Methodenartikel

Een op een loopband gebaseerd muismodel voor het onderzoeken van opvliegers met continue monitoring van de huidtemperatuur

DOI:

10.3791/68922

⸱

14 oktober 2025

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Fudan University, 2Department of Endocrinology, Jinshan Hospital, Fudan University, 3Institutes of Biomedical Sciences, School of Life Sciences, Inner Mongolia University, 4Department of Endocrinology and Metabolism, Zhongshan Hospital, Human Phenome Institute, Fudan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie stelt een muismodel van opvliegers in de menopauze vast door ovariëctomie te combineren met door inspanning geïnduceerde thermogenese en continue monitoring van de huidtemperatuur van de staarthuid met hoge resolutie.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opvliegers tasten de kwaliteit van leven van vrouwen in de menopauze aanzienlijk aan, maar de onderliggende neurale mechanismen en effectieve therapieën blijven slecht begrepen. Een grote uitdaging op dit gebied was het gebrek aan betrouwbare diermodellen en niet-invasieve methoden voor continue monitoring van de huidtemperatuur. Hier werd een muismodel ontwikkeld dat ovariëctomie combineert met door inspanning geïnduceerde thermogenese om opvliegers te bestuderen. Met behulp van een telemetrische logger die was vastgezet met een 3D-geprinte staarthuls, werd de huidtemperatuur van de staart continu gecontroleerd in een stressvrije toestand. Bovendien boden infraroodcamera's een aanvullende methode om de warmteproductie en -afvoer te monitoren, waardoor een uitgebreidere beoordeling van de lichaamstemperatuur mogelijk was. Met behulp van dit model werden ovariëctomische muizen gevonden die een hogere huidtemperatuurstijging en een lagere kernlichaamstemperatuur vertoonden, waardoor het opvliegerfenotype dat tijdens de menopauze werd waargenomen, effectief werd nagebootst. Deze benadering stelt een nauwkeurig model vast voor het monitoren van opvliegers en zal waardevol zijn voor onderzoekers op het gebied van thermoregulatie, neurowetenschappen en klinische menopauzestudies.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opvliegers behoren tot de meest voorkomende en storende symptomen van de menopauze en verminderen de kwaliteitvan leven aanzienlijk. Deze episodes worden gekenmerkt door een plotselinge stijging van de huidtemperatuur, gevolgd door een voorbijgaande daling van de kerntemperatuur van het lichaam2, vaak vergezeld van een verhoogde hartslag, angst en duizeligheid3. Ondanks hun diepgaande impact blijven effectieve behandelingen beperkt4, wat de noodzaak onderstreept van een dieper begrip van hun onderliggende mechanismen.

Een cruciale stap bij het bestuderen van opvliegers is de ontwikkeling van betrouwbare diermodellen die thermoregulerende disfunctie nauwkeurig nabootsen. Momenteel omvat de primaire benadering ovariëctomie (OVX), die veranderde huid- en kernlichaamstemperaturen induceert5. Deze veranderingen zijn echter vaak inconsistent, omdat ze kunnen worden verstoord door stress of schommelingen in de omgevingstemperatuur6. Bovendien blijft het vastleggen van sporadische opvliegersachtige gebeurtenissen een uitdaging. Alternatieve methoden maken gebruik van farmacologische middelen (bijv. senktide, capsaïcine, tamoxifen of naloxon) om acute cutane vasodilatatie bij knaagdieren op gang te brengen 7,8,9. Hoewel deze verbindingen snelle, meetbare temperatuurstijgingen van de huid veroorzaken, bemoeilijken hun invasieve toediening en dosisafhankelijke effecten de interpretatie van thermoregulerende reacties. Bovendien blijft het onduidelijk of door geneesmiddelen geïnduceerde vasodilatatie de fysiologische omstandigheden van natuurlijke opvliegers volledig recapituleert. Er is dus dringend behoefte aan een verfijnder en betrouwbaarder diermodel.

Lichaamsbeweging is een bekende modulator van de lichaamstemperatuur en is in verband gebracht met opvliegerinductie bij mensen10. Sommige studies hebben gebruik gemaakt van gedwongen lichaamsbeweging bij muizen om warmteafvoerpatronen na te bootsen die lijken op opvliegers 11,12,13. Hoewel deze benadering een niet-invasieve manier biedt om temperatuurschommelingen uit te lokken, is het monitoren van de huidtemperatuur bij actieve muizen, met name via infraroodthermografie, technisch uitdagend. Bovendien vereist een uitgebreide beoordeling van opvliegerachtige symptomen een continue, langdurige registratie van zowel de staart (huid) als de kerntemperatuur van het lichaam.

Om deze beperkingen te overwinnen, werd een geoptimaliseerd muismodel ontwikkeld dat ovariëctomie combineert met door een loopband geïnduceerde lichaamsbeweging om op betrouwbare wijze opvliegerachtige thermoregulerende reacties op te roepen. In het experiment werden C57BL/6J-muizen van 8-10 weken gehuisvest onder standaardomstandigheden (12:12 licht-donkercyclus, 22 °C ±1 °C, 50% ± 10% luchtvochtigheid). Bovendien is een telemetrische temperatuurlogger die is bevestigd door een 3D-geprinte staarthuls ontworpen om stressvrije, continue staarttemperatuurbewaking bij vrij bewegende muizen mogelijk te maken. Infraroodthermografie werd ook gebruikt om aanvullende gegevens te verstrekken over warmteproductie en -afvoer. Dit model zal dienen als een waardevol hulpmiddel voor het onderzoeken van de mechanismen van opvliegers en het evalueren van mogelijke therapeutische interventies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze methoden zijn ontworpen voor muismodellen. Muizenstudies zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van Fudan University (2021JS0040). Voorafgaand aan de implementatie van het protocol werden de dieren gehuisvest volgens de Leidraad voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. In deze studie werden 8 tot 10 weken oude vrouwelijke C57BL/6J-muizen, met een gewicht van 20-23 g, gehuisvest onder standaardomstandigheden (12:12 uur licht-donkercyclus, 22 °C ± 1 °C, 50% ± 10% luchtvochtigheid). De details van de gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Experimentele voorbereiding

  1. Bereid tien vrouwelijke muizen van 8-10 weken oud die onder standaardomstandigheden (12:12 licht-donkercyclus, 22 °C ±1 °C, 50% ± 10% luchtvochtigheid) worden gehuisvest met ad libitum voedsel en water.
  2. Wijs muizen willekeurig toe aan OVX- en schijngroepen (n = 5/groep). Gegroepeerd huis om te helpen bij de synchronisatie van oestrische cycli.
  3. Instelling van het loopbandprotocol
    1. Open de besturingssoftware van de loopband "TSE TreadMill (USB) 5.1.7_2" op de aangesloten computer (aanvullende afbeelding 1).
    2. Initialiseer een nieuw experimenteel bestand door Bestand > Een nieuw bestand initialiseren te selecteren in de menubalk.
    3. Programmeer het lopende protocol:
      1. Stel het eerste segment in: acceleratie van 0-20 s van 0-0,17 m/s.
      2. Stel het tweede segment in: 20-150 s constante snelheid bij 0,17 m/s.
      3. Stel het derde segment in: 150-170 s acceleratie van 0,17-0,25 m/s.
      4. Stel het laatste segment in: 170-600 s constante snelheid bij 0,25 m/s10,12.
        OPMERKING: Gebruik geen elektrische stimulatie in dit experiment om extra stress te voorkomen.

2. Bewaking van de oestruscyclus

  1. Smeer vaginale uitstrijkjes op een kleurglaasje dagelijks op hetzelfde tijdstip gedurende 8 opeenvolgende dagen door met een pipet te spoelen met 100 μL steriel PBS.
  2. Droog monsters aan de lucht op objectglaasjes gedurende 24 uur in een zuurkast.
  3. Dompel de monsters kort onder in 100% methanol bij kamertemperatuur.
    LET OP: Methanol is giftig bij inademing, inslikken of huidcontact. Gebruik in een goed geventileerde zuurkast, draag nitrilhandschoenen en vermijd vonken/vlammen.
  4. Verdun de commerciële 20× Giemsa-kleurstof tot 1× met PBS.
  5. Vlek de methanol vaste objectglaasjes met 1× Giemsa in het donker gedurende 1-2 uur.
  6. Onderzoek de vaginale cytologie om de oestrische stadia te bepalen op basis van deze onderzoeken14,15.
  7. Ga door met experimenten wanneer de muizen in pro-oestrus zijn (Figuur 2B).
    OPMERKING: Behandel muizen voorzichtig om door stress veroorzaakte cyclusverstoring te voorkomen. Vermijd het diep inbrengen van pipetpunten om schijnzwangerschap te voorkomen.

3. Ovariëctomie operatie

  1. Noteer het gewicht van de muizen en verdoof de muizen met isofluraan. Gebruik een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur van het dier tijdens de operatie op peil te houden.
  2. Scheer het haar op het dorsolaterale gebied bilateraal voor de achterpoten en desinfecteer afwisselend 3 keer met 70% ethanol en jodium.
  3. Maak een 1 cm lange paravertebrale incisie op de huid en gebruik een instrument met stompe punt om de huid te scheiden van het onderliggende spierweefsel. Maak vervolgens de incisie in de spierwand. Leg de vetkussentjes van de eierstokken bloot met wattenstaafjes.
  4. Ligaat eierstokbloedvaten met hechtingen. Accijnzen eierstokken met chirurgische schaar16.
  5. Sluit de incisie in lagen, spieren en huid met niet-resorbeerbare hechtingen. Reinig de huid rond de operatieplaats voorzichtig met een zoutoplossing om opgedroogd bloed of achtergebleven antiseptische scrub te verwijderen.
  6. Snijd voor schijncontroles een stuk van het vetkussen af zonder de eierstokken aan te raken.
  7. Bewaak de gezondheid van muizen dagelijks gedurende 7 dagen na de operatie.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat de muizen tijdens het anesthesieproces op een verwarmingskussen bij ongeveer 35 °C worden gehouden.

4. Implantatie van de kerntemperatuurlogger

  1. Programmering en initialisatie van de logger (aanvullende figuur 2).
    1. Plaats de temperatuurlogger verticaal in het dockingstation.
    2. Klik op Recorder > Connect in de menubalk van de software.
    3. Selecteer > nieuwe meetseq. Def. bewerken in de menubalk.
    4. Kies Meerdere opname-intervallen uit de opties voor de opnamemodus.
    5. Parameters instellen: Startdatum: [JJJJ-MM-DD UU:MM], Einddatum: [JJJJ-MM-DD UU:MM], Opname-interval: 5 min.
    6. Voeg de intervalinstelling toe aan de reeks.
    7. Klik op recorder > start een nieuwe meetreeks.
  2. Onder narcose de huid van de buik scheren en ontsmetten.
    OPMERKING: Deze implantatieprocedure met een buiktemperatuurlogger kan samen met een OVX-operatie worden uitgevoerd om meerdere operaties te voorkomen.
  3. Maak een incisie in de middellijn van de huid van 2 cm ongeveer 1 cm onder het middenrif.
  4. Verleng de incisie langs de linea alba om de peritoneale holte te openen.
  5. Steek de kerntemperatuurlogger voorzichtig in de buikholte langs het sagittale vlak.
    OPMERKING: De juiste plaatsing is van cruciaal belang voor nauwkeurige temperatuurmetingen. Vermijd oppervlakkige plaatsing in de buurt van de huid, aangezien de omgevingstemperatuur de metingen kan verstoren.
  6. Hecht de incisie in de buik met behulp van 5-0 niet-resorbeerbare hechtingen.
  7. Desinfecteer de buik met jodiumoplossing.
    OPMERKING: Houd het dier nauwlettend in de gaten tijdens het herstel. Zorg voor een warme omgeving met behulp van een verwarmingskussen totdat de muizen volledig wakker zijn.

5. Op de staart gemonteerde temperatuurlogger

  1. Programmering en initialisatie van de logger (zie stap 4.1 procedure, wijzig het opname-interval naar 2 min).
  2. Reinig de staart met een ethanolveeg. Desinfecteer de 3D-sleeve met 70% ethanol en bevestig de temperatuurlogger in de sleeve.
  3. Breng snel uithardende lijm aan op de sleeve. Plaats de logger op 1 cm van de staartbasis (Figuur 1A). Zorg ervoor dat het detectievlak van de logger in nauw contact staat met de huid. Zorg ervoor dat de logger aan de ventrale zijde van de staart is bevestigd om de bewegingsbelasting te minimaliseren.
  4. Houd het 2 minuten met druk op zijn plaats. Gebruik indien nodig een korte verdoving voor een nauwkeurige plaatsing.
    OPMERKING: Controleer dagelijks op zwelling van de staart of loslating van de houthakker na plaatsing. Een goed bevestigd apparaat kan minstens 3 dagen goed blijven zitten.

6. Hardlopen op de loopband en gegevensverzameling

  1. Acclimatiseer muizen aan de loopband tijdens de lichtfase gedurende 3 dagen met behulp van het protocol in stap 1.3.
    1. Plaats de muizen afzonderlijk op de stilstaande loopbandband. Reken op 10 minuten voor verkenning en gewenning van het milieu.
    2. Voer het protocol uit:
      1. Klik op de knop Meten . Klik op Start om de loopband te initialiseren.
      2. Selecteer Profiel starten om het geprogrammeerde uitvoeringsprotocol te starten.
  2. Bevestig de staarttemperatuurlogger 24 uur voor de experimenten voor een goede gewenning (zie stap 5).
  3. Loopband die op de lichte fase van de experimentele dag loopt:
    1. Registreer de basistemperatuur gedurende 30 s met behulp van een infraroodcamera 10 minuten voor de training. De kerntemperatuur wordt gelijktijdig geregistreerd met behulp van de geïmplanteerde buiktemperatuurlogger.
    2. Laat muizen op de loopband lopen volgens het protocol in stap 1.3.
      NOTITIE: Zorg ervoor dat de muizen 600 s continu draaien. Als muizen stoppen met rennen, moedig dan voorzichtig aan om verder te bewegen met behulp van een haarborstel.
    3. Breng de muizen na het hardlopen op de loopband over naar schone kooien. Meet de staarttemperatuur via infraroodthermografie op 0 min, 5 min, 10 min en 15 min na de training.

7. Gegevensanalyse

  1. Voor infrarood- en kerntemperatuurgegevens:
    1. Bereken de basislijn als de gemiddelde temperatuur vóór de training.
    2. Zet ΔT (temperatuur-basislijn na de training) uit voor elk tijdstip.
  2. Voor gegevens van de staarttemperatuurlogger:
    1. Gebruik het gemiddelde van 10 minuten vóór de training als basislijn.
    2. Bereken ΔT met tussenpozen van 2 minuten gedurende 15 minuten na de training.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ontwikkeling van een betrouwbaar thermoregulerend bewakingssysteem

Om een betrouwbaar model op te stellen voor het meten van de kern- en huidtemperatuur, werd een op maat gemaakte 3D-geprinte staarthuls ontworpen om een temperatuurlogger stevig op 1 cm van de basis van de staart te bevestigen (Figuur 1A), waardoor een continue en nauwkeurige meting ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie stelt een praktisch en kwantitatief muismodel vast voor het onderzoeken van opvliegers in de menopauze, waarbij een kritieke leemte in het veld wordt aangepakt. De integratie van ovariëctomie met door inspanning geïnduceerde thermogenese recapituleert met succes de kernkenmerken van opvliegers bij de mens, namelijk een snelle stijging van de huidtemperatuur van de staart gevolgd door een daling van de kerntemperatuur van het lichaam18. Dit model combin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen de lableden bedanken voor hun hulp bij dit manuscript. Dit werk werd ondersteund door fondsen van de National Natural Science Foundation of China 32171144 en het Noncommunicable Chronic Diseases-National Science and Technology Major Project (2024ZD0530300).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Dierdier implanteerbare temperatuurloggerStar-OddiDST nano-T
C57BL/6J muizenGemPharmatechN000013
Giemsa-kleuringsoplossingBeyotimeC0133
Infrarode thermische beelden VarioCAMVC HD hoofd 980
LoopbandsystemenTSELoopband_6M

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stearns, V., et al. Hot flushes. Lancet. 360 (9348), 1851-1861 (2002).
  2. Gombert-Labedens, M., Kristine, V., Andrea, F., Maloney, S. K., Baker, F. C. Effects of menopause on temperature regulation. Temperature. 12 (2), 92-132 (2025).
  3. Kronenberg, F. Menopausal hot flashes: A review of physiology and biosociocultural perspective on methods of assessment. J Nutr. 140 (7), 1380S-1385S (2010).
  4. Koysombat, K., Mcgown, P., Nyunt, S., Abbara, A., Dhillo, W. S. New advances in menopause symptom management. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 38 (1), 101774(2024).
  5. Kobayashi, T., et al. Elevation of tail skin temperature in ovariectomized rats in relation to menopausal hot flushes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 278 (4), R863-R869 (2000).
  6. Krajewski-Hall, S. J., Blackmore, E. M., Mcminn, J. R., Rance, N. E. Estradiol alters body temperature regulation in the female mouse. Temperature (Austin). 5 (1), 56-69 (2018).
  7. Krull, A. A., Larsen, S. A., Clifton, D. K., Neal-Perry, G., Steiner, R. A. A comprehensive method to quantify adaptations by male and female mice with hot flashes induced by the neurokinin B receptor agonist senktide. Endocrinology. 158 (10), 3259-3268 (2017).
  8. Merchenthaler, I., et al. The effect of estrogens and antiestrogens in a rat model for hot flush. Maturitas. 30 (3), 307-316 (1998).
  9. Zhang, Z., et al. Estrogen receptor alpha in the brain mediates tamoxifen-induced changes in physiology in mice. Elife. 10, e63333(2021).
  10. Witkowski, S., et al. Acute increases in physical activity and temperature are associated with hot flash experience in midlife women. Menopause. 31 (7), 600-607 (2024).
  11. Ban, Y. -H., et al. A hop extract Lifenol improves postmenopausal overweight, osteoporosis, and hot flash in ovariectomized rats. Evid Based Complement Alternat Med. 2018 (1), 2929107(2018).
  12. Shuto, H., et al. Forced exercise-induced flushing of tail skin in ovariectomized mice, as a new experimental model of menopausal hot flushes. J Pharmacol Sci. 98 (3), 323-326 (2005).
  13. Wilhelms, D. B., et al. CGRP is critical for hot flushes in ovariectomized mice. Front Pharmacol. 9, 1452(2018).
  14. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  15. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 43 (6), 776-793 (2015).
  16. Rowe, A. A., Issioui, Y., Johnny, B., Wert, K. J. Murine orchiectomy and ovariectomy to reduce sex hormone production. J Vis Exp. (201), e64379(2023).
  17. Goldman, J. M., Murr, A. S., Cooper, R. L. The rodent estrous cycle: Characterization of vaginal cytology and its utility in toxicological studies. Birth Defects Res B Dev Reprod Toxicol. 80 (2), 84-97 (2007).
  18. Freedman, R. R. Physiology of hot flashes. Am J Hum Biol. 13 (4), 453-464 (2001).
  19. Zhang, Z., et al. Estrogen-sensitive medial preoptic area neurons coordinate torpor in mice. Nat Commun. 11 (1), 6378(2020).
  20. Ekambaram, G., Sampath Kumar, S. K., Joseph, L. D. Comparative study on the estimation of estrous cycle in mice by visual and vaginal lavage method. J Clin Diagn Res. 11 (1), Ac05-Ac07 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Model voor opvliegersovariectomische muizenthermoregulatieloopbandtrainingtelemetrische loggerinfraroodcameramenopauze onderzoekkerntemperatuur

Gerelateerde artikelen