Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Varkensogen voorbereiden op confocale reflectiemicroscopie om het glasvochtvezelnetwerk van collageen te visualiseren

648 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68823

⸱

17 oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Utah, 2Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 3Department of Chemistry, University of Utah, 4Department of Mechanical Engineering, University of Utah

In dit artikel

Samenvatting

Deze methode visualiseert de natuurlijke structuur van collageenvezels in het glasvocht met behulp van confocale reflectiemicroscopie.

Samenvatting

Het glasvocht is een heldere gel die de ruimte tussen de lens en het netvlies vult. De structuur wordt ondersteund door een netwerk van collageenvezels, die waarschijnlijk de visco-elastische eigenschappen beïnvloeden en bijdragen aan netvliesaandoeningen. De organisatie van dit collageennetwerk blijft echter slecht gekarakteriseerd, omdat het in beeld brengen van het glasvocht in zijn oorspronkelijke staat een uitdaging is. Veel beeldvormingstechnieken die op het glasvocht worden toegepast, veroorzaken uitdroging en vervorming, en op kleurstof gebaseerde methoden kunnen artefacten of niet-specifieke etikettering introduceren, waardoor het moeilijk wordt om het collageennetwerk te bestuderen. In dit protocol schetsen we: 1) een methode voor het ontleden van varkensogen voor beeldvorming; 2) een strategie voor het monteren van de ogen op een omgekeerde microscoop; 3) richtlijnen voor het in beeld brengen van het glasvochtcollageennetwerk in zijn oorspronkelijke staat met behulp van confocale reflectiemicroscopie; en 4) instructies voor kwantitatieve beeldanalyse van netwerkfuncties. We belichten veelvoorkomende valkuilen en benadrukken belangrijke technische punten. We rapporteren de toepassing van confocale reflectiemicroscopie op het glasvocht. Vergeleken met eerdere beeldvormingsstrategieën voor glasvocht, behoudt deze benadering de oorspronkelijke structuur, oriëntatie en distributie van glasvochtachtige collageenvezels zonder exogene kleurstoffen of uitdrogingsartefacten. Confocale reflectiemicroscopie kan de structurele basis van glasvochtgelstijfheid bij gezondheid en ziekte onderzoeken.

Inleiding

Het glasvocht is de extracellulaire matrix tussen de lens en het netvlies in het oog. Tractie van het glasvocht op het netvlies speelt een belangrijke rol bij verlies van gezichtsvermogen bij ziekten zoals netvliesloslating, maculagat en vitreomaculaire tractie 1,2,3,4. Het vermogen van het glasvocht om tractionele krachten op het netvlies over te brengen, wordt bepaald door de gelstijfheid, die op zijn beurt afhangt van de eigenschappen van de belangrijkste componenten, collageen en hyaluronzuur5. De gelstijfheid van het glasvocht wordt waarschijnlijk beïnvloed door kenmerken van het netwerk van collageenvezels, aangezien de stijfheid van kunstmatige collageengels wordt bepaald door netwerkkenmerken zoals dichtheid, uitlijning en vezelbreedte6.

Het glasvochtachtige collageenvezelnetwerk is moeilijk in beeld te brengen vanwege het hoge watergehalte en de lage collageenconcentratie7, wat leidt tot artefactische vervorming tijdens de verwerking voor microscopie of transmissie-elektronenmicroscopie. Traditionele histologie en transmissie-elektronenmicroscopie vereisen verwerking om het glasvocht te verharden voor dunne doorsneden. De uitdroging die nodig is voor histologische inbedding zorgt ervoor dat glasvochtvezels samenklonteren tot een honingraatconfiguratie8, en de vorming van ijskristallen tijdens het invriezen vergroot de poriegrootte in de extracellulaire matrix9. Plastic inbedding8 en snel invriezen10 zijn op het glasvocht aangebracht om artefacten te minimaliseren, hoewel er waarschijnlijk nog wat artefact over is. Fasecontrastmicroscopie is een methode die geen doorsnede vereist en die is toegepast op het glasvocht, maar het vereist het verwijderen van een klein stukje glasvocht uit het oog, waardoor de oorspronkelijke positie en oriëntatie van het netwerk verloren gaat11. Meer recentelijk is kwantitatieve gepolariseerde lichtmicroscopie gebruikt om de gemiddelde oriëntatie van vezels over een sterk doorsnedend varkensoog in kaart te brengen, maar individuele vezels konden niet worden opgelost12. Bovendien kunnen op kleurstoffen gebaseerde etiketteringsbenaderingen (bijv. trypanblauw, picrosiriusrood, 5-(4,6-dichloortriazinyl) aminofluoresceïne) artefacten of niet-specifieke etikettering introduceren en werden daarom vermeden om het natuurlijke collageennetwerk te behouden.

We hebben de monstervoorbereidingsmethode toegepast die door Filas et al. wordt gebruikt voor onderzoek met gepolariseerde lichtmicroscopie, d.w.z. grove dissectie in een agaroseblok12, en hebben het monster in beeld gebracht met behulp van confocale reflectiemicroscopie, die nog niet eerder op het glasvocht is toegepast. Met behulp van deze methode hebben we beelden verkregen van het glasvochtachtige collageenvezelnetwerk in een gehydrateerde, bijna-fysiologische toestand. Dit biedt verschillende voordelen ten opzichte van eerdere methoden, waaronder minder artefacten in vergelijking met bevriezingsfracturen of op uitdroging gebaseerde benaderingen10,13. Dit protocol vereist een omgekeerde confocale microscoop met een onderdompelingsobjectief van ten minste 30x vergroting, een numerieke apertuur groter dan 0,9 en een werkafstand van meer dan 200 μm. We bevatten belangrijke richtlijnen voor de voorbereiding van monsters en beeldacquisitie om een duidelijke resolutie van vezels te vergemakkelijken. Door een bijna-natuurlijke toestand van de glasvochtcollageenmatrix te behouden, stelt deze benadering onderzoekers in staat om vezeloriëntatie, dichtheid en ruimtelijke verdelingsparameters kwantitatief te analyseren die waarschijnlijk cruciaal zijn voor het begrijpen van glasvochtstijfheid en de pathologische veranderingen ervan. Deze techniek is met name geschikt voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het glasvochtcollageennetwerk, de structuur ervan en de pathogenese van vitreoretinale aandoeningen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Weefselpreparatie en dissectie

OPMERKING: Dit onderzoek is uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de instelling. In onze instelling was geen goedkeuring nodig van de Institutional Animal Care and Use Committee om experimenten uit te voeren met ex vivo varkensogen.

  1. Verkrijg ex vivo varkensogen van een vleesverwerkende fabriek. Gebruik de ogen binnen 48 uur na de dood.
    OPMERKING: Hoewel het uiterlijk van het glasvocht niet verandert met een langere postmortale tijd, verslechteren het netvlies en het vaatvlies, wat leidt tot verspreiding van cellulair en gepigmenteerd vuil tijdens dissectie. Dit puin kan de beeldvorming en analyse van vezels verstoren.
  2. Verwijder overtollige spieren en bindweefsel van de bol.
  3. Plaats het voetstuk met drie tanden op de basis van een kubusvorm, zoals een extra grote siliconen ijsblokjesvorm (Figuur 1A en Figuur 2).
  4. Plaats de wereldbol op het voetstuk met drie tanden en plaats hem zo dat de limbus op de uitsteeksels rust.
  5. Maak een agarosegel van 3% door 3 g agarose voor algemeen gebruik toe te voegen aan 100 ml gedestilleerd water en de oplossing vervolgens te verwarmen totdat deze is opgelost. Zodra de oplossing is afgekoeld tot ongeveer 37 °C, giet je deze in de vorm totdat het oog is ondergedompeld in agarose.
    OPMERKING: Hierdoor wordt het oog ingebed in agarosegel om het oog te stabiliseren voor dissectie.
  6. Koel het agaroseblokje minimaal 4 uur.
    OPMERKING: Dit verhoogt de hechting van de gel aan het oog en zorgt ervoor dat het oog onbeweeglijk blijft tijdens dissectie
  7. Haal na het afkoelen het agaroseblokje uit de vorm. Verwijder vervolgens het voetstuk van de kubus (Figuur 1B).
  8. Bouw een driezijdig frame in dezelfde afmetingen als de agarosekubus met behulp van een combinatie van 1 x 8 Legoblokjes, platen en tegels (Figuur 3).
    NOTITIE: Hiermee wordt de kubus op zijn plaats gehouden en wordt het mes geleider tijdens de dissectie. De hoogte van het Lego-frame bepaalt de locatie waar het oog wordt gesneden. Dit kan worden gevisualiseerd door de semitransparante agarose gel.
  9. Plaats het afgekoelde agaroseblokje in de Legolijst. Houd een high-profile microtoom mes vast aan de stompe randen en lijn het mes uit met de bovenkant van het Lego frame. Oefen lichte neerwaartse druk uit op de bovenkant van de kubus en sleep het microtoommes voorzichtig heen en weer door de hele kubus en het ingebedde oog (Figuur 1C).
    OPMERKING: Hierdoor ontstaat een deel van het oogweefsel dat is ingebed in de agarose, dat de "oogkap" wordt genoemd.

2. Montagemonster voor beeldvorming

  1. Snijd met behulp van het microtoommes ongeveer 1 mm agarose van het gehele snijvlak van de kubus (Figuur 4A).
    OPMERKING: Hierdoor blijft er een klein deel van het oogkapje boven het snijvlak van het agaroseblokje uit
  2. Gebruik een tissuedoekje of een kleine driehoekige cellulosespons om het snijvlak van het agaroseblokje te drogen, vooral bij de rand van de oogkap.
  3. Voeg ongeveer een theelepel siliconenkit voor alle doeleinden toe aan een klein plastic boterhamzakje en snijd een gat van 3 mm in een van de onderste hoeken van de zak om een spuitzak voor de kit te maken.
  4. Breng met behulp van de spuitzak een dunne parel kit aan op het snijvlak van het agaroseblokje, langs de rand van de oogkap, zodat er een waterdichte rand rond het monster ontstaat (Figuur 4B). Dit voorkomt dat de glasvochtgel uit de oogkap lekt.
  5. Plaats een groot dekglaasje over de oogkap en druk naar beneden zodat het snijvlak van de oogkap in contact komt met het dekglaasje zonder ingesloten lucht of vloeistof (Figuur 4C). Controleer of de siliconenkraal een doorlopende afdichting vormt met het dekglaasje.
    OPMERKING: Als de siliconenkit geen doorlopende afdichting vormt, kan er glasvocht uitlekken en lucht in het monster laten. Blootstelling aan lucht zal ervoor zorgen dat het glasvocht krimpt, wat resulteert in helderdere en dichtere vezels, evenals een vloeibaar gebied zonder vezels. Als het glasvocht niet in contact komt met het dekglaasje, zal het moeilijk zijn om het af te beelden.
  6. Terwijl u het agaroseblokje vasthoudt, keert u het monster om en plaatst u het op de grote dekglaasadapter voor beeldvorming op een omgekeerde microscoop (Figuur 4D en Figuur 5).

3. Beeldacquisitie

  1. Gebruik een omgekeerde confocale microscoop die geen draaiende schijf is. Gebruik een waterobjectief (met water of oculair smeermiddel als koppeling) of olieobjectief met een numerieke opening van ten minste 0,90, een vergroting tussen 30x-60x en een werkafstand van ten minste 200 μm.
  2. Pas de instellingen van het lichtpad voor de confocale microscoop aan om reflectiebeelden te verkrijgen. In plaats van de dichroïsche spiegel die wordt gebruikt om opwindend licht om te leiden en uitgezonden licht door te laten voor fluorescentiebeeldvorming, moet u ervoor zorgen dat er een straalsplitsende spiegel is die een deel van de verlichtende laser omleidt en een deel van het gereflecteerde licht doorlaat.
    OPMERKING: Het reflectiesignaal van glasachtige collageenvezels is enigszins zwak, dus achtergrondruis kan van invloed zijn op het vermogen om vezels af te beelden. Een verbeterde signaal-ruisverhouding werd waargenomen met een golflengte van 473 nm, maar we waren in staat om de glasachtige collageenvezels in beeld te brengen met golflengten variërend van 405 nm tot 635 nm.
  3. Stel de detectiegolflengten in op de golflengte van de verlichtende laser.
  4. Om de Z-positie in het monster te oriënteren, verlaagt u het laservermogen tot de laagst mogelijke instelling en identificeert u de flits van gereflecteerd licht van het dekglaasje. Dit gebeurt aan de onderkant en de bovenkant van het dekglaasje (Figuur 6).
    OPMERKING: In de buurt van het dekglaasje is er een aanzienlijk reflecterend signaal op de achtergrond. Weg van het dekglaasje neemt het signaal van het gereflecteerde licht van de collageenvezels af.
  5. Pas de z-positie aan zodat deze zich boven de bovenkant van het dekglaasje en in het monster bevindt.
  6. Verhoog het laservermogen tot een niveau dat hoger is dan gewoonlijk wordt gebruikt voor een fluorescentietoepassing.
    OPMERKING: Er is een reflecterend ringartefact dat zich in het midden van het beeldvormingsveld bevindt. Een combinatie van inzoomen en decentreren van het beeldvormingsveld kan helpen dit artefact uit te sluiten (Figuur 7).
  7. Gebruik lijnmiddeling en verhoog de verblijftijd van pixels in de instellingen voor beeldacquisitie, wat standaardmethoden zijn voor het verhogen van de signaal-ruisverhouding in confocale microscopen.

4. Beeldanalyse van de vezelbreedte met behulp van CT-FIRE 14

  1. Installeer CT Fire volgens de instructies op deze website: https://github.com/uw-loci/curvelets/wiki/Downloads-and-Installation-(CTF).
    OPMERKING: De versies die hier werden gebruikt, waren "CT-FIRE V3.0 BetaWindows64-2018b" en de MATLAB-runtime, "MCR-2018b-win64". Beide moeten worden gedownload om de software te laten werken.
  2. Converteer de beelden naar 8-bit tif en open de 8-bit tif beelden in CT-FIRE.
  3. Zorg ervoor dat de software is ingesteld op CT-Fire in de rechterbovenhoek en selecteer vervolgens Uitvoeren.
  4. CT-FIRE uploadt de resultaten van de analyse automatisch naar een map met de naam "ctfireout" in dezelfde map als de originele afbeelding. Onderzoek de kwaliteit van de extractie door het bestand dat begint met de naam "OL_ctFIRE" te vergelijken met de originele afbeelding. Om dit protocol te volgen, gebruikt u de volgende standaardinstellingen voor beeldsegmentatie (d.w.z. het identificeren van vezels): thresh_im2: 5; s_xlinkbox: 8; thresh_ext: 70; thresh_dang_L: 15; thresh_short_L: 15; s_fiberdir: 4; thresh_linkd: 15; thresh_linka: -150; thresh_flen: 15
    1. Als vezels niet nauwkeurig worden geïdentificeerd, past u de parameters aan door op de knop Bijwerken te klikken onder het gedeelte met parameters in de rechterbovenhoek.
      OPMERKING: Richtlijnen voor het aanpassen van de parameters zijn te vinden op pagina 20 in sectie "3 Opmerkingen" van de CT-FIRE-handleiding, die zich in de CTFIRE-toepassingsmap bevindt. Aanvullende tips zijn te vinden in het artikel van Liu et al. in paragraaf 3.5.215.
  5. Pas desgewenst de uitvoerinstellingen aan om de vezels te beperken die op de uitvoerafbeeldingen verschijnen. Gebruik de volgende standaardinstellingen om dit protocol te volgen: Minimale vezellengte [pixels]: 30; Afbeelding Res. [dpi]: 300; Vezellijnbreedte [0-2]: 0,5; Maximale vezelbreedte [pixels]: 15
  6. Om de breedte-eenheden van pixel naar μm te converteren, opent u de originele afbeelding in Fiji. Gebruik de afmetingen van de afbeelding die in pixels en μm in de linkerbovenhoek van het venster wordt weergegeven om een verhouding te berekenen.

5. Beeldanalyse van vezeldichtheid, kromming, uitlijning, lacunariteit, hyphalgroei-eenheid en fractale dimensie met behulp van TWOMBLI16

  1. Download TWOMBLI van https://github.com/wershofe/TWOMBLI.
  2. Volg de instructies in het bestand: TwombliDocumentation onder "Installatie en afhankelijkheden".
  3. Open de map TWOMBLI_v1/programma's en vervang AnamorfProperties.xml bestand door AnamorfPropertiesEH.xml bestand (aanvullend bestand 1).
  4. Vervang in de map TWOMBLI_v1/programma's Twombli_v1.ijm bestand door Twombli_v2.ijm bestand (Aanvullend Bestand 2).
  5. Maak een map met lege mappen erin met de naam 'test HDM', 'testmaskers', 'HDM' en 'maskers'.
  6. Converteer de afbeeldingen naar 8-bit tif.
  7. Plaats 3-5 afbeeldingen in een map "testsetinvoer".
  8. Plaats alle te analyseren afbeeldingen in één map zonder submappen met de naam "geschikt".
  9. Klik in Fiji op Plug-ins | Macro's | Looppas | kies Twombli_v2.ijm in twombli/Programma's.
  10. Volg de aanwijzingen om TWOMBLI uit te voeren. Gebruik de volgende parameters om dit protocol te volgen: Contrastverzadiging, 0,35; Min Lijn Breedte, 3; Maximale lijnbreedte, 3; Min kromming raam, 40; Max kromming raam, 40; Minimale taklengte, 10; Maximaal beeldscherm HDM, 100; Minimale spleetdiameter, 0
    OPMERKING: De parameters voor de afbeeldingen moeten mogelijk worden aangepast. De software begeleidt de gebruiker bij het kiezen van de parameters en aanvullende instructies zijn te vinden in het bestand TwombliDocumentation.docx, dat bij het programma is geleverd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Eén oog van elk van de drie jongvolwassen varkens (een vrouwtje van 4 maanden, een mannetje van 5 maanden en een vrouwtje van 6 maanden) werd in beeld gebracht nadat het oog in een axiaal vlak door de inferieure limbus was doorgesneden. Zes beeldvormingslocaties werden verkregen in het X-Y doorsnedevlak, op een afstand van 4 mm van elkaar. Op elke beeldvormingslocatie werd een aaneengesloten raster van 4 x 4 van 70 μm x 70 μm beelden verkregen (Figuur 8). Vo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Eerdere glasvochtbeeldvormingsmethoden vertoonden artefactische vezelaggregatie13, verlies van vezelorganisatie, oriëntatie en locatie17, of vertrouwden op een veel hogere resolutie met een kleiner gezichtsveld, waardoor de inzichten in de vezeldistributie werden beperkt10. Confocale reflectiemicroscopie van ex vivo, grof doorsneden vers weefsel levert beelden op micronschaal van glasachtige collageenvezels met behou...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs rapporteren geen relevante belangenconflicten.

Dankbetuigingen

Nationale Instituten voor Gezondheid Core Grant EY014800; Onbeperkte subsidie van Research to Prevent Blindness, New York, NY, aan de afdeling Oogheelkunde en Visuele Wetenschappen, Universiteit van Utah; NIH NEI K08 EY034549; Stichting Primair Kinderziekenhuis; E. Matilda Ziegler Stichting; We danken Drs. Guillaume L. Hoareau en M. Austin Johnson voor varkensogen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Agarose IVWR0710-500G
All-purpose silicone 1 caulk, clearGE2795576
Cellulose sponge (Weck-Cel Eye Spear)Beaver -Visitec000865
Custom 3 prong pedestal NANA
Custom adapter for mounting large coverslip glassNANA
Large coverslip glass, 1.42” x  2.36” no.1Ted Pella260460-100
Lego (classic baseplate, 1 x 8 tiles, 1 x 8 bricks, 1 x 6 plate)Lego11023, 3008, 3666, 4162
Microtome blades (high profile) Lieca Biosystems14035838926
Olympus UPlanSApo 30x silicone objectiveOlympusUPLSAPO30XS
Silicone large ice cube tray (Samuelworld)Amazon713243280060
Tissue wipes (Kimwipes) Kimberly Clark34120

Referenties

  1. Sebag, J. Vitreous and vision degrading myodesopsia. Prog Retin Eye Res. 79, 100847(2020).
  2. Phillips, J. D., Hwang, E. S., Morgan, D. J., Creveling, C. J., Coats, B. Structure and mechanics of the vitreoretinal interface. J Mech Behav Biomed Mater. 134, 105399(2022).
  3. Seider, M. I., Conell, C., Melles, R. B. Complications of acute posterior vitreous detachment. Ophthalmology. 129 (1), 67-72 (2022).
  4. Ketkar, M., et al. Vitreomacular traction - a review. Eye. 39 (4), 710-717 (2025).
  5. Filas, B. A., Zhang, Q., Okamoto, R. J., Shui, Y. -B., Beebe, D. C. Enzymatic degradation identifies components responsible for the structural properties of the vitreous body. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (1), 55(2014).
  6. Taufalele, P. V., VanderBurgh, J. A., Muñoz, A., Zanotelli, M. R., Reinhart-King, C. A. Fiber alignment drives changes in architectural and mechanical features in collagen matrices. PLoS One. 14 (5), e0216537(2019).
  7. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Prog Retin Eye Res. 19 (3), 323-344 (2000).
  8. Los, L. I., van Luyn, M. J. A., Nieuwenhuis, P. Organization of the rabbit vitreous body: Lamellae, Cloquet's channel and a novel structure, the 'Alae canalis Cloqueti'. Exp Eye Res. 69 (3), 343-350 (1999).
  9. Voytik-Harbin, S. L., Brightman, A. O., Waisner, B. Z., Robinson, J. P., Lamar, C. H. Small intestinal submucosa: A tissue-derived extracellular matrix that promotes tissue-specific growth and differentiation of cells in vitro. Tissue Eng. 4 (2), 157-174 (1998).
  10. Bos, K. J., et al. Collagen fibril organisation in mammalian vitreous by freeze etch/rotary shadowing electron microscopy. Micron. 32 (3), 301-306 (2001).
  11. Bembridge, B. A., Crawford, G. N. C., Pirie, A. Phase-contrast microscopy of the animal vitreous body. Br J Ophthalmol. 36 (3), 131-142 (1952).
  12. Filas, B. A., et al. Quantitative imaging of enzymatic vitreolysis-induced fiber remodeling. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (12), 8626-8637 (2014).
  13. Los, L. I. The rabbit as an animal model for post-natal vitreous matrix differentiation and degeneration. Eye. 22 (10), 1223-1232 (2008).
  14. Bredfeldt, J. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers from second-harmonic generation images of breast cancer. J Biomed Opt. 19 (1), 016007(2014).
  15. Liu, Y., Keikhosravi, A., Mehta, G. S., Drifka, C. R., Eliceiri, K. W. Methods for quantifying fibrillar collagen alignment. Methods Mol Biol. 1627, 429-451 (2017).
  16. Wershof, E., et al. A FIJI macro for quantifying pattern in extracellular matrix. Life Sci Alliance. 4 (3), e202000880(2021).
  17. François, J., Victoria-Troncoso, V., Albarran, E. The histochemical structure of the vitreous fibers studied by phase-contrast microscopy. Am J Ophthalmol. 69 (5), 763-773 (1970).
  18. Hwang, E. S., Morgan, D. J., Sun, J., Hartnett, M. E., Toussaint, K. C., Coats, B. Confocal reflectance microscopy for mapping collagen fiber organization in the vitreous gel of the eye. Biomed Opt Express. 14 (2), 932(2023).
  19. Harris, J. R. Visualizing in vitro type I collagen fibrillogenesis by transmission electron microscopy. Methods Mol Biol. 1627, 367-383 (2017).
  20. Arevalo, R. C., Urbach, J. S., Blair, D. L. Size-dependent rheology of type I collagen networks. Biophys J. 99 (8), L65-L67 (2010).
  21. Raub, C. B., et al. Noninvasive assessment of collagen gel microstructure and mechanics using multiphoton microscopy. Biophys J. 92 (6), 2212-2222 (2007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Glasachtig collageennetwerkdissectie van varkensoogbeeldvorming van glasachtig gelorganisatie van collageenvezelsomgekeerde microscoopagarose-inbeddingretina-loslatinganalyse van het vezelnetwerkgelstijfheid
Varkensogen voorbereiden op confocale reflectiemicroscopie om het glasvochtvezelnetwerk van collageen te visualiseren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.