Onderzoeksartikel

Beoordeling van van afval afgeleide biochars op de gezondheid en biologische activiteit van de bodem

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/68994

⸱

10 oktober 2025

 ,  , 
1Department of Applied Ecology, Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague

In dit artikel

Samenvatting

Hier evalueren we de effecten van van afval afgeleide biochars van koffiedik, afgewerkte hop, sparrenhout en sigarettenpeuken op de gezondheid van de bodem, waarbij we microbiële activiteit, plantengroei en mogelijke ecotoxiciteit van ongewervelde dieren beoordelen.

Samenvatting

Biochar is het product dat wordt verkregen door biomassa te verwarmen door middel van pyrolyse bij hoge temperaturen en is naar voren gekomen als een veel voorkomende bodemverbeteraar op basis van zijn potentieel om bodemeigenschappen zoals waterretentie, pH en beschikbaarheid van voedingsstoffen te verbeteren. Biochar bereid uit bepaalde afvalstoffen kan echter negatieve ecotoxicologische effecten hebben op bodembiota. Het algemene doel van deze studie was het evalueren van de impact van geselecteerde biochars afgeleid van koffiedik, afgewerkte hop, sparrenhout en sigarettenpeuken op de gezondheid van de bodem, met de nadruk op microbiële activiteit, plantengroei en potentiële ecotoxiciteit. Biochar-gemodificeerde bodems werden in totaal 15 dagen geïncubeerd en er werd een reeks tests uitgevoerd, waaronder dehydrogenase-activiteit, bacteriële kwantificering, een fytotoxiciteitsbioassay met zaden van Sinapis alba en een ecotoxiciteitstest met Enchytraeus albidus. Biochar-wijzigingen kunnen de pH van de bodem veranderen en het vasthouden van water beïnvloeden. Biochar van sigarettenpeuken vertoonde de hoogste stimulatie van bacteriekolonies, met tellingen tot 1,00 × 106 CFU/ml vergeleken met 8,47 × 10,44 CFU/ml over controlereplicaten, terwijl biochar van koffiedik de dehydrogenase-activiteit verbeterde (3,53 × 10-3 mU/g), wat een hogere microbiële metabolische capaciteit impliceert. Fytotoxiciteitstests gaven aan dat de plantengroei werd versterkt door hop (162,96%) en biochars van sparrenhout (206,66%), terwijl hogere doseringen van biochar van sigarettenpeuk de groei van zaailingen onderdrukten (remming van 62,36%). De ecotoxiciteitstest met Enchytraeus albidus gaf aan dat alle biochars een nadelig effect hadden, behalve de biochar van de sigarettenpeuk (33% stimulatie). De bevindingen van deze studie benadrukken dat het effect van biochar op de gezondheid van de bodem bronafhankelijk is, met belangrijke implicaties voor het bodembeheer. De studie onthult de noodzaak van aanpassingen van de biochar-toepassing op basis van concentratie en type om de voordelen te maximaliseren en tegelijkertijd potentiële gevaren voor bodemsystemen te minimaliseren.

Inleiding

In de afgelopen jaren is biochar naar voren gekomen als een multifunctionele en milieuvriendelijke bodemverbeteraar die wordt toegepast in de landbouw1, en als een middel om de opwarming van de aarde te beperken2. Terwijl de wereld worstelt met landdegradatie, verminderde gewasproductiviteit en verhoogde koolstofemissies, biochar is naar voren gekomen als een groen alternatief voor conventionele meststoffen3 en koolstofvastlegging nadert4. In tegenstelling tot synthetische meststoffen, biochar verhoogt inherent de bodemvruchtbaarheid5, vermindert het verlies van voedingsstoffen6 en verhoogt het de waterretentie7, waardoor het zeer nuttig is in regio's met aangetaste of weinig vruchtbare bodems. Bovendien verbetert biochar de microbiële functie door een stabiele habitat en koolstofbron te bieden voor nuttige bodemmicro-organismen, die belangrijk zijn voor de afbraak van organisch materiaal en de kringloop van voedingsstoffen8.

Afgezien van de landbouw, biochar dient ook als een groene oplossing voor afvalverwerking, aangezien het biomassaresiduen zoals landbouwresiduen, bosresten en voedselafval omzet in koolstofmateriaal op lange termijn9. Dit beperkt niet alleen de ophoping van afval, maar compenseert ook broeikasgassen door de afvang van koolstof, die anders zou ontsnappen als kooldioxide (CO2) of methaan (CH4). Vergeleken met andere mechanismen voor koolstofvastlegging, biochar biedt een geïntegreerde bodemstrategie voor de lange termijn die atmosferische CO2 vermindert en gezonde bodems en hoge opbrengsten ondersteunt10.

Ondanks de erkende voordelen - zoals verbetering van de bodemvruchtbaarheid, waterhoudend vermogen en microbiële stimulerende eigenschappen - zijn er aanhoudende zorgen over mogelijke ecotoxicologische effecten op de bodembiota11. Hoewel biochar over het algemeen positief is voor microbiële activiteit en diversiteit, kunnen bepaalde grondstoffen of verwerkingsomstandigheden giftige verbindingen produceren die schadelijk zijn voor bodemmicro-organismen en hun ecologische functie12.

Om de potentiële risico's van biochars te beoordelen, zijn ecotoxicologische evaluaties noodzakelijk. Bacteriën (afbrekers), planten (producenten) en ongewervelde dieren (consumenten) behoren tot de taxonomische groepen die worden gebruikt in onderzoek naar ecotoxiciteit van bodem en sediment. Deze taxa vertegenwoordigen zowel terrestrische als aquatische milieus13.

De complementaire functie van Enchytraeïden met regenwormen in het functioneren van het bodemecosysteem is de basis voor de ontwikkeling van bioassays voor deze organismen. In bioassays dienen enchytraeïden als terrestrische biologische modellen om de effecten te onderzoeken van chemicaliën zoals pesticiden (bijv. dimethoaat, atrazine, carbendazim) en sporenmetalen (bijv. lood, zink, koper, cadmium)14.

Naast op organismen gebaseerde assays is microbiële enzymactiviteit een andere manier om de gezondheid van de bodem te beoordelen. De activiteit van bodemdehydrogenase is een indicator van microbiële oxidatieve activiteit15. Dehydrogenasetesten in bodem-biochar-mengsels zijn effectief voor het kwantificeren van microbiële activiteit en de algehele gezondheid van de bodem. Aangezien dehydrogenase-enzymen betrokken zijn bij microbiële ademhaling, weerspiegelt hun activiteit hoe biologisch actief de bodem is. Dit is handig voor het beoordelen van de bodemkwaliteit, vruchtbaarheid en het effect van biochar op microben. De test meet de reductie van trifenyltetrazoliumchloride (TTC) tot trifenylformazan (TPF), die spectrofotometrisch wordt bepaald. Een hogere TPF-productie is een indicator van een hogere microbiële activiteit.

We verwachten dat biochars geproduceerd uit verschillende grondstoffen onderscheidende effecten zullen hebben op de gezondheid van de bodem. Deze effecten zijn afhankelijk van hun chemische en fysische kenmerken, die de fysisch-chemische parameters van de bodem kunnen veranderen en zo de microbiële activiteit, plantengroei en toxiciteit van bodemorganismen kunnen beïnvloeden.

In deze studie evalueren we de effecten van van afval afgeleide biochars op meerdere bodemgezondheidsstatistieken, waaronder pH, microbiële activiteit, plantengroei en overleving van ongewervelde dieren (Figuur 1). Drie concentraties (1%, 5%, 10% w/w) van vier verschillende van afval afgeleide biochars werden gemengd met tuingrond en beoordeeld op de bovengenoemde effecten. Het vochtgehalte, de pH en de selectie van testorganismen werden zorgvuldig gecontroleerd om de ecologische relevantie van het onderzoek te waarborgen.

Protocol

1. Biochar voorbereiding

OPMERKING: Zie de Materiaaltabel voor details over de biochars die hier als testmateriaal worden gebruikt. Pyrolyse-omstandigheden, elementaire samenstelling en proximale analysegegevens werden verstrekt door de producenten (tabel 1).

LET OP: Voer pyrolyse altijd uit in een laboratorium dat goed geventileerd is met een goed uitlaat- of rooksysteem. Draag hittebestendige handschoenen, laboratoriumjas, veiligheidsbril en draag indien nodig een gelaatsscherm.

Tabel 1: Basiskenmerken van de geteste biochars. Klik hier om deze tabel te downloaden.

2. Chemische karakterisering van biochar

  1. Analyseer de elementaire samenstelling van alle biochars (gedaan met behulp van inductief gekoppelde plasma-atoomemissiespectroscopie (ICP OES) of inductief gekoppelde plasmamassaspectrometrie (ICP MS), op basis van de concentraties, na microgolf-geassisteerde ontleding (tabel 2).

3. Bereiding van grond-biochar mengsels

  1. Grondverzameling en experimentopstelling
    1. Verzamel de bovengrond van een experimenteel veld.
    2. Verwijder oppervlaktevuil handmatig. Zeef de grond tot een deeltjesgrootte van minder dan 5 mm om vuil te verwijderen.
    3. Weeg 100 g gezeefde grond af en voeg dit toe aan testcontainers.
  2. Biochar wijziging en incubatie
    1. Voeg 1 g, 5 g of 10 g van elk biochar-type per 100 g aarde toe om 1%, 5% en 10% (w/w basis) bodem-biochar-amendement te creëren.
    2. Voeg gedestilleerd water toe om 60% van de maximale wateropslagcapaciteit (WHC) te bereiken.
    3. Meng grondig met een spatel.
    4. Weeg elke container en dek af met parafilm om verdamping te minimaliseren.
    5. Incubeer de mengsels gedurende 10 dagen bij 27 °C.
      OPMERKING: Dit mengsel zal worden gebruikt voor het meten van waterverlies, pH-verandering, fytotoxiciteit en bacteriële kwantificeringstests.
      De gebruikte grond moet worden verzameld en afgevoerd volgens de lokale biosolid-protocollen.

4. pH-meting van bodem-biochar-mengsels

  1. Weeg 10 g van elk grond-biochar-mengsel af in conische tubes van 50 ml.
  2. Voeg aan de buizen 25 ml gedestilleerd water toe.
  3. Schud de buizen 30 s handmatig of gebruik een vortexmixer op gemiddelde snelheid. Filtreer het mengsel met Whatman No. 1 filterpapier in een schoon bekerglas van 100 ml.
  4. Meet de pH van het filtraat bij kamertemperatuur (20-25 °C) met behulp van een gekalibreerde pH-meter.

5. Toxiciteitstest voor Enchytraeus albidus

  1. Voer de test uit volgens de Organisatie voor Economische Samenwerking en Ontwikkeling (OESO) 2016, test nr. 22016.
  2. Voorbereiding van de grond voor de test
    1. Gebruik voor deze test OESO-kunstgrond.
    2. Meet de pH van de grond volgens de stappen vermeld in sectie 4.
    3. Breng de pH van 6,0 ± 0,5 op door geleidelijk calciumcarbonaat van analytische kwaliteit (CaCO3) aan de grond toe te voegen en grondig te mengen.
    4. Pas het vochtgehalte aan op 40-60% van het maximale WHC door gedestilleerd of gedeïoniseerd water toe te voegen.
      OPMERKING: Controleer de consistentie met de hand; De grond moet vochtig zijn, maar niet klonterig.
  3. Wormacclimatisatie en selectie
    1. Spoel de wormen voorzichtig af met gedestilleerd water om de transportzoutoplossing te verwijderen.
    2. Plaats de wormen in de voorbereide OESO-grond en acclimatiseer gedurende 24 uur bij 20 °C onder een cyclus van 16 uur licht/8 uur donker bij 6.000 lux.
    3. Selecteer 15 gezonde volwassen wormen per opstelling, met behulp van een stereomicroscoop op basis van de aanwezigheid van clitellum.
  4. Testopstelling en incubatie
    1. Meng 100 g van de voorbereide OESO-grond met 5 g van elk biochar-type in schone containers.
    2. Bereid de bestrijding voor met 100 g ongewijzigde OESO-grond.
    3. Controleer of de pH en het vochtgehalte binnen het vereiste bereik liggen (pH - 6,0 ± 0,5; vochtgehalte - 40-60% van het maximale WHC).
    4. Breng 15 volwassen wormen uit in elke test- en controlecontainer met behulp van een tang met zachte punt.
    5. Voeg 25 mg fijngemalen havermout toe als voedselbron op het grondoppervlak.
    6. Dek containers af met geperforeerde aluminiumfolie om luchtverversing mogelijk te maken.
    7. Incubeer de containers gedurende 5 dagen bij 20 °C onder een lichtcyclus van 16 uur en 8 uur donker, bij 6.000 lux.
    8. Weeg de containers dagelijks en vul het gewichtsverlies aan door een geschikte hoeveelheid gedestilleerd of gedeïoniseerd water toe te voegen om een constant vochtgehalte te behouden.
    9. Bewaak de wormactiviteit en registreer eventuele zichtbare sterfte tijdens de test.
    10. Bereken na afloop van de test het dodelijke effect (%) met behulp van de formule:
      figure-protocol-1
      Waar:
      Wi - eerste wormtelling aan het begin van de test
      Wf - eindtelling van de worm aan het einde van de test
      OPMERKING: Om de test geldig te laten zijn, mag de sterfte bij volwassenen in de controleopstelling aan het einde van de test niet hoger zijn dan 20%.
    11. Droog de testgrond na de test bij 105 °C om deze te inactiveren en voer deze af volgens de lokale biosolid-protocollen.

6. Fytotoxiciteitstest

  1. Voer de test uit volgens de Internationale Organisatie voor Standaardisatie (ISO) 18763:201617.
  2. Opstelling van petrischaaltjes
    1. Voeg 20 g van de geïncubeerde grond-biochar-mengsels toe aan schone petrischaaltjes van 9 cm. Maak het oppervlak voorzichtig plat met een schone spatel.
    2. Bereid drie replicaten voor elke biochar-concentratie voor en voeg twee ongewijzigde controles toe.
  3. Zaad planten en incubatie
    1. Leg 10 Sinapis alba-zaden gelijkmatig verdeeld over elke schaal op het grondoppervlak.
      OPMERKING: Druk de zaden niet in de grond; Laat ze op natuurlijke wijze uitharden met vocht.
    2. Dek de schaaltjes af met een deksel en plaats ze 5 dagen in een broedmachine bij 25 °C ± 2 °C zonder direct licht.
    3. Meet na de incubatie de wortellengte van een zaadrand tot het einde van een wortel met behulp van een plastic liniaal. Rapporteer het in cm of mm. Als het zaadje net gebarsten is, vermeld het dan als 0,1 cm of 1 mm.
    4. Bereken het remmende effect (%) met behulp van de formule:
      figure-protocol-2
      Waar:
      RLc - gemiddelde wortellengte van zaden in controleschaal
      RLt - gemiddelde wortellengte van zaden in de testschaal
      OPMERKING: Om de test geldig te laten zijn, is het belangrijk om te controleren of de gecontroleerde zaadkieming ten minste 80% is (8 ontkiemd van de 10 zaden).

7. Kwantificering van bacteriekolonies

  1. Bodemsuspensie en verdunning
    1. Weeg 5 g van elk geïncubeerd grond-biochar-mengsel af in steriele conische buisjes van 50 ml.
    2. Voeg 25 ml steriel gedestilleerd water toe en schud grondig gedurende 30 s.
    3. Laat de suspensie 2 uur bij kamertemperatuur homogeniseren.
    4. Filtreer de suspensie met behulp van een steriel gaas of gaas en bereid seriële verdunningen met deze stockoplossing.
    5. Bereid vijf reageerbuisjes voor die elk 9 ml steriel gedestilleerd water bevatten.
    6. Voer 10-voudige seriële verdunningen uit met behulp van steriele pipetten, breng bijvoorbeeld 1 ml over van de standaardoplossing naar de eerste buis = 10-1, dan 1 ml naar de volgende = 10-2, enz.)
    7. Gebruik 10-2 verdunning voor het plateren.
  2. Plateren en tellen van kolonies
    1. Pipetteer 0,2 ml 10-2 verdunning op steriele agarplaten met voedingsstoffen.
    2. Verdeel het monster gelijkmatig met behulp van een gesteriliseerde strooier.
    3. Incubeer de platen in omgekeerde positie bij 27 °C gedurende 24 uur.
    4. Tel kolonies met behulp van een kolonieteller.
    5. Bereken de kolonievormende eenheden (CFU) ml-1 van het mengsel met behulp van de formule:
      figure-protocol-3
      NOTITIE: Werk onder een bioveiligheidskast, indien beschikbaar. Vlamsteriliseer gereedschappen tussen monsters om besmetting te voorkomen.
      Desinfecteer alle platen met 70% ethanol of autoclaaf voordat u ze weggooit.

8. Bepaling van de droge stof (DM)

NOTITIE: Gebruik hittebestendige handschoenen bij het hanteren van hete kommen.

  1. Weeg 10 g aarde af in een hittebestendige glazen of porseleinen kom.
  2. Plaats de kom in een droogoven die is voorverwarmd tot 105 °C en droog gedurende 2 uur.
  3. Breng de kom na het drogen over naar een exsiccator en laat deze 10 minuten afkoelen om vochtopname uit de lucht te voorkomen.
  4. Weeg de afgekoelde kom opnieuw af met behulp van een analytische balans.
  5. Herhaal de procedure voor ten minste drie monsters om de nauwkeurigheid te garanderen.
  6. Bereken het drogestofgehalte (DM) met behulp van de formule:
    figure-protocol-4
    Waar:
    DM - gehalte aan droge stof (%)
    Md - droog monster gewicht in g
    Mw - ongedroogd (origineel) monstergewicht in g

9. Test op dehydrogenase-activiteit (DHA)

  1. Voer de test uit volgens het standaardprotocol (ISO 23753-1:2019)18.
  2. Bereiding van reagens
    1. TRIS-bufferoplossing (100 mmol/l, pH 7,6).
      1. Los 12,12 g tris(hydroxymethyl)aminomethaan (TRIS) op in 800 ml gedestilleerd water.
      2. Stel de pH in op 7,6 met 1 M zoutzuur (HCl).
      3. Stel het totale volume in op 1 L met gedestilleerd water.
      4. Bewaren bij 4 °C en binnen een week gebruiken.
    2. TTC-substraatoplossing (300 mmol/L)
      1. Los 1 g TTC op in 10 ml van de bereide Tris-bufferoplossing.
      2. In het donker bewaren bij 4 °C en binnen 1 week gebruiken.
    3. Bereid de TPF-standaardoplossing voor de kalibratiecurve:
      1. Voeg 100 mg TPF toe aan 10 ml 96% ethanol en roer tot het volledig is opgelost om een TPF-stockoplossing (33 mmol/l) te verkrijgen.
      2. Verdun 0,5 ml van de bereide TPF-stockoplossing met 50 ml ethanol om TPF-werkoplossing (330 nmol/ml) te verkrijgen.
      3. Bereid werkstandaarden van 0, 0,1, 0,2, 0,5 en 1,0 ml voor uit de werkoplossing, verdund met ethanol tot een constant eindvolume van 3 ml.
      4. Meet de extinctie bij 485 nm om de kalibratiecurve te genereren.
  3. Voorbereiding van het monster
    1. Voeg 5 g van elk aarde-biochar-mengsel toe aan conische tubes van 50 ml.
    2. Voeg 4 ml Tris-buffer (100 mmol/l, pH 7,6) en 1 ml TTC-oplossing toe aan de testopstellingen.
    3. Voeg slechts 4 ml Tris-buffer toe aan de besturingsopstellingen.
    4. Meng de buizen handmatig door middel van zachte inversie en incubeer ze gedurende 6 uur in het donker bij 25 °C.
  4. Extractie van formazan
    1. Voeg na incubatie 25 ml ethanol toe aan elke buis.
    2. Plaats de monsters gedurende 1 uur (250 min-1, bij 25 °C) in het donker in orbitale agitatie.
    3. Voeg na het roeren 1 ml TTC toe aan de regelbuizen.
    4. Centrifugeer alle buisjes bij 2.000 × g gedurende 5 minuten bij 25 °C om de supernatant te scheiden.
  5. Meting en berekening
    1. Breng supernatanten over naar schone cuvetten.
    2. Lees de extinctie af bij 485 nm met behulp van een spectrofotometer.
    3. Gebruik de kalibratiecurve om de concentratie TPF in monsters (nmol/L) te bepalen.
    4. Bereken de dehydrogenase-activiteit met behulp van de volgende formule:
      figure-protocol-5
      Waar:
      A - enzymatische activiteit in mU g-1 (of nmol min-1 g-1) van droge grond
      Cs - concentratie van TPF in testmonsters in nmol mL-1
      Cb - concentratie van TPF in controlemonster in nmol mL-1
      V - totaal reactievolume (som van substraat, bufferoplossing en ethanolvolumes, in ml)
      RT - duur van de reactie in minuten
      M - grondmassa per buis in g
      DM - drogestofgehalte van de bodem (%)
      OPMERKING: Behandel TTC en TPF met handschoenen, aangezien dit potentiële mutageenen zijn. Gebruik een zuurkast bij het bereiden van reagentia op basis van ethanol.
      Gooi na de test ethanol en TTC-houdend afval weg in de daarvoor bestemde containers voor chemisch afval.

figure-protocol-6
Figuur 1: Schematische weergave van de experimentele workflow. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Resultaten

Chemische karakterisering
De biochars vertoonden significante verschillen in elementaire samenstelling (Tabel 2). Calcium (Ca) en kalium (K) waren het hoogst in biochars van sigarettenpeuk en verbruikte hop. Biochar van sparrenhout had het meeste aluminium (Al) en ijzer (Fe). Koper (Cu) en magnesium (Mg) waren sterk verrijkt in biochar van gedroogde hop. Lood (Pb), cadmium (Cd) en andere sporenmetalen waren in kleine hoeveelheden aanwezig in alle monsters.

Tabel 2: Chemische samenstelling van de biochars. Belangrijkste elementaire inhoud van de verschillende biochars die in het onderzoek zijn gebruikt. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Variatie in pH gedurende de incubatietijd
Bij alle behandelingen had de pH van bodem-biochar-mengsels de neiging om in de loop van de tijd iets toe te nemen (Figuur 2). De hoogste pH-waarde werd geregistreerd voor het mengsel met biochar van sigarettenpeuk bij 10% w/w, tot 9,48 op dag 15; Deze behandeling vertoonde in de loop van de tijd de grootste toename. Koffiedik biochar produceerde ook een geleidelijke verhoging, met een maximale pH van 8.94 bij 10% w/w op dag 15. Hop biochar verhoogde de pH met 16.57%, met een maximum van 9.20 bij 10% w/w. Daarentegen bereikte het biochar-mengsel van sparren en hout een pH van 8.56 bij 10% w/w. De controle vertoonde de laagste pH, variërend van 6,57 tot 7,66 met minimale verandering in de tijd.

figure-results-1
Figuur 2: pH Veranderingen in de loop van de tijd in bodem-biochar mengsels. Bodem-pH gemeten op dag 0, 10 en 15 voor elke biochar-wijziging op 1%, 5% en 10% w/w. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Water vasthouden en afvallen
Het waterretentievermogen in alle biochar-typen was lager dan in de controlegrond zonder biochar (Figuur 3). De controle verloor 3,67% van zijn gewicht in 15 dagen, wat wijst op de hoogste waterretentie. Onder biochars had de behandeling met sigarettenpeuken het minste waterverlies, afnemend met 5.89% tijdens de incubatie, en dus de grootste retentie onder biochars. Een vergelijkbaar, maar meer gematigd patroon werd waargenomen bij hop biochar (9.22% totaal gewichtsverlies, met grotere verliezen bij hogere concentraties). Biochar van koffiedik vertoonde het grootste gewichtsverlies (tot 16.56%), wat wijst op de laagste waterretentie. Het mengsel van vuren en hout verloor gemiddeld 10,22%.

figure-results-2
Figuur 3: Gewichtsverlies van bodem-biochar mengsels tijdens de incubatie. Gewichtsverandering als indicator van waterretentie gedurende 15 dagen voor alle biochars en concentraties. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

E. albidus toxiciteits- en voortplantingstest
De reproductie van E. albidus bij 5% w/w biochar vertoonde een duidelijke afhankelijkheid van grondstoffen. In de OESO-bodemcontrole nam de populatie toe van 15 naar 24 jaar (60% toename, figuur 4). Biochar van sparrenhout resulteerde in slechts 7 overlevenden (53% remming, figuur 5). Biochars van hop en koffiedik leverden elk 12 overlevenden op (20% remming, figuur 5). Biochar van sigarettenpeuken stimuleerde de voortplanting met 33%, met in totaal 20 wormen, inclusief nakomelingen.

figure-results-3
Figuur 4: Netto populatieverandering van E. albidus in met biochar behandelde grond. De eerste en laatste wormtellingen na 5 dagen. De 5% w/w-concentratie van elke biochar werd getest. De gegevens vertegenwoordigen het gemiddelde ± standaarddeviatie (n = 3). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 5: Toxische of stimulerende effecten op E. albidus. Netto effect op de wormen in vergelijking met controle. Positieve waarden duiden op remming; Negatieve waarden duiden op stimulatie. De gegevens vertegenwoordigen het gemiddelde ± de standaarddeviatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Fytotoxiciteit
Wortelverlenging in S. alba werd gemeten na een incubatie van 10 dagen bij 1%, 5% en 10% w/w (Figuur 6). In ongewijzigde grond was de gemiddelde wortellengte 237 mm. Biochar van koffiedik met 1% w/w produceerde een stimulatie van 79.16%; Hogere concentraties veroorzaakten remming, tot 47,08% bij 5% w/w. Biochar van sparrenhout stimuleerde de groei bij alle concentraties, met een piek van 206,66% bij 10% w/w. Biochar van sigarettenpeuken leverde 41.01% stimulatie op bij 1% w/w, maar remde de groei bij 5% en 10% w/w, en bereikte 62.36% remming bij 10% w/w. Hopbiochar stimuleerde de groei in alle snelheden (respectievelijk 38.97%, 31.75% en 162.96% bij 1%, 5% en 10% w/w).

figure-results-5
Figuur 6: Fytotoxiciteitseffecten op Sinapis alba. Remming of stimulatie van de wortelgroei ten opzichte van controle na 10 dagen groei in alle biochar-behandelingen. Positieve waarden duiden op remming; Negatieve waarden duiden op stimulatie. De gegevens vertegenwoordigen het gemiddelde ± standaarddeviatie (n = 3). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Kwantificering van bacteriële kolonies
Het aantal bacteriekolonies werd na 10 dagen beoordeeld (Figuur 7). De controle was gemiddeld 8,47 × 104 CFU/ml. Koffie biochar leverde 7.33 × 104 CFU/ml op bij 1% w/w en steeg tot 1.18 × 105 en 1.50 × 105 CFU/ml bij respectievelijk 5% en 10% w/w. Biochar van sparrenhout gaf 1.97 × 105 CFU/ml bij 1% w/w, afnemend tot 9.73 × 104 en 4.93 × 104 CFU/ml bij 5% en 10% w/w. Biochar met sigarettenpeuk produceerde 5,40 × 104 CFU/ml bij 1% w/w en de hoogste stimulatie bij 10% w/m (1,00 × 106 CFU/ml). Hop biochar vertoonde een lichte stimulatie in alle concentraties, met een piek van 1.07 × 105 CFU/ml bij 5% w/w.

figure-results-6
Figuur 7: Bacteriegroei in met biochar behandelde grond. Bacteriële CFU/ml na 10 dagen incubatie voor alle behandelingen en concentraties. Controle inbegrepen ter vergelijking. De gegevens vertegenwoordigen het gemiddelde ± standaarddeviatie (n = 3). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Dehydrogenase-activiteit
Biochar van koffiedik produceerde de hoogste dehydrogenase-activiteit in alle concentraties, met een piek van 1% w/w (3.53 × 10-3 mU/g) en bleef vergelijkbaar met 5% en 10% w/w (2.38 × 10-3 en 2.62 × 10-3 mU/g) (zie figuur 8). Hop biochar verhoogde de activiteit bij 1% w/w (2,39 × 10-3 mU/g) maar daalde bij 5% (6,34 × 10-4 mU/g) en werd negatief bij 10% w/w (-8,30 × 10-4 mU/g). Biochar van sigarettenpeuken was positief bij 1% w/w (1,29 × 10-3 mU/g) en daalde tot -7,26 × 10-4 en -8,53 × 10-4 mU/g bij 5% en 10% w/w. Biochar van sparrenhout was negatief bij alle concentraties (-5,53 × 10-4 en -5,19 × 10-4 mU/g bij 1% en 5% w/w; -3,11 × 10-4 mU/g bij 10% w/w), en bleef lager dan de controlegroep.

figure-results-7
Figuur 8: Dehydrogenase-activiteit in biochar-gemodificeerde bodem. Microbiële enzymactiviteit in alle biochar-typen en concentraties. Waarden zijn relatief om de bodem te controleren zonder toevoeging van biochar. Positieve waarden duiden op een hogere enzymactiviteit in vergelijking met de controlegroep, en negatieve waarden geven een lagere enzymactiviteit aan dan die van de controlegroep. De gegevens vertegenwoordigen het gemiddelde ± standaarddeviatie (n = 3). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Zie Tabel 3 en Tabel 4 voor een samenvatting van de resultaten.

Tabel 3: Biochar-effecten op de pH van de bodem en het vasthouden van water. Toont initiële en definitieve pH-waarden, ΔpH en % waterverlies tijdens incubatie. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 4: Samenvatting van biologische effecten en DHA-resultaten. Gecombineerde gegevens over wormreproductie, fytotoxiciteit, microbiële tellingen en enzymactiviteit voor alle behandelingen. figure-results-8 Duidt op stimulatie en figure-results-9 duidt op remming. Voor DHA-resultaten duiden positieve waarden op een hogere enzymactiviteit in vergelijking met controle en negatieve waarden op een lagere enzymactiviteit dan op controlegroep. Klik hier om deze tabel te downloaden.

BESCHIKBAARHEID VAN GEGEVENS:
Gegevens worden geüpload naar de openbare repository: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Discussie

Het mengsel van aarde en koffiedik biochar vertoonde een hoge alkaliteit, met een pH van 8.94, consistent met eerder gerapporteerde pH van 9.419. De biochar vertoonde ook de grootste toename in gewichtsverlies in vergelijking met het controlemonster, wat wijst op een laag vochtretentievermogen, wat waarschijnlijk te wijten is aan het lage oppervlak, waardoor de neiging tot wateradsorptie wordt beperkt20,21. Deze fysische eigenschappen creëerden ongunstige omstandigheden voor E. albidus, waardoor de overleving en voortplanting van wormen met 20% werden geremd.

In fytotoxiciteitstests vertoonde S. alba stimulatie van 79,16% bij een concentratie van 1% w/w, terwijl bij hogere concentraties, bijvoorbeeld 5% w/w, de biochar de wortelverlenging met 47,08% remde. Dit komt overeen met rapporten22 dat de fytotoxische effecten van koffiedik biochar op Lactuca sativa werden veroorzaakt door carbonzuren. Bovendien hebben studies aangetoond dat oplosbare fenolen en carbonzuren ook het auxinetransport verstoren, wat resulteert in fytotoxische drempels23.

Het aantal bacteriekolonies nam toe met een verhoogde biochar-concentratie van koffie (1.50 × 10-5 CFU/ml bij een concentratie van 10% w/w), wat aangeeft dat deze biochar gunstige omstandigheden bood voor kweekbare bacteriën. Koffie biochar vertoonde ook de hoogste DHA-activiteit (3.53 × 10-3 mU / g), wat suggereert dat het zowel cultiveerbare als niet-cultiveerbare microbiële populaties stimuleerde. Dit werd verder ondersteund door studies24 die de gunstige effecten van koffiebiochar op de enzymatische activiteit van de bodem observeerden.

Hop biochar veroorzaakte een toename van de alkaliteit van de bodem en een matig gemiddeld gewichtsverlies (10%). In fytotoxiciteitstests was de biochar gunstig voor stimulatie van de wortelverlenging, vooral bij hogere concentraties (162.96% stimulatie). Wat de microbiële activiteit betreft, vertoonde hop biochar geen opmerkelijke verandering in het aantal bacteriën (tot 1,00 × 10-5 CFU/ml), wat te wijten kan zijn aan een evenwicht in de chemische samenstelling. Hoewel hop biochar de hoogste hoeveelheid koper (Cu) bevatte, dat giftig kan zijn voor microben omdat het bacteriële enzymsystemen remt25, bevatte het ook hogere niveaus van elementen zoals kalium (K) en fosfor (P), die de microbiële groei zouden moeten ondersteunen door de chlorofylsynthese bij zaailingen te verbeteren26. DHA-activiteit weerspiegelde ook dit neutrale effect, wat wijst op een stabiele respons met beperkte biologische impact.

De biochar van sigarettenpeuken resulteerde in de loop van de tijd in een toenemende alkaliteit van de bodem (tot pH 9.48). Het werd geproduceerd bij een hogere pyrolysetemperatuur (700 °C), wat resulteerde in een meer alkalische biochar die de groei van bacteriën ondersteunde. Deze observatie komt overeen met eerdere studies27, die meldden dat biochar verbetert de pH van de bodem, waardoor de habitatomstandigheden verbeteren. Van alle behandelingen behield de biochar van sigarettenpeuken het hoogste vochtgehalte (tot 94%), wat ook het stimulerende effect op de overleving en voortplanting van E. albidus zou kunnen verklaren. Een hoge vochtretentie kan in verband worden gebracht met microstructurele veranderingen bij 700 °C, waardoor microporiën ontstaan die waterfilms vasthouden28. Een andere oorzaak van het stimulerende effect kan te wijten zijn aan het hoge gehalte aan calcium (Ca), P en K in de biochar van de sigarettenpeuken, die gunstige elementen zijn voor het overleven en de voortplanting van wormen.

In microbiële beoordelingen vertoonde biochar van sigarettenpeuken de hoogste bacteriële stimulatie bij hogere concentraties, namelijk ongeveer 1,00 × 10-6 CFU/ml, in tegenstelling tot DHA-activiteit die niet hetzelfde niveau van toename vertoonde. Deze bevinding suggereert selectieve stimulatie van kweekbare bacteriën in plaats van de hele microbiële gemeenschap.

Het mengsel van grond en sparrenhout biochar veroorzaakte slechts een lichte stijging van de pH, ook opgemerkt door studies29, die een pH van 7.87 rapporteerden voor van coniferen afgeleide biochar. De productietemperatuur was de laagste (600 °C) van alle biochars die in dit onderzoek werden gebruikt. Het vermogen van de biochar om water vast te houden was matig in vergelijking met andere biochar-typen, omdat het geen extreem gewichtsverlies vertoonde.

In het geval van de overleving en voortplanting van Eisenia foetida vertoonde de biochar van sparrenhout echter de hoogste toxiciteit (53% dodelijk effect). Een van de waarschijnlijke oorzaken kunnen verhoogde niveaus van elementen zoals aluminium (Al), ijzer (Fe) en mangaan (Mn) zijn, waarvan bekend is dat ze giftig zijn voor regenwormen omdat ze de pH-regulatie van hun darmen verstoren en oxidatieve stress veroorzaken30. Soortgelijke bevindingen werden gerapporteerd in onderzoeken waarbij Eisenia foetida een aanzienlijke afname van de biomassa leed als gevolg van toxiciteit van zware metalen in de bodem door overmatig gebruik van landbouwchemicaliën31.

Biochar van sparrenhout veroorzaakte de grootste stimulatie van de wortelrek in de fytotoxiciteitstest (tot 206% stimulatie). Dit suggereert dat, in tegenstelling tot gevoeligheid voor wormen, hoge concentraties metalen kunnen dienen als essentiële micronutriënten voor plantensoorten zoals S. alba. Lage concentraties van deze biochar gestimuleerde bacteriekolonies; Het aantal kolonies nam echter af met toenemende concentratie. Dit effect duidt op bacteriële gevoeligheid voor lage niveaus van K en P en een hoog gehalte aan toxische elementen (Al, Fe, Mn). Deze waarneming komt overeen met de gemeten DHA-activiteit, die lager was dan de controlegrond, mogelijk als gevolg van een lage waterstof-koolstofverhouding (H/C), waardoor koolstof niet beschikbaar is32. Deze bevindingen suggereren dat biochar van sparrenhout de microbiële groei niet ondersteunt vanwege een slecht gehalte aan voedingsstoffen of remmende verbindingen.

De biochars werden verkregen als testmateriaal van externe laboratoria en geproduceerd onder de voorwaarden die routinematig door elke aanbieder werden toegepast, waaronder verschillende pyrolysetemperaturen. Ons doel was om representatieve van afval afgeleide biochars te evalueren zoals geleverd, in plaats van het effect van temperatuur over grondstoffen te isoleren; Daarom kunnen temperatuureffecten in deze studie niet volledig worden losgekoppeld van grondstofeffecten. Gedetailleerde productieparameters zoals verwarmingssnelheid, gasatmosfeer en verblijftijd waren niet beschikbaar bij de leveranciers; alleen de opgegeven temperaturen en elementaire kenmerken werden gerapporteerd (zie Tabel 1 en Tabel 2).

Gezien de bevindingen van deze studie kan worden geconcludeerd dat de hop biochar had een algeheel uitgebalanceerd effect met matige bijwerkingen voor het milieu. Het ondersteunde de groei van planten in alle concentraties, vertoonde een matige pH-verandering en waterretentievermogen, en bovendien had het geen drastisch effect op bodemmicroben en wormen in vergelijking met andere geteste biochars.

Deze resultaten tonen aan hoe cruciaal het is om het juiste biochar-type te selecteren, samen met de geschikte concentraties voor bodemverbeteraars, om de daadwerkelijke verbetering van de bodemkwaliteit en plantengroei te garanderen, zonder negatieve bijwerkingen te veroorzaken.

Verschillende stappen in het protocol, waaronder de pyrolysetemperatuur en de toedieningssnelheid van biochar, hadden een merkbare invloed op de resultaten van dit onderzoek. Hogere pyrolysetemperaturen resulteerden in een hogere alkaliteit van de biochar en beïnvloedden de stimulatie van de reproductie van wormen en bacteriegroei, zoals te zien is voor de biochar van de sigarettenpeuk. Daarentegen resulteerden lagere pyrolysetemperaturen in minder alkalische biochar en werden ze geassocieerd met de hoogste wormtoxiciteit en verminderde microbiële activiteit, zoals in het geval van biochar van sparrenhout. Het effect van de toedieningssnelheid was afhankelijk van het biochar-type en het geteste organisme. Lagere concentraties biochar van koffiedik leidden tot een stimulerend effect op de wortelverlenging en een hoge DHA-activiteit, terwijl hoge concentraties biochar van sigarettenpeuken resulteerden in de hoogste kweekbare bacteriegroei.

Er zijn bepaalde aanpassingen gedaan in de onderzoeksmethode om veelvoorkomende problemen op te lossen, zoals inconsistente kolonietellingen. Dit omvat het toestaan van 2 uur homogenisatie van bodemsuspensies en het gebruik van de 10-2 seriële verdunning om optimale en vergelijkbare kolonietellingen te verkrijgen. Bovendien is de OESO-richtlijn, test nr. 220, bedoeld om het effect van teststoffen op enchytraeïde wormen te beoordelen. Het stelt de berekening van de letale concentratie 50 (LC50) voor, afgeleid van een reeks chemische concentraties die zijn getest in de bereikbepalingstest. In deze studie was het doel om het algehele toxische effect van van afval afgeleide biochars op de overleving en voortplanting van de wormen te evalueren; daarom werd het dodelijke effect bepaald door de procentuele verandering in het aantal wormen van het begin tot het einde van de test en gerapporteerd als dodelijk effect%.

Dit protocol is reproduceerbaar onder laboratoriumomstandigheden en op kleine schaal (bijv. 100 g monsters). Opschaling voor grotere bodemvolumes kan echter leiden tot verschillen in uitkomsten. Dit kan worden geregeld door de juiste mechanische menging van de grond en de gebruikte biochar, samen met een gecontroleerd irrigatiesysteem om een constant vochtgehalte te behouden. Bovendien varieerden de biochar-effecten sterk met het type grondstof en de pyrolysetemperatuur, wat wijst op toekomstig onderzoek om elk materiaal afzonderlijk te karakteriseren voordat het wordt aangebracht.

Het protocol verschilt van andere technieken voor het beoordelen van de bodemgezondheid doordat het een combinatie biedt van fysisch-chemische parameters zoals pH en vochtretentie, en biologische reacties op het wijzigen van de bodem met verschillende soorten biochars. De opname van enzymactiviteitsanalyse samen met traditionele microbiële kolonietellingen geeft inzicht in de niet-kweekbare microbiële functie. Bovendien was de studie gebaseerd op verschillende biochar-grondstoffen in meerdere concentraties, wat praktische relevantie toevoegt voor real-world bodemverbeteringsstrategieën.

Toekomstig onderzoek kan bestaan uit het testen van aanvullende grondstoffen, zoals mest, rijstschil of rioolslib, om hun effecten op bodemecosystemen te vergelijken. Veldproeven op lange termijn kunnen ook worden aangepast om seizoenseffecten en gewasopbrengstresultaten te beoordelen. Deze studie toont grondstof- en concentratieafhankelijke effecten van van afval afgeleide biochars op de gezondheid van de bodem. Bepaalde biochars stimuleerden microbiële activiteit en plantengroei, terwijl andere remmende of toxische reacties veroorzaakten in bodemorganismen. Het selecteren van de juiste biochar-typen en toedieningssnelheden is essentieel om de voordelen te maximaliseren en tegelijkertijd de risico's in het bodembeheer te minimaliseren.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

Het gepresenteerde werk werd gefinancierd door het project BIOCIRKL (reg. nr. TN02000044), ondersteund door het Tsjechische herstelplan en het Technologieagentschap van de Tsjechische Republiek in het kader van het programma voor nationale competentiecentra in de jaren 2023-2028.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1,3,5- Triphenyltetrazolium formazanSigma-Aldrich, Tsjechië93145
2,3,5- Triphenyltetrazolium chloride Sigma-Aldrich, TsjechiëT8877
autoclave CertoClav ClassicCertoClav, Oostenrijk8510174
Calcium Carbonate Sigma-Aldrich, Tsjechië239216
centrifuge MPW-251MPW Med. Instrument, Polen10251
Sigaretpeukjes biocharUniversiteit van Hohenheim, DuitslandGeproduceerd bij 700 °C 
Koloniteller CC-200Cole-Parmer14212-04
Enchytraeus albidus INVITAL aqua s.r.o.
Ethanol Penta, Tsjechië70390-11003
Hops biomass biocharLaboratorium van de Academie van Wetenschappen van de Tsjechische RepubliekGeproduceerd bij 650 °C 
Incubator Q-cellPol-Lab, Polen
MicrogolfovenAnton Paar, Multiwave PRO
Notebook PC DELL Latitude 3510Dell Products, Ierland
Nutrient Agar media OXOID, TsjechiëCM0003B
OECD bodem Microbiotest, België
pH meter WTW inoLab pH 7110 Xylem Analytics, Duitsland1AA112
Sinapis alba zaden Microbiotest, België
Spectrofotometer M4 UV-Visible spectrofotometerVWR76520-716
Biochar uit koffiedikLaboratorium van de Academie van Wetenschappen van de Tsjechische RepubliekGeproduceerd bij 650 °C 
Biochar uit sparrenhoutOlesnice, TsjechiëGeproduceerd bij 600 °C 
Stereomicroscoop MSZ5000-T-IL-TLA.Kruss Optronic, DuitslandMSZ5000-T-IL-TL
Tris Base Sigma-Aldrich, Tsjechië252859
Video oculaire VOPC93 USB 2.0A.Kruss Optronic, Duitsland VOPC93
Weegschaal KERN EMB KERN, Duitsland

Referenties

  1. Pradhan, S., Parthasarathy, P., Mackey, H. R., Al-Ansari, T., McKay, G. Food waste biochar: A sustainable solution for agriculture application and soil-water remediation. Carbon Res. 3 (1), 41(2024).
  2. D'Hose, T., Debode, J., De Tender, C., Ruysschaert, G., Vandecasteele, B. Has compost with biochar applied during the process added value over biochar or compost for increasing soil quality in an arable cropping system. Appl Soil Ecol. 156, 103706(2020).
  3. Wang, S., et al. Biochar improves soil quality and wheat yield in saline-alkali soils beyond organic fertilizer in a 3-year field trial. Environ Sci Pollut Res. 30 (7), 19097-19110 (2023).
  4. Smith, P. Soil carbon sequestration and biochar as negative emission technologies. Glob Change Biol. 22 (3), 1315-1324 (2016).
  5. Jin, X., et al. Review on the effects of biochar amendment on soil microorganisms and enzyme activity. J Soils Sediments. 24 (7), 2599-2612 (2024).
  6. Melo, L. C. A., Lehmann, J., Carneiro, J. S. daS., Camps-Arbestain, M. Biochar-based fertilizer effects on crop productivity: A meta-analysis. Plant Soil. 472 (1), 45-58 (2022).
  7. Blanco-Canqui, H. Biochar and soil physical properties. Soil Sci Soc Am J. 81 (4), 687-711 (2017).
  8. Geng, N., et al. Biochar mitigation of soil acidification and carbon sequestration is influenced by materials and temperature. Ecotoxicol Environ Saf. 232, 113241(2022).
  9. Ippolito, J. A., et al. Feedstock choice, pyrolysis temperature and type influence biochar characteristics: A comprehensive meta-data analysis review. Biochar. 2 (4), 421-438 (2020).
  10. Wei, S., et al. Influence of pyrolysis temperature and feedstock on carbon fractions of biochar produced from pyrolysis of rice straw, pine wood, pig manure and sewage sludge. Chemosphere. 218, 624-631 (2019).
  11. Oleszczuk, P., Jośko, I., Kuśmierz, M. Biochar properties regarding to contaminants content and ecotoxicological assessment. J Hazard Mater. 260, 375-382 (2013).
  12. Bolan, S., et al. Biochar modulating soil biological health: A review. Sci Total Environ. 914, 169585(2024).
  13. Baran, A., Tarnawski, M. Phytotoxkit/Phytotestkit and Microtox® as tools for toxicity assessment of sediments. Ecotoxicol Environ Saf. 98, 19-27 (2013).
  14. Novais, S. C., Gomes, N. C., Soares, A. M. V. M., Amorim, M. J. B. Antioxidant and neurotoxicity markers in the model organism Enchytraeus albidus (Oligochaeta): Mechanisms of response to atrazine, dimethoate and carbendazim. Ecotoxicology. 23 (7), 1220-1233 (2014).
  15. Kaczyńska, G., Borowik, A., Wyszkowska, J. Soil dehydrogenases as an indicator of contamination of the environment with petroleum products. Water Air Soil Pollut. 226 (11), 372(2015).
  16. Organisation for Economic Co-operation and Development. Test No. 220: Enchytraeid reproduction test. , (2016).
  17. ISO 18763:2016 - Soil quality - Determination of the toxic effects of pollutants on germination and early growth of higher plants. , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/63317.html (2016).
  18. ISO 23753-1:2019 - Soil quality - Determination of dehydrogenase activity in soils - Part 1: Method using triphenyltetrazolium chloride (TTC). , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/70145.html (2019).
  19. Carnier, R., Coscione, A. R., Delaqua, D., de Abreu, C. A. Coffee industry waste-derived biochar: Characterization and agricultural use evaluation according to Brazilian legislation. Bragantia. 80, e5721(2021).
  20. Jin, Z., et al. High-performance spent coffee grounds-based 3D microporous biochar for the efficient capture of Cd2+ via a multi-pathway mechanism. Chem Eng J. 485, 149537(2024).
  21. Batista, E. M. C. C., et al. Effect of surface and porosity of biochar on water holding capacity aiming indirectly at preservation of the Amazon biome. Sci Rep. 8 (1), 10677(2018).
  22. de Souza, L. Z. M., et al. Ecotoxicological effects of biochar obtained from spent coffee grounds. Mater Res. 25, e20220013(2022).
  23. Ahmad, A., Liu, Y., Ge, Q. Assessing environmental thresholds in relation to plant structure and nutritional value for improved maize calendar ensuring food security. Sci Total Environ. 834, 155120(2022).
  24. Martins Filho, A. P., et al. Impact of coffee biochar on carbon, microbial biomass and enzyme activities of a sandy soil cultivated with bean. An Acad Bras Cienc. 93, e20200096(2021).
  25. Giachino, A., Waldron, K. J. Copper tolerance in bacteria requires the activation of multiple accessory pathways. Mol Microbiol. 114 (3), 377-390 (2020).
  26. Sardans, J., Peñuelas, J. Potassium control of plant functions: Ecological and agricultural implications. Plants. 10 (2), 419(2021).
  27. Sorrenti, G., Masiello, C. A., Toselli, M. Biochar interferes with kiwifruit Fe-nutrition in calcareous soil. Geoderma. 272, 10-19 (2016).
  28. Jin, L., et al. Investigations of the effect of the amount of biochar on soil porosity and aggregation and crop yields on fertilized black soil in northern China. PLoS One. 15 (11), e0238883(2020).
  29. Gezahegn, S., Sain, M., Thomas, S. C. Variation in feedstock wood chemistry strongly influences biochar liming potential. Soil Syst. 3 (2), 26(2019).
  30. Yadav, R., et al. Heavy metal toxicity in earthworms and its environmental implications: A review. Environ Adv. 12, 100374(2023).
  31. Dzul-Caamal, R., Vega-López, A., Osten, J. R. Distribution of heavy metals in crop soils from an agricultural region of the Yucatan Peninsula and biochemical changes in earthworm Eisenia foetida exposed experimentally. Environ Monit Assess. 192 (6), 338(2020).
  32. Lehmann, J., et al. Biochar in climate change mitigation. Nat Geosci. 14 (12), 883-892 (2021).

Herprints en machtigingen

Tags

Biochar-toevoegingbodemgezondheidmicrobiële activiteitdehydrogenase-activiteitfytotoxiciteitsbioassaybodem-pHwaterretentiebacteriële kwantificatieecotoxiciteitstestplantengroei
Beoordeling van van afval afgeleide biochars op de gezondheid en biologische activiteit van de bodem
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.