2D hard-tissue histology with 3D microCT scans through 3C printed phantoms. Sci Rep. 13 (1), 18479(2023).
  14. Taqi, S. A., Sami, S. A., Sami, L. B., Zaki, S. A. A review of artifacts in histopathology. J Oral Maxillofac Pathol. 22 (2), 279(2018).
  15. Torii, S., et al. Histopathologic characterization of peripheral arteries in subjects with abundant risk factors: Correlating imaging with pathology. JACC Cardiovasc Imaging. 12 (8 Pt 1), 1501-1513 (2019).
  16. Brooks, S. D., et al. Sickle trait and alpha thalassemia increase nos-dependent vasodilation of human arteries through disruption of endothelial hemoglobin-enos interactions. Circulation. 151 (1), 8-30 (2025).
  17. Chatzizisis, Y. S., et al. Role of endothelial shear stress in the natural history of coronary atherosclerosis and vascular remodeling: Molecular, cellular, and vascular behavior. J Am Coll Cardiol. 49 (25), 2379-2393 (2007).
  18. Li, S., Liu, S., Wang, X. Advances of 3D printing in vascularized organ construction. Int J Bioprint. 8 (3), 588(2022).
  19. Rengier, F., et al. 3D printing based on imaging data: Review of medical applications. Int J Comput Assist Radiol Surg. 5 (4), 335-341 (2010).
  20. Solanki, R., et al. The importance of three dimensional coronary artery reconstruction accuracy when computing virtual fractional flow reserve from invasive angiography. Sci Rep. 11 (1), 19694(2021).
  21. Tucker, W. D., Arora, Y., Mahajan, K. Anatomy, Blood Vessels. , Statpearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  22. Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J Funct Biomater. 14 (10), 497(2023).
  23. De Graaf, M. N. S., et al. Multiplexed fluidic circuit board for controlled perfusion of 3D blood vessels-on-a-chip. Lab Chip. 23 (1), 168-181 (2022).
  24. Lapierre-Landry, M., Liu, Y., Bayat, M., Wilson, D. L., Jenkins, M. W. Digital labeling for 3D histology: Segmenting blood vessels without a vascular contrast agent using deep learning. Biomed Opt Express. 14 (6), 2416-2431 (2023).
  25. Abdul Sisak, M. A., et al. A near-infrared organic fluorescent probe for broad applications for blood vessel imaging by high-throughput screening via 3D-blood vessel models. Small Methods. 5 (8), e2100338(2021).
  26. Yu, T., Yang, Q., Peng, B., Gu, Z., Zhu, D. Vascularized organoid-on-a-chip: Design, imaging, and analysis. Angiogenesis. 27 (2), 147-172 (2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Analyse van menselijke slagadersmicrodissectietechniekcultuurmyografiekamerarteriële drukopvoeringimmunohistochemische kleuringin situ hybridisatieendotheelcelmarkersgladde spiercellen
In vitro Intraluminale gelinfusie: een geavanceerde benadering voor microscopische analyse van menselijke weerstandsslagaders
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.