Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In vivo Confocale microscopie bij de diagnose en behandeling van droge ogen: een focus op beeldvormingsprotocollen en interpretatie

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69156

⸱

11 november 2025

 ,  , 
1Hankou Aier Eye Hospital, 2Aier Eye Hospital of Wuhan University, 3School of Stomatology and Ophthalmology, Xianning Medical College, Hubei University of Science and Technology

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel demonstreert de werking en het effect van in vivo confocale microscopie bij de diagnose en behandeling van droge ogen en onderzoekt de toepassing en resultaten van in vivo confocale microscopie om een basis te bieden voor toekomstig onderzoek.

Samenvatting

In vivo confocale microscopie (IVCM) heeft veel aandacht gekregen vanwege het niet-invasieve karakter en de hoge resolutie. Het maakt in vivo observatie en objectieve kwantificering mogelijk van talrijke aan droge ogen (DED) gerelateerde oogoppervlakstructuren, waaronder het hoornvlies, het bindvlies, de ooglidrand, de klieren van Meibom en parasieten zoals Demodex, op cellulair niveau. Deze mogelijkheid helpt oogartsen bij het identificeren van specifieke etiologieën en subtypes van DED, waardoor een nauwkeurige diagnose, gerichte behandeling en prognostische evaluatie mogelijk worden. Gestandaardiseerde protocollen voor de werking en rapportage van IVCM ontbreken echter. Vaardigheid in zowel oogheelkundige kennis als technische bediening is essentieel om dit apparaat effectief te gebruiken en rapporten van hoge kwaliteit te genereren. Dit artikel beschrijft de procedurele stappen en nuances van IVCM-onderzoek voor DED-patiënten. Dit is het eerste JoVE stap-voor-stap IVCM protocol voor DED. Het is bedoeld als referentie voor clinici, hen te helpen operationele inefficiënties te voorkomen en consequent hoogwaardige beelden van het hoornvlies- en oogoppervlak te verkrijgen als leidraad voor de klinische behandeling.

Inleiding

Vanwege beperkingen in lokale medische middelen of financiële lasten voor de patiënt, richt de klinische diagnose van DED zich vaak alleen op een basisaspect (bijv. observatie onder de spleetlampmicroscoop, klagen over droogheid en jeuk aan de ogen) of zelfs een enkele indicator (bijv. invasieve traanfilmafbraaktijd, traansecretietest of Demodex-besmetting). IVCM-applicatie is niet algemeen beschikbaar, laat staan dat er standaardisatieprotocollen voor zijn. Voor oogheelkundige instellingen die zijn uitgerust met IVCM, beveelt de auteur echter aan dat nieuwe patiënten een uitgebreid microscopisch onderzoek ondergaan om weglatingen te voorkomen, waaronder het hoornvlies, het bindvlies en de ooglidrand. Voor dubbelzinnige DED-gevallen of voor het detecteren van DeDedex is IVCM vooral geschikt voor een expliciet antwoord.

Droge ogen (DED) wordt gedefinieerd als een chronische aandoening van het oogoppervlak die wordt veroorzaakt door afwijkingen in de kwaliteit of kwantiteit van traanvocht en verminderde stabiliteit van de traanfilm. In de Dry Eye Workshop II (DEWS II) wordt DED ingedeeld in vijf typen: waterige droge ogen (ADE), verdampende droge ogen (EDE), gemengde droge ogen (MDE), aanleg voor droge ogen en preklinische droge ogen toestand1. Ralene et al. vatte de belangrijke klinische praktijk van IVCM bij verschillende soorten droge ogen samen, inclusief de literatuur gepubliceerd van 2017 tot 20222. Recent onderzoek heeft aangetoond dat ontsteking een sleutelrol speelt in de pathogenese van DED 3,4. Vooral de dichtheid van dendritische cellen (DC's) kan een goede indicator zijn van DED geassocieerd met een systemisch immuungemedieerd proces5.

De IVCM maakt gebruik van confocale lasertomografietechnologie. Het biedt horizontale en verticale resoluties van 1 μm. Gedetailleerde technische specificaties van het apparaat zijn gedocumenteerd in het rapport van Jeremy et al6. Tijdens het onderzoek van het oogoppervlak wordt IVCM eerst aangebracht op het hoornvlies7, gevolgd door het bindvlies en de klieren van Meibom8. Demodex blefaritis heeft de afgelopen jaren steeds meer klinische aandacht gekregen 9,10. IVCM geeft duidelijke beelden van het hoornvlies, het bindvlies en de ooglidrand. Met deze beelden kunnen clinici de ziektestatus beoordelen en de beeldvorming en kwantificering van ontstekings- en immuuncellen vergemakkelijken.

Bij DED-beoordeling ligt onze focus op: hoornvliesepitheelcellen (CEC); subepitheliale zenuwvezels (SNF); interepitheliale en subepitheliale inflammatoire/immuuncellen; conjunctivale bekercellen (CGC's); conjunctivale inflammatoire/immuuncellen; klier acini en openingen van Meibom; Demodex folliculorum en Demodex brevis; en ontstekingscellen in de omliggende weefsels. Deze nadruk komt voort uit de pathofysiologie: disfunctie van de klier van Meibom leidt tot verminderde secretie of veranderde samenstelling van de lipidenlaag van de traanfilm, wat resulteert in versnelde traanverdamping en beschadiging van het oogoppervlak. Demodex-besmetting draagt bij aan jeuk en ongemak aan de ogen. CGC's scheiden mucine af, een kritieke traanfilmcomponent; hun uitputting kan mucine-deficiënte DED veroorzaken. Omgekeerd beschadigt DED zelf de structuren van het oogoppervlak, waaronder CEC en SNF, en verhoogt vervolgens de inflammatoire/immuunceldichtheid in hoornvlies- en bindvliesweefsels. Nadat we de ideale foto's hebben verkregen, kunnen we de ingebouwde kwantitatieve tools van de software effectief gebruiken om de vele genoemde cellen te tellen (Figuur 1). Maar voor de morfologische diversiteit van SNF moeten we vertrouwen op analytische software om te helpen bij de kwantificering11,12.

IVCM is onmisbaar voor real-time beoordeling van hoornvlieslagen, zenuwvezels en inflammatoire/immuuncellen in oogoppervlakteweefsels. Voor het evalueren van CGC's dient afdrukcytologie als een alternatieve methode. Deze techniek richt zich op het fornix-bindvlies, waar de dichtheid van de bekercellen piekt, wat doorgaans hogere waarden oplevert dan IVCM-metingen13,14. De resultaten zijn echter onderhevig aan kleurvariabiliteit en de expertise van de operator, terwijl het tijdrovende protocol de routinematige klinische implementatie beperkt. Obstructie van de klieropening van Meibom is direct waarneembaar via spleetlampmicroscopie, maar deze methode kan geen door Demodex brevis geïnduceerde blokkades detecteren, die IVCM nauwkeurig identificeert. Voor het diagnosticeren van Demodex-besmetting biedt wimperepilatie met lichtmicroscopisch onderzoek een goedkope methode. Hoewel deze aanpak technisch eenvoudig is, heeft deze aanzienlijke beperkingen: ongemak voor de patiënt beperkt meervoudige bemonstering, mijten die zich diep in de wimperfollikels of klieropeningen van Meibom bevinden, blijven niet detecteerbaar15. IVCM daarentegen maakt uitgebreid onderzoek mogelijk van meerdere plaatsen in de ooglidranden, waaronder wimperfollikels en klieropeningen van Meibom, met minimaal ongemak voor de patiënt. Deze aanpak bereikt aanzienlijk hogere diagnostische positiviteitspercentages door real-time in vivo visualisatie van parasieten in hun microhabitats16,17.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De onderzoeksprocedure is goedgekeurd door de ethische commissie van het Hankou Aier Eye Hospital en van alle patiënten is geïnformeerde toestemming verkregen.

OPMERKING: De inclusiecriteria voor patiëntenselectie omvatten patiënten met klachten van droge en jeukende ogen, en personen die routinematig oogonderzoek willen. De uitsluitingscriteria voor patiëntenselectie omvatten patiënten met hoornvliesperforatie of dreigende hoornvliesperforatie, patiënten die allergisch zijn voor lokale oculaire anesthetica, personen die te jong zijn (bijv. jonger dan 3 jaar) of te oud om mee te werken, patiënten met smalle ooglidspleten die geen ooglidspatulum kunnen bevatten, zwangere vrouwen en personen die om andere redenen niet kunnen meewerken. Een kort workflowdiagram is te vinden in Figuur 2. En de gedetailleerde bedieningsstappen zijn als volgt.

1. Vooronderzoek

  1. Materiaalvoorbereiding: IVCM-apparaat, contactkap voor het hoornvlies, oogheelkundige topische anesthesie, koppelingsmiddel, medische wattenstaafjes, ooglidspeculum, alcoholballen, alcoholreservoir, ontstekingsremmende oogdruppels (Figuur 3).
  2. Begrijp de belangrijkste componenten van IVCM-apparatuur (Heidelberg Retinal Tomography Rostock Cornea Module (HRT-RCM)), focusknop, bewakingscamera, blikgeleidingslicht, kinsteun, voorhoofdsteun, knop voor het schakelen tussen linker-/rechterogen, draaiknoppen om HRT-RCM triaxiaal te bewegen, knop voor het vastleggen van beelden en voetpedaal, computer met speciale IVCM-software), en bereid het IVCM-apparaat voor met koppelingsgel.
  3. Voorbereiding van de examinator: Draag een masker en desinfecteer de handen met gel op alcoholbasis of draag wegwerphandschoenen.
  4. Desinfectie van het apparaat: Veeg het voorhoofd en de kinsteunen van de apparatuur af met alcoholdoekjes.
  5. Uitleg procedure: Leg de patiënt kort uit dat het onderzoek pijnloos is om angst te verlichten.

2. Tijdens het examen

  1. Verifieer en maak een nieuw patiëntendossier aan met de bijbehorende software op de computer.
  2. Topische verdoving toedienen: Dien er twee druppels van toe in de onderste fornix met een interval van 3 minuten voorafgaand aan de ingreep.
  3. Bereid de rostock hoornvliesmodule (RCM) van het IVCM-apparaat voor: Smeer het laseremitterende gebied van RCM in met koppelingsgel (zorg ervoor dat er geen luchtbellen zijn) (Figuur 4 en Figuur 5), en alleen een voldoende hoeveelheid koppelingsmiddel (meestal een of twee druppels, niet te veel) kan zorgen voor volledig contact met de hoornvliescontactkap en uiteindelijk de ideale nulstellingsinterface bereiken. Bevestig een wegwerpdop voor het hoornvliescontact.
  4. Plaats het apparaat: Trek de RCM volledig in. Zet de voorhoofdssteun horizontaal vast. Stel de bewakingscamera in op de tijdelijke kant van het onderwerp. Zoek de positie van het stoppunt van de camera, dat loodrecht staat op de optische as van de RCM.
  5. Scherpstelling kalibreren: Draai aan de scherpstelknop totdat de software een gemaximaliseerde witte facula weergeeft met een beeldkwaliteitswaarde van precies 100. Zet de dieptewaarde op nul (nulstelling).
  6. Selecteer scanmodus: Standaard in sectiemodus , tenzij anders aangegeven. Om de activiteit van Demodex-mijten te observeren, kan de sequentiemodus worden gebruikt voor het continu opnemen van dynamische beelden.
  7. Plaats de patiënten: Laat de kin stevig op de kinsteun rusten. Druk het voorhoofd tegen de voorhoofdssteun. Stel de onderzoekstafel en kinsteun in op de lengte van de patiënt.
  8. Ooglidspeculum inbrengen: Vraag de patiënt om naar beneden te kijken terwijl hij een wattenstaafje gebruikt om het bovenste ooglid op te tillen voor plaatsing, en vraag de patiënt om omhoog te kijken terwijl hij het onderste ooglid voorzichtig naar beneden trekt met een wattenstaafje voor plaatsing.
  9. Laatste instructies: Bevestig opnieuw de juiste positionering van het hoofd. Herinner de patiënt eraan om ontspannen te blijven en beweging te vermijden. Meld ongemak onmiddellijk.
  10. Protocol voor hoornvliesonderzoek
    1. Begin met macroscopische uitlijning: Pas de RCM visueel aan om de top van het hoornvlies te benaderen (Figuur 6). Schakel over naar de bewakingscamera van het apparaat voor fijnafstelling wanneer de RCM het hoornvlies nadert. Leid de patiënt om zijn blik te draaien voor laesiehoornvliezen, waarbij de laesie onder de RCM wordt gecentreerd. Zorg voor zacht contact om beschadiging van het hoornvlies te voorkomen.
    2. Belangrijkste techniek: De contactkap van het hoornvlies heeft een grote fysieke omvang, maar een extreem kleine optische zone (beperkt tot het laser-emitterende centrale gebied). Kritieke vereiste: Bereik zeer nauwkeurig contact tussen de dop en het doelweefsel, aangezien een slechte hechting beeldvormingsartefacten veroorzaakt (bijv. bubbels, olie-interferentie of volledig signaalverlies).
      OPMERKING: Voor continue beeldvorming drukt u het voetpedaal in voor langdurig scannen om opeenvolgende dieptebeelden vast te leggen en te voorkomen dat u kritieke gegevens mist.
  11. Gelaagde hoornvliesbeoordeling: scan van oppervlakkige naar diepe lagen in deze volgorde: CEC, SNF, Subepitheliale ontstekingscellen.
    1. Concentreer u op de inferieure krans, het aanbevolen herkenningspunt, en aangrenzende superieure/inferieure regio's18.
  12. Neus conjunctivaal onderzoek
    1. Stel het brandpuntsvlak opnieuw in op de dieptewaarde van nul. Breng koppelingsgel aan op de dop. Instrueer de patiënt om tijdelijk of inferotemporeel te staren. Beweeg de RCM voorzichtig op het bindvliesoppervlak. Gelijktijdige manoeuvres: Pas de RCM-positie aan voor een optimaal gezichtsveld met de rechterhand. Draai met de linkerhand aan de focusknop om bekercellen in de buitenste bindbindende laag te identificeren.
  13. Ooglidspeculum verwijderen: Instrueer de patiënt om naar beneden te kijken en gebruik een wattenstaafje om het bovenste ooglid op te tillen voor verwijdering. En instrueer de patiënt om omhoog te kijken en voorzichtig op het onderste ooglid te drukken met een wattenstaafje om het te verwijderen.
  14. Apparaat resetten: Laat de voorhoofdssteun los en til deze op. Zet de scherpstelknop op nul. Breng de koppelingsgel opnieuw aan op het RCM-oppervlak.
  15. Evaluatie van de klier en wimperfollikels van Meibom
    1. Positionering van de patiënt: Instrueer neerwaartse blik. Manoeuvre van de onderzoeker: Til de huid van het bovenste ooglid voorzichtig op en druk deze naar binnen om de ooglidrand evenwijdig aan het hoornvlieskapvlak uit te lijnen. Verplaats de RCM horizontaal om meer afbeeldingen van hetzelfde type structuur te bekijken; beweeg de RCM verticaal (van onder naar boven) om over te schakelen van het onderzoeken van de klieropeningen van Meibom naar de klier acini en vervolgens naar de wimperwortels.
      OPMERKING: Beginners kunnen het ooglid naar voren brengen voor een betere belichting bij het onderzoeken van de klieropeningen van Meibom. We stellen de locatie van de inspectie voor in het centrale 1/3 van het bovenste ooglid voor dit deel.
    2. Kwantitatieve standaarden (institutioneel protocol): Beoordeel 8 opeenvolgende follikels met aangrenzende acini15 en onderzoek 4-8 opeenvolgende klieropeningen. Dieptekalibratie: Om duidelijke beelden van follikels te verkrijgen, stelt u scherp totdat Demodex-mijten scherpe randen vertonen (indien aanwezig). Voor het verkrijgen van heldere beelden van acinis is de aanbevolen waarde ongeveer 30-50 μm diepte. En voor openingen is het ongeveer 30 μm (pas aan voor de zichtbaarheid van Demodex brevis als deze besmet is)19.

3. Nabespreking

  1. Zorg na de procedure: Voer handhygiëne uit en desinfecteer de handen grondig. Veeg voorzichtig resterende koppelingsgel, scheuren of vuil van het oogoppervlak weg met een wattenstaafje. Dien antibiotische oogdruppels toe om infectie te voorkomen.
  2. Instructies voor de patiënt: Adviseer de patiënt om op de dag van het onderzoek niet in de ogen te wrijven.
  3. Rapportage: Analyseer alle verkregen beelden uitgebreid en genereer een diagnostisch rapport. Rapportagevereisten: Voeg ten minste één afbeelding per weefselstructuur toe en voeg indien nodig meer toe voor abnormale bevindingen. Alle geselecteerde afbeeldingen moeten worden gerangschikt op onderzoeksvolgorde en dieptewaarde, gevolgd door nauwkeurige beschrijvingen en metingen.
  4. Instructies voor afvalverwerking: Wegwerpmaterialen (contactdoppen, wattenstaafjes, anesthesiecontainers) dienen deze in de medische afvalbak te gooien voor verdere professionele verwijdering.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Alle IVCM microscopische beelden werden verkregen met een resolutie van 384 pixels × 384 pixels, een waarnemingsveld van 400 μm × 400 μm. Als het op de juiste manier "op nul" is gezet, zal dit onderzoek slechts drie mogelijke uitkomsten in het beeldkader weergeven: i) Helemaal geen beeld (mislukt experiment): De centrale optische zone maakte geen contact met het doelweefsel. ii) Slechts een gedeeltelijk beeld (Figuur 7) of andere abnormale situaties (

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Een PubMed-literatuuronderzoek met behulp van de trefwoorden "in vivo confocale microscopie" en "droge ogen" (opgehaald in juni 2025) leverde > 300 publicaties op. Met name de jaarlijkse publicatiepercentages zijn sinds 40 gestabiliseerd op ongeveer 2021 papers per jaar. Bredere toepassingen van IVCM bij aandoeningen van het oogoppervlak hebben de afgelopen twee decennia (2004-2024) > 2.000 studies opgeleverd. Klinisch gezien heeft IVCM een revolutie teweeggebracht in de beoorde...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflict.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken Lina Jin van het Hankou Aier Eye Hospital en Min Chen van de afdeling Oogheelkunde van het Wuhan Asia Heart Hospital voor het helpen met enkele foto's, en alle deelnemers en medewerkers die voor de operatieprocedure werken. Dit onderzoek werd ondersteund door een subsidie van Scientific Research Projects van de Wuhan Municipal Health Commission (WX23A20).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Absorbent cotton ballsJIAN QI, Chinahttp://www.hnjianqi.comVoor het maken van alcoholballen, klein
Alcohol-based gelLi Kang, Shanghai, China31107904Hand antiseptisch afspoelvrij gel, 500ml
Carbomer Eye DropsVidisic, Duitsland8187195Steriele oftalmische gel voor koppelingsmiddel, 10g
Corneal contact cap(TomoCap)Heidelberg, Duitsland18829Optisch medium en contact met de cornea aseptisch
Eyelid speculumAsicon, China6102AVoor het openen van de ogen
Heidelberg Eye Explorer softwareHeidelberg, DuitslandVersie 1.5.2.0De software die bij het IVCM-apparaat hoort
IVCM deviceHeidelberg, DuitslandHRT-?,08398De hoofdapparatuur van het onderzoek
Medical cotton swabsEsound Med, Chinawww.e-soundmed.comVoor het schoonmaken van de ogen van patiënten en het assisteren bij het openen van de ogen, 10cm
75% Medicinal alcoholHUICHANG, Chinawww.huichang888.cnVoor het maken van alcoholballen, 75%±5% 500ml
0.4% Oxybuprocaine Hydrochloride Eye DropsSanten, Japanhttp://www.santen.co.jpOftalmisch topisch anesthetisch, 0,4% (0,5ml: 2mg)
Tobramycin Eye DropsTOBREX, België8453824Ontstekingsremmende oogdruppels, 0,3% (5ml: 15mg)

Referenties

  1. Craig, J. P., et al. TFOS DEWS II definition and classification report. Ocul Surf. 15 (3), 276-283 (2017).
  2. Ralene, S., Kenneth, Y., Yu-Chi, L., Louis, T. In vivo confocal microscopy in different types of dry eye and meibomian gland dysfunction. J Clin Med. 11, 2349(2022).
  3. Bron, A. J., et al. TFOS DEWS II pathophysiology report. Ocul Surf. 15, 438-510 (2017).
  4. Kheirkhah, A., Rahimi, D. R., Cruzat, A. Corneal epithelial immune dendritic cell alterations in subtypes of dry eye disease: a pilot in vivo confocal microscopic study. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56, 7179-7185 (2015).
  5. Jodi, H., Harrison, D., Anat, G. Can in vivo confocal microscopy differentiate between subtypes of dry eye disease? A review. Clin Exp Ophthalmol. 49 (4), 373-387 (2021).
  6. Jeremy, C. B. C., et al. In vivo corneal confocal microscopy: imaging analysis, biological insights and future directions. Commun Biol. 6 (1), 652(2023).
  7. Lemp, M. A., Dilly, P. N., Boyde, A. Tandem-scanning (confocal) microscopy of the full-thickness cornea. Cornea. 4 (4), 205-209 (1985).
  8. Kobayashi, A., Yoshita, T., Sugiyama, K. In vivo findings of the bulbar/palpebral conjunctiva and presumed meibomian glands by laser scanning confocal microscopy. Cornea. 24 (8), 985-988 (2005).
  9. Yiran, H., et al. Demodex folliculorum infestation in meibomian gland dysfunction-related dry eye patients. Front Med (Lausanne). 24 (9), 833778(2022).
  10. Orla, M., Veronica, O. D., Aoife, L. M. Ocular Demodex folliculorum: prevalence and associated symptoms in an Irish population. Int Ophthalmol. 39 (2), 405-417 (2019).
  11. Al-Aqaba, M. A., et al. Corneal nerves in health and disease. Prog Retin Eye Res. 73, 100762(2019).
  12. Liu, Y. C., Lin, M. T. Y., Mehta, J. S. Analysis of corneal nerve plexus in corneal confocal microscopy images. Neural Regen Res. 16, 690-691 (2021).
  13. Zhixin, W., Xuguang, S. Progress in the study of conjunctival goblet cell. Int Rev Ophthalmol. 4 (3), 1673-5803 (2005).
  14. Bilian, K., et al. Quantitative study of goblet cells in human conjunctiva. Chin J Anat. 3 (10), 1001-1633 (2001).
  15. Yan, T., Dai, Q., Yu, G. In vivo confocal microscopy: a standard operating procedure for the detection of Demodex mites at the eyelid margin. J Vis Exp. (221), e68534(2025).
  16. Matthieu, R., et al. In vivo confocal microscopy as a novel and reliable tool for the diagnosis of Demodex eyelid infestation. Br J Ophthalmol. 99 (3), 336-341 (2015).
  17. Jalbert, I., Rejab, S. Increased numbers of Demodex in contact lens wearers. Optom Vis Sci. 92 (6), 671-678 (2015).
  18. Patel, D. V., McGhee, C. N. J. Mapping of the normal human corneal sub-basal nerve plexus by in vivo laser scanning confocal microscopy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46, 4485-4488 (2005).
  19. Nanyu, Z., et al. Lid margin score is the strongest predictor of meibomian area loss. Cornea. 41 (6), 699-708 (2022).
  20. Cañadas, P., Alberquilla, G. V. M., Hernández, V. J. L., Teus, M. A. Update on corneal confocal microscopy imaging. Diagnostics. 13, 46(2023).
  21. Xu, J., et al. In vivo confocal microscopic evaluation of corneal dendritic cell density and subbasal nerve parameters in dry eye patients: a systematic review and meta-analysis. Front Med. 8, 578233(2021).
  22. Baikai, M., et al. Quantification of increased corneal subbasal nerve tortuosity in dry eye disease and its correlation with clinical parameters. Transl Vis Sci Technol. 10, 26(2021).
  23. Michael, J. D. On the in vivo assessment of goblet cells of the human bulbar conjunctiva by confocal microscopy: a review. Cont Lens Anterior Eye. 43 (4), 315-321 (2020).
  24. Allgeier, S., et al. A novel approach to analyze the progression of measured corneal sub-basal nerve fiber length in continuously expanding mosaic images. Curr Eye Res. 42, 549-556 (2017).
  25. Matuszewska-Iwanicka, A., et al. Mosaic vs single image analysis with confocal microscopy of the corneal nerve plexus for diagnosis of early diabetic peripheral neuropathy. Ophthalmol Ther. 11 (6), 2211-2223 (2022).
  26. Kryszan, K., et al. Artificial-intelligence-enhanced analysis of in vivo confocal microscopy in corneal diseases: a review. Diagnostics. 14, 694(2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Droog oog syndroombeeldvorming van het oogoppervlakcornea-beoordelingbeeldvorming van de meiboomklierengobletceldichtheidsubbasale zenuwvezelsDemodex-detectiediagnose op cellulair niveau
In vivo Confocale microscopie bij de diagnose en behandeling van droge ogen: een focus op beeldvormingsprotocollen en interpretatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.