Methodenartikel

Visualisatie van de poortwachter: Evan's op blauwe kleurstof gebaseerde beoordeling van de doorlaatbaarheid van de bloed-hersenbarrière bij volwassen zebravissen

DOI:

10.3791/69010

⸱

30 september 2025

 ,  ,  , 
1Department of Basic Medical Sciences, Kulliyyah of Medicine, International Islamic University Malaysia (IIUM), 2Department of Biotechnology, Kulliyyah of Science, International Islamic University Malaysia (IIUM), 3Department of Physiology, Faculty of Medicine, Universiti Kebangsaan Malaysia, 4Clinical Pharmacology Department, Menoufia Medical School, Menoufia University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol presenteert een betrouwbare methode om de integriteit van de bloed-hersenbarrière (BBB) in volwassen zebravissen (Danio rerio) model te beoordelen met behulp van Evan's op blauwe kleurstof gebaseerde beoordeling, waardoor zowel kwalitatieve als kwantitatieve analyse van neurovasculaire verstoring mogelijk is.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De bloed-hersenbarrière (BBB) is een semi-permeabele interface die de homeostase van het centrale zenuwstelsel (CZS) handhaaft door de beweging van stoffen in en uit de hersenen te reguleren, waardoor neuraal weefsel wordt beschermd tegen mogelijk schadelijke stoffen. Verstoring van de BBB is een algemeen bekend kenmerk bij veel neurodegeneratieve ziekten, waaronder de ziekte van Parkinson (PD) en de ziekte van Alzheimer (AD), waarbij verhoogde permeabiliteit bijdraagt aan de progressie van de ziekte en deze verergert. Hoewel de volwassen zebravis (Danio rerio) steeds meer wordt erkend als een waardevol model voor het bestuderen van neurodegeneratieve ziekten, blijven gestandaardiseerde methoden voor het evalueren van de BBB-integriteit bij deze soort beperkt. Dit protocol beschrijft een eenvoudige, reproduceerbare en kosteneffectieve benadering om de BBB-permeabiliteit in volwassen zebravissen te beoordelen door de extravasatie van Evan's Blue (EB) kleurstof van het neurovasculatuur naar hersenweefsel te analyseren. De methode combineert kwalitatieve visualisatie met kwantitatieve beeldanalyse van EB-verdeling om BBB-verstoring te detecteren. Belangrijke stappen zijn onder meer de juiste intraperitoneale injectie van EB-kleurstof, bevestiging van de systemische kleurstofcirculatie, zorgvuldige hersendissectie en consistente beeldvorming en meting van de grijswaardenintensiteit. Positieve en negatieve controles zijn opgenomen om de penetratie van kleurstoffen te valideren en een nauwkeurige interpretatie te ondersteunen. Representatieve resultaten tonen een grotere EB-extravasatie aan in de hersenen van Parkinson-zebravissen in vergelijking met met zoutoplossing geïnjecteerde controles, wat wijst op een verhoogde BBB-permeabiliteit. Deze techniek vereist minimale gespecialiseerde apparatuur en is geschikt voor laboratoria met beperkte middelen. Over het algemeen biedt dit protocol een praktisch hulpmiddel voor het onderzoeken van de BBB-integriteit in volwassen zebravismodellen en kan het worden aangepast voor diverse toepassingen, waaronder studies naar ziektemechanismen en de evaluatie van therapeutische interventies gericht op de neurovasculaire functie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De bloed-hersenbarrière (BBB) is een selectieve, semi-permeabele fysiologische interface die voornamelijk wordt gevormd door gespecialiseerde cerebrale endotheelcellen, ondersteund door pericyten en astrocyten, die de moleculaire uitwisseling tussen de bloedbaan en de interstitiële ruimte van de hersenen reguleert om de micro-omgeving van het centrale zenuwstelsel (CZS) te behouden. De integriteit ervan is essentieel voor het behoud van de homeostase van het CZS en de bescherming van neuraal weefsel tegen schadelijke of giftige stoffen1. Verstoring van de BBB is een algemeen erkend pathologisch kenmerk bij verschillende neurodegeneratieve ziekten, waaronder de ziekte van Parkinson (PD), de ziekte van Alzheimer en amyotrofische laterale sclerose 2,3. Een gecompromitteerde BBB-functie leidt tot een verhoogde permeabiliteit, waardoor neurotoxische verbindingen en ontstekingsmediatoren hersenweefsel kunnen infiltreren, waardoor de ziekteprogressie verergert4. Als zodanig is het evalueren van de BBB-integriteit van cruciaal belang voor het verkrijgen van diepere inzichten in de neurovasculaire en inflammatoire mechanismen die ten grondslag liggen aan deze aandoeningen.

Hoewel in vivo knaagdier- en in-vitromodellen de gouden standaarden blijven voor BBB-onderzoek5, zijn zebravissen (Danio rerio) naar voren gekomen als een waardevol gewerveld model in de neurowetenschappen vanwege hun genetische traceerbaarheid, kosteneffectiviteit, gebruiksgemak en geconserveerde neuroanatomische en BBB-kenmerken bij zoogdieren6. Ondanks hun toenemende gebruik in neurodegeneratieve studies, zijn de methoden om de BBB-integriteit bij volwassen zebravissen te beoordelen nog steeds beperkt 7,8. Technieken zoals fluorescerende tracerinjecties of transgene reporters zijn op grote schaal gebruikt bij larven 9,10, maar vormen aanzienlijke uitdagingen bij volwassenen vanwege pigmentatie en verminderde transparantie. Daarom is het doel van de huidige studie om een eenvoudig, reproduceerbaar en visueel aantoonbaar protocol op te stellen om de BBB-permeabiliteit in volwassen zebravissen te beoordelen met behulp van Evan's Blue (EB) kleurstofextravasatie. Deze methode omvat zowel kwalitatieve observatie als kwantitatieve meting van kleurstoflekkage in hersenweefsel, wat een praktisch hulpmiddel biedt voor het evalueren van neurovasculaire integriteit onder pathologische omstandigheden.

Evan's Blue-kleurstof, die zich bindt aan serumalbumine en normaal gesproken de intacte BBB11 niet kan passeren, biedt een haalbaar alternatief voor het beoordelen van barrièreverstoring12. EB-extravasatie is op grote schaal toegepast in knaagdiermodellen om BBB-lekkage te detecteren bij aandoeningen zoals traumatisch hersenletsel, beroerte en neuro-inflammatie13. De toepassing ervan in volwassen zebravissen is echter grotendeels onontgonnen gebleven. Deze studie presenteert een nieuwe aanpassing van de EB-kleurstoftechniek die is geoptimaliseerd voor volwassen zebravissen, waardoor een betrouwbare kwalitatieve en kwantitatieve evaluatie van de BBB-permeabiliteit mogelijk is. De methode is kosteneffectief, vereist minimale gespecialiseerde apparatuur en kan gemakkelijk worden opgeschaald voor meerdere dieren, wat een praktisch voordeel biedt ten opzichte van complexere op beeldvorming gebaseerde benaderingen die doorgaans bij larven worden gebruikt.

Met behulp van dit protocol hebben we de BBB-integriteit beoordeeld bij zowel gezonde als Parkinson-volwassen zebravissen. Om parkinsonisme bij zebravissen te induceren, werd het neurotoxine 1-methyl-4-fenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine (MPTP) intraperitoneaal toegediend, volgens een eerder beschreven methode14. De resultaten toonden een significant grotere EB-extravasatie in de hersenen van Parkinson-zebravissen, consistent met de goed gedocumenteerde BBB-verstoring die werd waargenomen bij PD. Deze bevindingen valideren de gevoeligheid en betrouwbaarheid van de methode en ondersteunen het nut ervan bij het koppelen van vasculaire pathologie aan moleculaire en gedragsresultaten. Deze techniek is dus een waardevol hulpmiddel voor onderzoekers die neurovasculaire bijdragen aan neurodegeneratieve ziekten onderzoeken en kan worden toegepast in zowel genetische als toxine-geïnduceerde zebravismodellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol werd gevolgd en werd toegestaan door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) onder de International Islamic University Malaysia (IIUM), onder verwijzing naar de ethische goedkeuring van dieren (ref. nr.: IIUM/504/14/2/IACUC).

1. Bereid Evans Blue dye stock oplossing voor

  1. Los 0,1 g EB-kleurstof op in 10 ml 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) om een 1% (m/v) bouillonoplossing te bereiden. Meng grondig tot de kleurstof volledig is opgelost.
    LET OP: EB is gecategoriseerd als kankerverwekkend van categorie 1B. Vermijd direct contact met huid en ogen. Gebruik beschermende kleding, handschoenen, een veiligheidsbril en een stofgasmasker. Vermijd het inademen van stof en volg de gebruiksaanwijzing van de fabrikant. Gooi de kleurstof Evans Blue (vast of opgelost) niet in de gootsteen. Bewaar afval in de originele verpakkingen die op het etiket zijn aangebracht. Afvoeren in overeenstemming met de nationale en lokale voorschriften voor gevaarlijk afval.
  2. Filtreer de oplossing met behulp van een spuitfilter van 0,45 μm. Vang het filtraat op in een steriele centrifugebuis van 15 ml. Wikkel de tube in aluminiumfolie en bewaar bij 4 °C.
    OPMERKING: Een filter met een kleinere poriegrootte (bijv. 0.2 μm) kan ook worden gebruikt. De stockoplossing kan maximaal twee weken bij 4 °C of maximaal een maand bij -20 °C worden bewaard, waarbij aliquoting wordt aanbevolen om herhaalde vries-dooicycli te minimaliseren wanneer deze bevroren worden bewaard.

2. Dien Evans Blue kleurstof toe aan volwassen zebravissen

  1. Verdoof de zebravis via onderkoelde shock door de watertemperatuur geleidelijk te verlagen van 12 °C naar 7 °C, totdat de vis niet meer reageert op tactiele prikkels.
    OPMERKING: Geleidelijke temperatuurverlaging kan worden bereikt door gedurende enkele minuten langzaam kleine hoeveelheden gemalen ijs aan het water toe te voegen, waardoor de temperatuur geleidelijk kan dalen. Onderdompeling in tricaïne is ook een geschikte alternatieve anesthesiemethode.
  2. Injecteer 20 μl 1% EB-kleurstof in de intraperitoneale (IP) holte met behulp van een insulinespuit van 31 G. Oefen gedurende 10 s lichte druk uit op de injectieplaats om terugstroming te voorkomen.
    OPMERKING: De intraperitoneale holte van de zebravis bevindt zich achter de bekkengordel. Om het slagingspercentage van EB-toediening te verhogen, moet u de vis 24 uur voorafgaand aan de injectie vasten. Hierdoor wordt de buikholte geleegd om een betere toegang en nauwkeurigheid tot de intraperitoneale ruimte te bieden.
  3. Breng de vis over naar een vuilwatertank en laat hem 30 minuten herstellen. Controleer op letsel, sterfte of gedragsveranderingen.
    OPMERKING: Om zebravissen te helpen bij het herstel, gebruikt u een iets lagere watertemperatuur (20-24 °C) voor de vuilwatertank om een mild verdovend effect te geven en mogelijk ongemak na de injectie te helpen verdoven. Geïnjecteerde vissen zullen een blauwe tint vertonen, wat wijst op een succesvolle kleurstofcirculatie (Figuur 1).
  4. Euthanaseer de vissen na 30 minuten via een onderkoelde shock bij 1 °C tot 3 °C. Onthoofd vervolgens de vis met een steriel mes of een chirurgische schaar.
    OPMERKING: Om later te helpen bij hersendissectie, laat u extra vlees achter het hoofd bij het onthoofden.
  5. Spoel de kop twee keer in 1x PBS (1:20 vis tot PBS-verhouding) om overtollig bloed en EB-kleurstof te verwijderen.
    OPMERKING: Onvoldoende wassen kan leiden tot vals-positieve resultaten en de nauwkeurigheid van de analyse in gevaar brengen. Om dit te voorkomen, wast u het hersenweefsel minstens twee keer grondig met 1x PBS en zorgt u ervoor dat al het zichtbare bloed en de vrij stromende kleurstof worden verwijderd. Als er nog kleurstof achterblijft, wordt een derde wasbeurt sterk aanbevolen.
  6. Fixeer de kop 's nachts in 4% paraformaldehyde (PFA) bij 4 °C (verhouding 1:20 vis tot fixatie). Agitatie is niet nodig tijdens de fixatie, omdat het kleine formaat van de zebraviskop en het voldoende fixatievolume een effectieve penetratie onder statische omstandigheden mogelijk maken.
    LET OP: PFA is schadelijk bij inslikken, inademen of in contact komen met de huid. Bereid de PFA-oplossing voor onder een zuurkast. Gebruik geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen en vermijd het inademen van stof. Volg alle veiligheidsrichtlijnen volgens de fabrikant. Behandel PFA als gevaarlijk afval. Gooi het niet weg in de afvoer. Verzamel en label het afval in verzegelde containers en gooi het weg in overeenstemming met de lokale en nationale regelgeving.
  7. Ontleed het brein van de zebravis
    1. Plaats de vaste kop in een schoon petrischaaltje en ontleed de hersenen zoals eerder beschreven15, met behulp van een pincet met een puntig uiteinde. Voeg tijdens de dissectie continu 1x PBS druppelsgewijs toe om het weefsel gehydrateerd te houden en uitdroging te voorkomen.
    2. Bereid de agaroseplaat voor door 1 g agarose op te lossen in 100 ml gedestilleerd water. Magnetron het tot het volledig gesmolten is, giet het in een petrischaaltje en laat het stollen.
    3. Spoel de ontlede hersenen twee keer in twee afzonderlijke 1x PBS-baden. Plaats het weefsel vervolgens op een 1% agaroseplaat om vocht vast te houden en krimp te voorkomen.
      OPMERKING: Onvoldoende wassen kan leiden tot vals-positieve resultaten en de nauwkeurigheid van de analyse in gevaar brengen. Om dit te voorkomen, moet u het hersenweefsel minstens twee keer grondig wassen met 1× PBS, waarbij u ervoor zorgt dat al het zichtbare bloed en de vrij stromende kleurstof worden verwijderd. Als er nog kleurstof achterblijft, wordt een derde wasbeurt sterk aanbevolen.

figure-protocol-1
Figuur 1: Vergelijking van de huidskleur tussen een normale en een EB-geïnjecteerde zebravis. (A) Normale zebravis met een typische bruinachtige huidskleur. (B) EB-geïnjecteerde zebravis die een merkbare blauwachtige tint vertoont, wat wijst op een succesvolle systemische circulatie van de kleurstof. Schaal balk = 1 cm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Zorg voor positieve controle via steekwondletsel (SWI)

OPMERKING: Steekwondletsel breekt de BBB en maakt EB-extravasatie mogelijk op de plaats van het letsel.

  1. Verdoofd de vissen met behulp van de onderkoelingsshockmethode (zie stap 2.1). Injecteer na verdoving 20 μl 1% EB-kleurstof en laat de vissen 30 minuten herstellen zoals beschreven in stap 2.2 en 2.3.
  2. Maak na een herstelperiode van 30 minuten een steriele naald van 31 G klaar die aan een insulinespuit is bevestigd en voer als volgt een procedure voor steekwondletsel uit:
    1. Verdoof de vissen opnieuw.
    2. Zet de vis rechtop op een vlakke, koude ondergrond (bijv. ijsgelpack). Steek de naald in een hoek van 90° in één kant van het telencephalon tot een diepte van niet meer dan 1,5 mm (figuur 2).
      OPMERKING: Om direct huidcontact met het ijsgelpack te voorkomen en mogelijke huidbeschadiging te voorkomen, plaatst u een laag gaas of keukenpapier tussen de vis en het koude oppervlak (Figuur 2). Als alternatief kunnen de vissen in een ondiepe petrischaal worden geplaatst die bovenop het coldpack wordt geplaatst om de koeling te behouden zonder direct contact. Markeer 1,5 mm op de naald om overmatige penetratie te voorkomen.
    3. Breng de vis over naar een vuilwatertank en laat 30 minuten herstellen.
    4. Euthanaseer, onthoofd, fixeer en ontleed de hersenen zoals beschreven in stap 2.4 tot 2.7.
    5. Herhaal voor negatieve controle de stappen 2.1 tot en met 2.7 met 20 μl 1x PBS in plaats van EB-kleurstof.

figure-protocol-2
Figuur 2: Steekwondletsel voor positieve controle. (A) Steek kort een 31G-naald in het telencephalon (rode cirkel) om de penetratie van EB-kleurstof in het hersenweefsel te vergemakkelijken; Zij-aan-zij vergelijking van een niet-gewond brein en een gestoken brein, (B) dorsaal aanzicht van de steekplaats (rode cirkel), (C) zijaanzicht van de steekplaats. Schaalbalk = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Kwalitatieve analyse van EB-extravasatie

  1. Bekijk ontleed hersenweefsel onder een stereomicroscoop. Optimaliseer de beeldinstellingen (zoom, witbalans, belichting, contrast, enz.) om consistentie te garanderen.
  2. Maak foto's met een camera op een microscoop en sla ze op in . TIFF-formaat.
    OPMERKING: Gebruik identieke beeldvormingsinstellingen voor alle monsters om de relatieve validiteit te garanderen.

5. Kwantitatieve analyse van EB-extravasatie

  1. Download en installeer Fiji (een link om de software te downloaden is beschikbaar in de Materiaaltabel). Open de afbeelding in Fiji.
  2. Voer kleurdeconvolutie uit door te klikken op: Afbeelding > Kleur > Kleurdeconvolutie > RGB, wat resulteert in drie afzonderlijke afbeeldingen die rode, groene en blauwe tinten vertegenwoordigen.
    OPMERKING: Deze stap isoleert de blauwe tint van de andere kleurcomponenten en zorgt ervoor dat alleen de intensiteit van de blauwe kleurstof wordt gemeten.
  3. Activeer de afbeelding met het blauwe kanaal (meestal aangeduid met "Color_3") door op de afbeelding te klikken. Converteer het naar 8-bits grijstinten door te klikken op: Afbeelding > Type > 8-bits.
    OPMERKING: Grijswaardenconversie minimaliseert kleurartefacten en verbetert de analyse op basis van intensiteit.
  4. Meet de grijsintensiteit van het 8-bits beeld.
    1. Stel metingen in door te selecteren: Analyseer > Stel metingen in; selecteer Gebied en Gemiddelde grijswaarde.
    2. Teken met het selectiegereedschap voor rechthoeken een interessegebied (ROI) van uniforme grootte en meet de grijsintensiteit door Analyseren > meten te selecteren of op Ctrl + M te drukken.
      OPMERKING: Voor alle monsters moet dezelfde ROI-grootte worden gebruikt. De absolute afmetingen van de ROI kunnen variëren, afhankelijk van de vergroting en resolutie van de verkregen afbeelding, dus onderzoekers moeten de ROI-grootte binnen hun dataset standaardiseren om vergelijkbaarheid te garanderen. Elke pixel in de 8-bits grijswaardenafbeelding heeft een intensiteitswaarde van 0 tot 255, waarbij 0 staat voor puur zwart, 255 voor puur wit en waarden daartussenin voor verschillende grijstinten.
    3. Om vertekening te verminderen, trekt u drie tot vijf ROI's binnen anatomisch consistente hersengebieden in alle steekproeven. Vermijd gebieden met artefacten of inconsistente kleuring.
      OPMERKING: Plaatsingsconsistentie kan worden bereikt door te verwijzen naar anatomische oriëntatiepunten en ervoor te zorgen dat de ROI-positionering symmetrisch is tussen experimentele groepen.
    4. Bereken het gemiddelde van de gemiddelde grijswaarden van de ROI's voor elk beeld om een enkele intensiteitswaarde per brein te verkrijgen. Gebruik dit gemiddelde voor statistische vergelijking tussen groepen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol is getest op een Parkinson zebravismodel. Compromis van de BBB is een goed gedocumenteerd fenomeen bij PD-patiënten 16,17,18 en in verschillende Parkinson-diermodellen 19,20,21. Om de BBB-integriteit in het Parkinson-model van de volwassen zebravis te onderzoeken, werd de extravasatie van E...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het evalueren van de integriteit van de BBB is essentieel voor het begrijpen van de pathofysiologie van hersengerelateerde ziekten, aangezien een gecompromitteerde BBB ziekteprogressie zowel kan veroorzaken als verergeren4. Hoewel de volwassen zebravis naar voren is gekomen als een effectief model voor het bestuderen van neurodegeneratieve ziekten, blijven de methoden voor het beoordelen van de BBB-integriteit bij deze soort onderontwikkeld8

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd gefinancierd door het Maleisische Ministerie van Hoger Onderwijs (MoHE) in het kader van de Fundamental Research Grant Scheme (FRGS), subsidienummer FRGS19-125-0734. De publicatiehulp voor deze studie werd ondersteund door de Faculteit der Geneeskunde, Universiti Kebangsaan Malaysia (UKM).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Agarose powderVivantisPC0701
Evan's blue dyeSigma-AldrichE2129
Fiji ImageJNational Institutes of Health, USALink om te downloaden: https://imagej.net/software/fiji/downloads
Microscope cameraShenZhen Hayear Electronics Co. Ltd.HY-500M
Paraformaldehyde (PFA) powderSigma-Aldrich158127
Phosphate-buffered saline (PBS)Sigma-AldrichP4417
Sodium chloride (NaCl)HmbG Chemicals7647-14-5
StereomicroscopeOlympus CorporationSZ40
Syringe filter unit, 0.45µmMerck Millipore SLHV004SL

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity. Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).
  2. Knox, E. G., Aburto, M. R., Clarke, G., Cryan, J. F., O'Driscoll, C. M. The blood-brain barrier in aging and neurodegeneration. Mol Psychiatry. 27 (6), 2659-2673 (2022).
  3. Sweeney, M. D., Sagare, A. P., Zlokovic, B. V. Blood-brain barrier breakdown in Alzheimer disease and other neurodegenerative disorders. Nat Rev Neurol. 14 (3), 133-150 (2018).
  4. Kim, S., Jung, U. J., Kim, S. R. The crucial role of the blood-brain barrier in neurodegenerative diseases: Mechanisms of disruption and therapeutic implications. J Clin Med. 14 (2), 386(2025).
  5. Guarino, V., et al. Advancements in modelling human blood-brain barrier on a chip. Biofabrication. 15 (2), 022003(2023).
  6. Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders. Trends Pharmacol Sci. 35 (2), 63-75 (2014).
  7. Eliceiri, B. P., Gonzalez, A. M., Baird, A. The blood-brain and other neural barriers: reviews and protocols. , Humana Press. Totowa, NJ. (2010).
  8. Li, Y., et al. Zebrafish: A promising in vivo model for assessing the delivery of natural products, fluorescence dyes and drugs across the blood-brain barrier. Pharmacol Res. 125, 246-257 (2017).
  9. Fleming, A., Diekmann, H., Goldsmith, P. Functional characterisation of the maturation of the blood-brain barrier in larval zebrafish. PLoS One. 8 (10), e77548(2013).
  10. Kislyuk, S., van den Bosch, W., Adams, E., De Witte, P., Cabooter, D. Development of a sensitive and quantitative capillary LC-UV method to study the uptake of pharmaceuticals in zebrafish brain. Anal Bioanal Chem. 410, 2751-2764 (2018).
  11. Jaffer, H., Adjei, I. M., Labhasetwar, V. Optical imaging to map blood-brain barrier leakage. Sci Rep. 3 (1), 3117(2013).
  12. Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. Evans blue dye: A revisit of its applications in biomedicine. Contrast Media Mol Imaging. 2018 (1), 7628037(2018).
  13. Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents. Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).
  14. Razali, K., Kumar, J., Mohamed, W. M. Characterizing the adult zebrafish model of Parkinson's disease: a systematic review of dynamic changes in behavior and physiology post-MPTP administration. Front Neurosci. 18, 1432102(2024).
  15. Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres. J Vis Exp. (108), e53617(2016).
  16. Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease. Front Physiol. 11, 593026(2020).
  17. Gray, M. T., Woulfe, J. M. Striatal blood-brain barrier permeability in Parkinson's disease. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (5), 747-750 (2015).
  18. Hourfar, H., et al. The impact of α-synuclein aggregates on blood-brain barrier integrity in the presence of neurovascular unit cells. Int J Biol Macromol. 229, 305-320 (2023).
  19. Olmedo-Díaz, S., et al. An altered blood-brain barrier contributes to brain iron accumulation and neuroinflammation in the 6-OHDA rat model of Parkinson's disease. Neuroscience. 362, 141-151 (2017).
  20. Ravenstijn, P. G., et al. Evaluation of blood-brain barrier transport and CNS drug metabolism in diseased and control brain after intravenous L-dopa in a unilateral rat model of Parkinson's disease. Fluids Barriers CNS. 9, 1-14 (2012).
  21. Wu, Y. C., Sonninen, T. M., Peltonen, S., Koistinaho, J., Lehtonen, Š Blood-brain barrier and neurodegenerative diseases-modeling with iPSC-derived brain cells. Int J Mol Sci. 22 (14), 7710(2021).
  22. Hosseini, S., et al. Efficient phenotypic sex classification of zebrafish using machine learning methods. Ecol Evol. 9 (23), 13332-13343 (2019).
  23. Dithmer, S., Blasig, I. E., Fraser, P. A., Qin, Z., Haseloff, R. F. The basic requirement of tight junction proteins in blood-brain barrier function and their role in pathologies. Int J Mol Sci. 25 (11), 5601(2024).
  24. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  25. Nishimura, Y., et al. Identification of a novel indoline derivative for in vivo fluorescent imaging of blood-brain barrier disruption in animal models. ACS Chem Neurosci. 4 (8), 1183-1193 (2013).
  26. Schoknecht, K., Eilers, J. Brain-to-blood transport of fluorescein in vitro. Sci Rep. 14 (1), 25572(2024).
  27. Harris, W. J., et al. In vivo methods for imaging blood-brain barrier function and dysfunction. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 50 (4), 1051-1083 (2023).
  28. Hamilton, N., Allen, C., Reynolds, S. Longitudinal MRI brain studies in live adult zebrafish. NMR Biomed. 36 (7), e4891(2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Evans Blue kleurstofzebravissmodelBBB permeabiliteitneurovasculaire beoordelinghersendissectieFiji beeldanalyseParkinsoniaanse zebravissenextravasatie van kleurstofgrijswaardenkwantificering

Gerelateerde artikelen