Methodenartikel

Het kweken van phoretische mijten geassocieerd met houtborende insecten

706 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2 september 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om laboratoriumculturen van phoretische mijten in verband met houtborende insecten op te zetten en te onderhouden, inclusief zowel roofzuchtige als schimmeletende soorten, met behulp van een kweekeenheid met aanpasbare voedselbronnen en schaalbare methoden voor experimenteel of toegepast onderzoek.

Samenvatting

Phoretische mijten zijn veel voorkomende medewerkers van een breed scala aan houtborende insecten, zoals Coleoptera: Curculionidae en Cerambycidae. Phoretische mijten behoren tot de weinige groepen organismen die in staat zijn om toegang te krijgen tot de broedplaatsen van hun gastheren. Deze organismen zijn minuscuul en vestigen nauwe associaties en affiniteit met biotische en abiotische omstandigheden in de galerijen van houtborende insecten. Hun aanwezigheid in de galerijen kan een aanzienlijke invloed uitoefenen op het gedrag en de voortplanting van kevers. Sommige soorten kunnen fungeren als natuurlijke antagonisten van de kevers en hun mutualistische schimmels, waardoor symbiotische relaties worden verstoord die hun succes garanderen. Deze kenmerken maken phoretische mijten veelbelovende kandidaten voor biologische bestrijdingsprogramma's gericht op houtborend ongedierte. Er zijn echter reproduceerbare methoden nodig voor het kweken van deze mijten om hun basisbiologie en ecologie te bestuderen en hun potentieel als biologische bestrijdingsmiddelen te beoordelen. Ondanks hun belang zijn er momenteel geen gedetailleerde protocollen voor het in stand houden van phoretische mijtpopulaties in gevangenschap. Deze studie presenteert een praktische en toegankelijke benadering voor het kweken van twee groepen phoretische mijten, fungivoren/detritivoren (Acari: Astigmata) (d.w.z. Histiogaster arborsignis) en roofdieren (Acari: Mesostigmata) (d.w.z. Proctolaelaps spp.). We stellen voor om gerolde gerstkorrels en nematoden te gebruiken als voedingsbronnen voor respectievelijk deze mijten. Deze voedselbronnen zijn praktisch en breed toegankelijk, vereisen minimaal onderhoud en bieden tegelijkertijd een gestandaardiseerd dieet dat is afgestemd op de voedingsbehoeften van de beoogde mijtgroepen. Een ondergrond op basis van gips en houtskool wordt gebruikt als vochtregulerende matrix. Deze combinatie biedt zowel voedselbronnen als een geschikte microhabitat voor langdurig onderhoud en reproductie van deze mijten. De beschreven methode is schaalbaar, waardoor onderzoekers de opfokeenheden kunnen uitbreiden in verhouding tot de grootte van de kolonie en de experimentele vereisten. Dit protocol biedt een cruciaal hulpmiddel voor het bevorderen van onderzoek naar de ecologische rol van phoretische mijten. Dit experimenteel gevalideerde systeem zorgt voor de levensvatbaarheid van de kolonie op lange termijn gedurende enkele maanden en meerdere generaties, terwijl het aanpasbaar blijft voor het kweken van andere mijttaxa onder laboratoriumomstandigheden.

Inleiding

Veel houtborende insecten voltooien het grootste deel van hun levenscyclus in bomen, waar ze zich voeden en vaak fungeren als vectoren van plantpathogenen, wat ernstige risico's met zich meebrengt voor landbouw- en bosecosystemen 1,2. Tot de meest schadelijke groepen behoren invasieve kevers in de families Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae en Curculionidae, die in verband zijn gebracht met uitgebreide boomsterfte en economische verliezen wereldwijd3. Florida herbergt meer dan 35 soorten ambrosiakevers (Coleoptera: Curculionidae), waarvan er minstens 15 bekend zijn die avocadobomen besmetten 4,5. Veel voorkomende soorten in boomgaarden zijn Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) en Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), vaak samen voorkomend in dezelfde boom 4,6. Deze kevers zijn vooral schadelijk omdat ze symbiotische schimmels vectoriseren, waarvan sommige pathogeen zijn voor planten7. De ernstigste ziekteverwekker is Harringtonia lauricola, de veroorzaker van laurierverwelking, die rond 2002 in de VS werd geïntroduceerd met zijn primaire vector, Xyleborus glabratus Eichhoff, 8,9. Laurierverwelking heeft de avocado-industrie in Florida en de inheemse Lauraceae verwoest, waarbij meer dan een half miljard bomen zijn gedood10,11. Bovendien komt H. lauricola nu voor in associatie met meerdere ambrosiakeversoorten, die fungeren als alternatieve vectoren in avocadosystemen waar X. glabratus zeldzaam is 4,12.

Mijten (Acari) zijn zeer diverse geleedpotigen die een breed scala aan ecologische niches bezetten. Onder hen worden verschillende groepen steeds meer erkend vanwege hun potentieel als biologische bestrijders vanwege hun roofzuchtige gedrag, hoge voortplantingssnelheden en het vermogen om te gedijen in verschillende omgevingen, waaronder bodem, plantoppervlakken en opgeslagen producten. Hun vermogen om uitbraken van plagen in kassen, kwekerijen en landbouwvelden te onderdrukken, onderstreept hun belang in programma's voor geïntegreerde plaagbestrijding (IPM)13,14. De familie Phytoseiidae omvat bijvoorbeeld verschillende soorten die van groot belang zijn voor de biologische bestrijding, met name Neoseiulus californicus Berlese en Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, die op grote schaal worden gebruikt voor de onderdrukking van spintmijten (Acari: Tetranychidae) en trips in kas- en veldgewassen15. Evenzo is de laelapide mijt Stratiolaelaps scimitus een biologisch bestrijdingsmiddel dat zich richt op in de bodem levende plagen zoals rouwmuglarven en tripspoppen en wordt het op grote schaal opgenomen in geïntegreerde plaagbestrijdingsprogramma's16. Porietische mijten vormen in dit verband een veelbelovende groep. Deze mijten vertrouwen op tijdelijke associaties met hun gastheren voor verspreiding en worden vaak aangetroffen in de galerijen of broedkamers van houtborende insecten zoals schors- en ambrosiakevers 17,18,19.

De diversiteit van phoretische mijten strekt zich uit tot zowel morfologie als ecologie. Sommige vertonen schimmeletend en detritief voedingsgedrag, terwijl andere roofzuchtig zijn. Gezien hun nabijheid tot hun gastheren, hebben phoretische mijten het potentieel om insectenpopulaties direct te onderdrukken door op eieren en larven te jagen, door ze fysiek te beschadigen, of indirect, door symbiotische associaties van houtborende insecten te verstoren 20,21,22,23.

Ondanks de groeiende belangstelling voor mijten en hun potentiële biologische bestrijdingsmiddelen, blijft de ontwikkeling van kweekprotocollen voor hen beperkt. Sommige studies hebben methoden gerapporteerd voor het kweken van vrijlevende roofmijten (Acari: Mesostigmata)24,25; De beschrijvingen missen echter vaak instructies voor het eerste vestigen van mijtenkolonies, wat een uitdaging vormt voor nieuwe acarologen. Momenteel zijn er geen vastgestelde protocollen beschikbaar voor het onderhouden van langdurige laboratoriumkolonies of het kweken van phoretische mijten voor experimenteel gebruik. Het protocol dat in deze studie wordt gepresenteerd, pakt deze leemte aan door een praktische, schaalbare en reproduceerbare methode aan te bieden voor het kweken van zowel roofmijten (d.w.z. Mesostigmata) als fungivore/detritivoor (d.w.z. Astigmata) mijten. Hoewel het protocol wordt beschreven in de context van phoretische mijten, is het breed toepasbaar op andere mijten en kan het gemakkelijk worden aangepast aan diverse onderzoeksdoelstellingen. Astigmata-mijten die met deze methode worden gekweekt, kunnen bijvoorbeeld dienen als kunstmatige prooi voor roofmijten26,27.

Deze studie had tot doel een gestandaardiseerd kweekprotocol voor phoretische mijten te ontwikkelen en te evalueren, onder de hypothese dat een breed toepasbare combinatie van substraat en dieet duurzame overleving en voortplanting kan ondersteunen in diverse mijttaxa (Mesostigmata en Astigmata).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het hier beschreven protocol is een verbeterde aanpassing van eerdere beschrijvingen van massakweektechnieken voor bodemgeleedpotigen24,25. Het omvat ook een nieuwe methode voor het massaal kweken van fungivore/detritivore phoretische mijten (d.w.z. Astigmata) met behulp van autoclaveerbare plastic zakken. De gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van het substraat van de houderij-eenheid

  1. Bij het starten van een kweek met 1-5 mijten, gebruik dan een pot met schroefdeksel van 5 ml om de visualisatie van de mijt tijdens het vestigen van de kolonie te vergemakkelijken. Om de startpotgrootte te kennen, berekent u ongeveer 20 mijten per containervolume van 30 ml.
    OPMERKING: Als u bijvoorbeeld een kweek start met 5-20 mijten, gebruik dan een doorzichtige pot van 30 ml of kleiner met schroefdeksel. Als je een kweek start met 20-40 mijten, gebruik dan de volgende potmaat (60 ml).
  2. Bereid een droog mengsel van 90 g gips en 10 g actieve kool in poedervorm (9:1) in een autoclaveerbare bekerglas van 500 ml. Roer het poeder tot het volledig gemengd is voordat u het autoclavert.
  3. Dek het bekerglas af met aluminiumfolie om te voorkomen dat er tijdens het autoclaveren water in de bak komt.
  4. Bereid een mengsel van stukjes biologische schors en veenmos (2:1) in een autoclaveerbaar bekerglas. Bereid voldoende voor om ongeveer de helft van de kweekcontainer te bedekken.
    OPMERKING: Als u bijvoorbeeld een container van 120 ml voorbereidt, bereidt u ongeveer 60 ml van het substraat voor.
  5. Dek het bekerglas af met aluminiumfolie om te voorkomen dat er tijdens het autoclaveren water in de bak komt.
  6. Giet 500 ml gedestilleerd water in een autoclaveerbare bekerglas.
  7. Dek het bekerglas af met aluminiumfolie.
  8. Autoclaaf het droge mengsel, het schors-mosmengsel en het gedestilleerde water in aparte afgedekte bekers. Stel de autoclaaf in op 30 minuten op 121 °C en 15 psi, met een droogtijd van 30 minuten.
  9. Laat de materialen ca. 1 uur afkoelen tot kamertemperatuur (25 °C). Laat alle materialen tijdens het afkoelen afdekken met folie.
  10. Eenmaal afgekoeld, giet je 50 ml geautoclaveerd gedestilleerd water per keer in de mix van actieve kool en gips, waarbij je het mengsel elke keer mengt als er meer water wordt toegevoegd. Herhaal het proces totdat een romige consistentie is bereikt (de ideale consistentie is vergelijkbaar met mayonaise).
  11. Giet het mengsel onmiddellijk op de bodem van de pot en tik het een paar keer zachtjes tegen een plat oppervlak om de luchtbellen te verwijderen. Giet genoeg om een laag van 1 cm van het mengsel te maken.
    OPMERKING: Als u een pot gebruikt die kleiner is dan 30 ml, pas dan de dikte van de laag aan tot ongeveer 25% van de hoogte van de pot.
  12. Wacht tot het mengsel volledig is opgedroogd (ongeveer 6 uur) (Figuur 1A,B).
  13. Voeg gedestilleerd water toe aan de onderste laag tot deze donkerder grijs wordt. Voeg voldoende water toe om deze laag te verzadigen zonder het oppervlak nat te maken. Als er te veel water wordt gegoten, gebruik dan een stuk keukenpapier om het overtollige water te absorberen.
  14. Voeg het geautoclaveerde mengsel van stukjes organische schors en veenmos (2:1) toe aan de opfokeenheid. Voeg genoeg toe om de helft of minder van de opfokeenheid te bedekken (figuur 1C).
    OPMERKING: Als u een teelt start met 1-5 mijten, voeg dan een enkel klein stukje schors en/of een streng veenmos toe om de visualisatie van de mijt tijdens het vestigen van de kolonie te vergemakkelijken (Figuur 2A).

2. Voorbereiding van een geventileerd deksel

  1. Boor een gat in het midden van het deksel van de pot. Boor voor een pot van 30 ml een gat met een diameter van 1 cm. Vergroot voor grotere containers de grootte van het gat met een snelheid van ongeveer 2 mm diameter voor elke 30 ml toename van het volume van de container (d.w.z. gat met een diameter van 1.2 mm voor een container van 60 ml, 1.4 mm voor een container van 90 ml, enz.).
    OPMERKING: Bij gebruik van een pot kleiner dan 30 ml is het niet aan te raden om een gat in het deksel te boren, omdat het substraat snel uitdroogt (Figuur 2B). Zorg ervoor dat de container elke 2 dagen wordt geopend voor luchtverversing.
  2. Gebruik hete lijm om een mijtbestendig gaas (80 μm opening of minder) op het gat te bevestigen. Breng de hete lijm aan rond het gat aan beide zijden van het deksel om ervoor te zorgen dat alle spleten bedekt zijn (Figuur 1D).

3. Overdracht van voedselbronnen en phoretische mijten

  1. Bied kleine stukjes (ongeveer 20% van het oppervlak) van prooien/voedsel apart aan in de opfokeenheid.
    OPMERKING: Bepaal de voedselbron op basis van de voedingsgewoonten van de mijt die wordt gekweekt. Voor roofmijten (d.w.z. Mesostigmata) bieden nematoden en/of larven en eieren van Astigmata-mijten (d.w.z. Aleuroglyphus ovatus ofThyreophagus entomophagus) aan27. De meest toegankelijke en gemakkelijk te kweken nematode om roofmijten te voeden zijn microwormen (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), gemakkelijk verkrijgbaar in de handel voor gebruik als voedselbron voor pootvis. U kunt ook in de handel verkrijgbare entomopathogene nematoden gebruiken, zoals Steinernema spp. en Heterorhabditis spp.28. Voor schimmelivoren/detritivoren (d.w.z. Astigmata), bied gerolde gerstkorrels en havermout aan.
  2. Breng de mijten met een fijne kwast over naar de opfokeenheid.
  3. Label de culturen. Schrijf wetenschappelijke en algemene namen (indien beschikbaar), datum, locatie van verzameling en gastheer.
  4. Observeer de mijten na 24 uur onder de stereomicroscoop om te bepalen welke prooi/voedsel de voorkeur heeft van hen.
  5. Bewaar de culturen in een temperatuurbereik van 25-27 °C in volledige duisternis.

4. Verzameling van gastheer en phoretische mijten

  1. Kies en lokaliseer de phoretische gastheren. Veel houtborende kevers en andere insecten dienen als phoretische gastheren van mijten. Verkenningsgebieden en specifieke ecologische niches bezet door de phoretische gastheer.
  2. Verzamel de gastheren met behulp van methoden die ervoor zorgen dat de phoretische mijten na het verzamelen in leven blijven, zoals aas, vangen, netten verzamelen en/of met de hand plukken. Vermijd het gebruik van dodende middelen.
    OPMERKING: De verzamelmethode is afhankelijk van de phoretische gastheer. Schors- en ambrosiakevers kunnen bijvoorbeeld worden verzameld met behulp van Lindgren-trechtervallen, door handmatig boomstammen uit te graven of door aangetaste boomstammen in containers te plaatsen die dienen als ontsnappingskamers29.
  3. Breng de phoretische gastheren over naar het laboratorium.
  4. Gebruik een stereomicroscoop (40-200×) om de phoretische mijten op het lichaam van de gastheer te lokaliseren.
    OPMERKING: Phoretische mijten zitten vaak vast aan kevervleugels (dekschild), zachte nagelriem (d.w.z. tussen been- en lichaamssegmenten), thorax en onder de dekschilden.
  5. Na het voorbereiden van de kweekeenheid (volgens stap 2, stap 3 en stap 4), verwijdert u de mijten voorzichtig uit het lichaam van de gastheren met een fijne penseel.
  6. Onderzoek de verzamelde exemplaren onder een stereomicroscoop (40-200×) om te controleren of alle mijten die aan de kweekeenheid worden toegevoegd, morfologisch uniform zijn. Als er meerdere morfotypen worden gedetecteerd, scheid ze dan en stel individuele houderij-eenheden vast voor elk afzonderlijk morfotype.
  7. Breng de foretische mijten met een fijne kwast over op de opfokeenheid.

5. Onderhoud van de cultuur

  1. Observeer de culturen elke 2 dagen onder een stereomicroscoop (40-200×). Controleer op tekenen van besmetting met sporofyten (schimmels), andere mijten en bacteriën.
  2. Elimineer verontreiniging handmatig met behulp van een gesteriliseerd gereedschap zoals een tang. Kleine schimmelgroei kan worden beheerd door 70% EtOH voorzichtig rechtstreeks op de schimmeldraden aan te brengen met een kwast. Elimineer alle niet-herkende mijten.
    OPMERKING: Sommige levensfasen van mijten zien er morfologisch anders uit dan andere. Veel astigmatide mijten zullen bijvoorbeeld phoretische deutonimfen (hypopi) produceren die geen gelijkenis vertonen met andere levensfasen. Onderzoek in de literatuur naar morfologische verschillen tussen de levensfasen van de mijt die wordt gekweekt.
  3. Vul de voedselbron aan. Voeg net genoeg voer toe om te consumeren voor het volgende teeltonderhoud om vervuiling van de opfokeenheid te voorkomen.
  4. Voeg gedestilleerd water toe aan de bodem van de experimentele unit om de luchtvochtigheid hoog te houden (>75%). Gebruik een pipet om water toe te voegen in stappen van 1 ml. Voeg voldoende water toe om deze laag te verzadigen zonder het oppervlak nat (glanzend) te maken. Als het oppervlak te vochtig wordt, gebruik dan een papieren handdoek om het overtollige water te absorberen totdat het oppervlak ondoorzichtig wordt.
    OPMERKING: Als de laag water opneemt, wordt deze donkerder grijs.
  5. Schud de opfokeenheid een keer per week voorzichtig om verdichting van het substraat te voorkomen. Deze stap is belangrijk voor culturen die worden bewaard in containers van meer dan 500 ml.

6. Opschaling van roofzuchtige phoretische mijtenculturen

  1. Na 2-4 weken kweek, of wanneer de cultuur verzadigd is met mijten, maak je een grotere pot klaar met prooien volgens de hierboven beschreven stappen. Om de grootte van de benodigde pot te kennen, schat u het aantal mijten dat wordt overgedragen en gebruikt u de regel van 20 mijten per 30 ml.
    LET OP: Wanneer de cultuur verzadigd is met mijten, beginnen ze zowel op het substraat als op het deksel te kruipen. Dit is over het algemeen het moment om de cultuur op te schalen naar een grotere container.
  2. Breng al het substraat met mijten over van de oude pot naar de nieuwe.
  3. Draai de oude pot ondersteboven boven de nieuwe pot en tik op de bodem om mijten uit de oude bak op de nieuwe kweekeenheid te verjagen.
  4. Als er een aanzienlijk aantal mijten in de oude pot achterblijft, breng deze dan handmatig over met een fijne kwast.

7. Opschaling van schimmel-/detritivorenculturen naar het massaal kweken van plastic zakken

OPMERKING: Omdat fungivore/detritivore mijten de granen consumeren, kunnen hun frass en rottend organisch materiaal het kweeksubstraat snel vervuilen, waardoor de omstandigheden schadelijk worden voor de mijten. Daarom worden kleine kweekeenheden, tot een pot van 120 ml, aanbevolen om kleine kolonies schimmeletende mijten in stand te houden. Voor het opschalen of massaal kweken van schimmeletende mijten zijn autoclaveerbare zakken met gerolde gerst aan te bevelen.

  1. Voeg 100 g gerstrolletjes of havermout toe aan een gefilterde, autoclaveerbare zak van 19 cm x 19 cm x 32 cm (vaak gebruikt voor de champignonteelt) (Figuur 3).
  2. Voeg 25 ml gedestilleerd water toe aan de korrels.
  3. Sluit de zak losjes zodat deze niet barst in de autoclaaf.
  4. Autoclaveer de zak met behulp van de cyclus Vloeistof 30 (121 °C).
  5. Wacht tot de korrels volledig zijn afgekoeld voordat u mijten introduceert.
    OPMERKING: De korrels moeten na autoclaaf zacht en vochtig zijn. De initiële hoeveelheid water kan afhangen van het graantype en het merk, vanwege verschillen in de manier waarop ze worden verwerkt. De hoeveelheid water die aan de korrels wordt toegevoegd, kan worden aangepast door deze met 5-10 ml te verhogen of te verlagen ten opzichte van de protocolaanbeveling (25 ml). Als de korrels er bijvoorbeeld helemaal droog uitzien, voeg dan 5-10 ml extra water toe voordat u gaat autoclaveren. Als er zichtbaar water op de bodem van de zak aanwezig is, verminder dan de hoeveelheid water die wordt toegevoegd voordat u gaat autoclaveren met 5-10 ml.
  6. Breng de mijten uit de kweekpot over in de zak. Gebruik een kleine theelepel of iets dergelijks om een mix van alle levensfasen van het oppervlak te scheppen. Breng alleen de mijten over met het graansubstraat. Breng de stukjes schors en veenmos niet over, omdat dit bronnen van schimmelbesmetting zijn.
  7. Sluit de zak af met een plastic zaksealer.
  8. Bewaar de culturen op een temperatuurbereik van 25-27 °C, bij voorkeur in het donker.

8. Schimmelvoor/detritivoren cultuuronderhoud in plastic zakken

  1. Terwijl de mijten de granen consumeren, worden ze omgezet in poeder en hebben ze de neiging om te verdichten. Schud de zakken twee keer per week om ervoor te zorgen dat het voedselsubstraat wordt belucht en gemengd.
  2. Wanneer de meeste (>75%) granen zijn geconsumeerd of als er sprake is van besmetting met schimmels of bacteriën, maak dan een nieuwe zak klaar volgens stap 8.
  3. Breng de mijten over in de nieuwe zak. Zorg ervoor dat het poedervormige substraat wordt overgebracht, omdat dit de hoogste concentratie mijten zal hebben.
    OPMERKING: De tijd dat mijten in de zak moeten blijven voordat ze naar een nieuwe worden overgebracht, is afhankelijk van de mijtensoort in kwestie, het initiële aantal geïntroduceerde mijten en de temperatuur waarop ze worden bewaard. In de meeste gevallen gaan de tassen ongeveer drie weken mee voordat ze vervangen moeten worden.

9. Maandelijkse inspectie van de kolonie

  1. Bereid een keer per maand microscoopglaasjes voor van 5-10 volwassen mijten in de kolonie met behulp van Hoyer's medium30.
  2. Controleer de preparaten onder de microscoop (400-1000×) om er zeker van te zijn dat de gekweekte mijtensoort niet is vervangen door een verontreiniging.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het protocol dat in dit manuscript wordt beschreven, ondersteunde effectief de groei en voortplanting van twee roofmijtsoorten, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) en Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), en een fungivore/detritivoorsoort, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), onder laboratoriumomstandigheden. Voor elke mijtensoort werden tien kolonies (replicaten) geprepareerd. Elke kolonie werd geïnitieerd met vijf individuen ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De huidige studie toont aan dat het voorgestelde kweekprotocol de overleving en reproductie van zowel roofmijten (Lasioseius safroi en Proctolaelaps sp.) als een schimmeletende/detritivore soort (Histiogaster arborsignis) onder gecontroleerde laboratoriumomstandigheden effectief ondersteunde. Gedurende de periode van 14 dagen werden substantiële populatietoenames geregistreerd, met een gemiddelde koloniegrootte van meer dan 200 individuen na de overgang van ml ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door het National Plant Disease Recovery System in het kader van een in-house project van de USDA (5010-22410-024-00-D) en de USDA NIFA-subsidie 2024-51181-43302.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5 mL Clear Containers With LidAmazon - Medsuo‎Y-ZS-11-299
Detail Thin Paint Brush Set 6 pcsAmazon - TransonSJGGX6
Everyday Aluminum Foil Reynolds Wraphttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830&gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Impulse Heat Bag SealerAmazon - runruii619438296390
Multi Filter Strips Autoclavable BagAmazon - Microsac bagsB076C2KTMD
Organic Coconut Activated Charcoal (Powder) Food GradeAmazon - Belle ChemicalAC - 01
Plaster of Paris (Powder)DAP10318
Repti BarkZoo MedRB4
Rolled Barley FlakesAmazon - Mulberry Lane FarmsB015EURFTY
Rolled OatsQuaker30000562314
Sphagnum MossAmazon - RiareB0B1TCJQ6R
Stainless Steel Woven Wire 200 MeshTIMESETLTXJ-484-US
Steris Amsco Lab 250SterisRSLAB250
Walter Worm - Panagrellus silusioides CultureAmazon - Josh's FrogsB08XY3LM46
Wide Mouth Plastic Jars Round Clear with Black LidsAmazon - Eternal Moment73417297318230 tot 250 mL beschikbaar

Referenties

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Mijtenkweekbiologische bestrijdingkevergedragschimmelsymbiosesubstraat van gips en houtskooldieet van gerstekorrelsvoeding met nematodenonderhoud van laboratoriumkolonies

Gerelateerde artikelen