Methodenartikel

Doppler-echografie voor live beeldvorming en kwantificering van de ovariële vasculaire functie bij muizen

684 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69169

⸱

14 november 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

In dit artikel

Samenvatting

Veranderingen in de bloedstroom van de eierstokken tijdens de pre-ovulatieperiode zijn essentieel voor de eisprong. Doppler-echografie is gebruikt bij mensen en grote dieren om de hemodynamica en perfusie van de eierstokken te beoordelen. Er wordt een protocol gepresenteerd voor het toepassen van Doppler-echografie om de hemodynamica van de eierstokken tijdens de preovulatoire en periovulatoire fasen bij muizen te evalueren.

Samenvatting

Om de vasculaire functie van de eierstokken effectief te beoordelen en de rol ervan in de fysiologie en pathologie van de eierstokken te begrijpen, zijn niet-invasieve in vivo benaderingen essentieel voor het vastleggen van real-time veranderingen zonder de normale bloedstroom te verstoren. Doppler-echografie is een gerenommeerd, niet-invasief hulpmiddel voor het beoordelen van de ovariële bloedstroom bij grotere soorten, maar de toepassing ervan is beperkt bij muizen, die een van de meest gebruikte diermodellen zijn voor onderzoek in de eierstokbiologie, zoals ovulatie. Ovulatie is een strak gereguleerd proces dat afhankelijk is van gecoördineerde folliculaire rijping die wordt gestimuleerd door follikelstimulerend hormoon, gevolgd door een preovulatoire luteïniserend hormoon (LH) -piek die leidt tot het scheuren van de follikelwand en het vrijkomen van eicellen voor bevruchting. De LH-piek veroorzaakt ook een reeks structurele en functionele veranderingen in het vaatstelsel van de eierstokken (vasculaire remodellering), zoals angiogenese en vernauwing van haarvaten op de plaats van de folliculaire ruptuur kort voor de eisprong. Bovendien is een snelle toename van de ovariële bloedstroom na de LH-piek gemeld bij meerdere soorten, maar niet bij muizen. Dit protocol maakt gebruik van Doppler-echografie om het ovarium van muizen te visualiseren en hemodynamische parameters te kwantificeren. Het hier gepresenteerde protocol rapporteert gedetailleerde methoden voor hormoonpriming, anesthesie, positionering van de muis, identificatie van de eierstok en zijn vaatstelsel met behulp van kracht- en kleurdoppler, en meting van bloedstroomsnelheid en weerstandsparameters. Deze methode maakt realtime, longitudinale beoordeling van de ovariële vasculaire functie bij levende muizen mogelijk, en biedt een krachtig hulpmiddel voor het bestuderen van de vasculaire functie van de eierstokken in zowel fysiologische als pathologische contexten.

Inleiding

De eierstok is een sterk gevasculariseerd orgaan en strak gereguleerde cyclische, structurele en functionele veranderingen in het vaatstelsel (vasculaire remodellering) zijn essentieel voor de normale fysiologie van de eierstokken, inclusief de ontwikkeling van de follikels, de eisprong en de vorming van het corpus luteum 1,2,3,4. Vasculaire remodellering omvat een reeks gecoördineerde processen, zoals veranderingen in vasculaire permeabiliteit, angiogenese, vasodilatatie, vasoconstrictie en veranderingen in de bloedstroom (hemodynamica). Deze processen stellen de eierstok in staat om de bloedtoevoer snel aan te passen als reactie op hormonale signalen gedurende de oestrische cyclus 1,2,3,5,6,7,8,9. Verstoringen in vasculaire remodellering en ovariële bloedstroom belemmeren de eisprong en zijn betrokken bij vruchtbaarheidsstoornissen zoals polycysteus ovariumsyndroom 2,3,10,11. Van obesitas is eveneens aangetoond dat het de angiogenese verstoort en de expressie van vasculaire mediatoren zoals endotheline-2 vermindert12,13. Bovendien vertoont het ovarieel hyperstimulatiesyndroom, een complicatie die meestal wordt geassocieerd met ovariële stimulatie door behandeling met gonadotropine tijdens in-vitrofertilisatie, vaak een verhoogde stromale bloedstroom in de eierstok, wat de nadelige gevolgen van een ontregelde vasculaire functie benadrukt14. Gezamenlijk benadrukken deze aandoeningen de centrale rol van ovariële vasculaire remodellering bij het behoud van vrouwelijke vruchtbaarheid en onderstrepen ze het belang van hemodynamica bij het ondersteunen van de eierstokfunctie.

Nauwkeurige evaluatie van de vasculaire functie van de eierstokken vereist real-time meting van de hemodynamica zonder de fysiologische omgeving te verstoren. Bij mensen en grote diermodellen zoals runderen, schapen en paarden is Doppler-echografie een veelgebruikt, niet-invasief hulpmiddel voor het beoordelen van de ovariële bloedstroom en vasculaire architectuur 15,16,17,18. Deze techniek maakt dynamische analyse van ovale vascularisatie mogelijk en legt hormoongestuurde veranderingen in de bloedstroom vast, wat waardevolle inzichten biedt in de functie en disfunctie van de eierstokken 15,16,17,18.

Ondanks het uitgebreide gebruik van laboratoriummuizen als model voor onderzoek in de ovariële biologie vanwege hun korte voortplantingscyclus en genetische traceerbaarheid, blijven niet-invasieve, in vivo methoden voor het bestuderen van de ovariële bloedstroom in dit model beperkt19,20. Bestaande benaderingen zijn gebaseerd op zeer invasieve procedures die externalisatie van de eierstok vereisen (intravitale microscopie), of op technieken zoals de CLARITY-benadering of beeldvorming van de hele berg die geen temporele resolutie hebben en de fysiologische context verstoren 1,2,3,4. Als het meest gebruikte zoogdiermodel voor genetische manipulatie en reproductieve studies, biedt de muis de mogelijkheid om moleculaire mechanismen van ovariële hemodynamica te onderzoeken en gerichte interventies te evalueren. Dit benadrukt de noodzaak van niet-invasieve, longitudinale en kwantitatieve beeldvormingsbenaderingen om dynamische ovariële vasculaire veranderingen in vivo te volgen.

Het ovulatieproces, een centrale gebeurtenis in de vrouwelijke vruchtbaarheid, is een voorbeeld van het belang van ovale vasculaire remodellering bij de vrouwelijke vruchtbaarheid. Het begint met follikelstimulerend hormoon (FSH)-geïnduceerde folliculaire rijping en culmineert in de LH-piek die folliculaire ruptuur en afgifte van eicellen veroorzaakt. Na stimulatie met equine choriongonadotrofine (eCG), dat de effecten van FSH nabootst, breidt het ovale vasculaire netwerk zich uit2. Deze vasculaire groei vordert naar buiten vanuit het eierstokmerg naar de cortex om de zich ontwikkelende follikels te ondersteunen2. Kort voor de eisprong strekken de bloedvaten zich uit tot in de granulosacellaag en wordt gelokaliseerde vasoconstrictie waargenomen aan de folliculaire top - de plaats van uiteindelijke ruptuur en afgifte van eicellen3. Deze gecoördineerde vasculaire veranderingen zijn cruciaal voor een succesvolle eisprong 1,2,3. Dopplerstudies in grote diermodellen en mensen hebben veranderingen in de hemodynamica tijdens de preovulatoire periode onthuld, waaronder een snelle toename van de ovariële perfusie en gelokaliseerde herverdeling van de bloedstroom in de preovulatoire follikel, gekenmerkt door verhoogde stroom aan de basis (het dichtst bij het ovariële stroma - tegenover de top) en verminderde stroom aan de top16. De toename van de snelheid van de eierstokbloedstroom onmiddellijk na de LH-piek werd in verband gebracht met succesvolle ovulatie bij vrouwen15. Er zijn echter nog geen studies die deze hemodynamische veranderingen in de intacte eierstok van muizen longitudinaal hebben gevolgd, waardoor ons begrip van vasculaire remodellering in dit veelgebruikte model wordt beperkt.

Om deze leemte op te vullen, presenteren we een protocol voor Doppler-echografie dat niet-invasieve visualisatie van de eierstok van muizen en zijn vasculatuur mogelijk maakt, samen met kwantificering van de hemodynamica van de eierstokken, inclusief snelheids- en weerstandsindices. Hoewel de MS-700-sonde die in dit onderzoek is gebruikt, een beperkte resolutie heeft (axiaal/lateraal: 30/58 μm), wat gedetailleerde analyse van haarvaten verhindert, maakt het nog steeds een duidelijke visualisatie en kwantificering van de belangrijkste eierstokbloedvaten mogelijk. Het gebruik van contrastmiddelen in toekomstige toepassingen kan de vasculaire visualisatie verder verbeteren. Over het algemeen maakt deze benadering herhaalde, longitudinale metingen bij hetzelfde dier mogelijk op gedefinieerde tijdstippen, zoals tijdens de preovulatieperiode, met behoud van fysiologische integriteit, een belangrijk voordeel ten opzichte van bestaande invasieve technieken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle gebruikte muizen werden gehouden in strikte overeenstemming met de National Institute of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, met ethische goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee van de Cornell University. Alle dieren die in dit protocol werden gebruikt, waren onvolgroeide (21-23 dagen oud) C57BL6-muizen.

1. Hormonale stimulatie voor superovulatie

  1. Injecteer 21-23 dagen oude muizen met een gewicht van 10-12 g intraperitoneaal met 5 IE drachtige merrieserumgonadotrofine (PMSG), gevolgd door 5 IE humaan choriongonadotrofine (hCG) 48 uur later. Bereid elke injectie voor door 50 μl hormoon (gereconstitueerd uit een injectieflacon met 5000 IE) te verdunnen in 950 μl steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing en dien 0,1 ml per muis toe.

2. De opschorting van de ultrasone klankmachine en de opstelling van de omvormer

  1. Schakel de hoofdstroom aan de achterkant van het beeldvormingssysteem in. Nadat het systeem is opgestart, schakelt u de stand-byschakelaar van de computer aan de linkerkant van de kar in om de monitor en de computer te activeren.
  2. Sluit de gewenste transducer (MS-700 hier gebruikt - 30-70 MHz) aan op de actieve transducerpoort op de beeldvormingseenheid (meest rechtse poort). Lijn de borgpen op de transducerconnector uit met de inkeping in de poort, duw de connector vervolgens volledig naar binnen en draai de vergrendelingshendel naar de verticale positie om deze vast te zetten.
  3. Start de analysesoftware door op het softwarepictogram te klikken. Zodra het programma is geopend en de transducer (automatisch) is gedetecteerd, selecteert u het eierstoktoepassingspakket . Klik op Nieuw om een nieuw onderzoek te maken en kies de juiste naam in de vervolgkeuzelijst. Voer in het venster Studie-informatie de verplichte velden in: Naam van de studie; Naam van de serie; Toepassingspakket: Eierstok; Meetpakket: Vasculair.

3. Anesthesie, voorbereiding van de muis en opstelling van het ultrasone stadium

  1. Schakel de fysiologische bewakingseenheid in (temperatuur en hartslag). Zorg ervoor dat het platform verwarmd is (37 °C).
  2. Controleer of het isofluraangehalte boven de minimale vullijn op het reservoir van de verdamper ligt. Voeg indien nodig isofluraan toe met behulp van de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen. Open de klep van de zuurstoftank langzaam en volledig. Stel het zuurstofdebiet in op 1 liter per minuut.
  3. Stel de kraan op de slang uit het y-stuk af zodat zuurstof en isofluraan in de inductiekamer kunnen stromen. Zorg ervoor dat de kraan die naar de neuskegel op het muisplatform leidt, tijdens deze stap gesloten is. Stel de draaiknop van de verdamper in om 3-4% isofluraan (vol/vol) af te geven voor inductie.
  4. Plaats de muis in de inductiekamer en sluit het deksel goed.
    OPMERKING: De inductiekamer is functioneel luchtdicht. Laat een dier nooit achter in een afgesloten kamer zonder actieve gasstroom.
  5. Bereid het beeldvormingsplatform voor door een kleine hoeveelheid elektrodecrème op elk van de elektroden aan te brengen om ervoor te zorgen dat ze goed contact hebben voor hartslagmeting.
  6. Zodra het dier volledig verdoofd is, leidt u de gasstroom om door de kraan naar de neuskegel op het beeldvormingsplatform te openen en de kraan naar de inductiekamer te sluiten.
  7. Breng de muis voorzichtig over op het verwarmde beeldvormingsplatform. Plaats de muis in buikligging (dorsale kant naar boven) (Figuur 1A). Plaats de neuskegel stevig over de neus van het dier en zorg ervoor dat zowel de neus als de mond bedekt zijn om de verdoving te behouden. Plak elke voet in de elektrodecrème op het bijbehorende elektrodekussen voor fysiologische controle. Breng oogzalf aan om uitdroging van het hoornvlies tijdens de anesthesie te voorkomen.
  8. Verlaag de isofluraanconcentratie tot 1,5-2,0% om de anesthesie te behouden door de knop naar links te draaien. Bevestig voldoende anesthesiediepte met behulp van de teenknijpreflexmethode (er mag geen terugtrekking worden waargenomen). Controleer tijdens de beeldvormingssessie elke 5 minuten zorgvuldig de vitale functies van het dier: (i) ademhalingssnelheid; (ii) hartslag; (iii) alle bewegingen die kunnen duiden op ongemak; en (iv) ervoor zorgen dat het beeldvormingsplatform overal tot de juiste temperatuur wordt verwarmd.
  9. Bereid het kwadrant rechtsonder van de rug voor door het gebied te scheren met een elektrisch scheerapparaat. Scheer vanaf de rechterachterpoot tot aan de middellijn van de rug en blijf net lateraal van de wervelkolom. Breng een dunne laag lichaamshaarverwijderingscrème aan op het eerder geschoren gebied gedurende 30 s tot 1 minuut om eventueel achtergebleven haar te verwijderen. Veeg grondig af met een vochtig gaasje. Breng een royale, gelijkmatige laag ultrasone gel aan op het geschoren gebied om een optimale akoestische koppeling te garanderen.
  10. Plaats de transducersonde in de dwarsstand ten opzichte van de muis in de mechanische standaard met de oriëntatie-inkeping naar links van de bediener. Zet de sonde op zijn plaats met behulp van de clamp.

4. Identificatie van de eierstok en de bloedvaten van de eierstokken met behulp van Doppler-echografie

  1. Druk op het bedieningspaneel op de B-Mode-toets om het standaard beeldvormingsvenster in grijstinten te activeren, waarmee anatomische structuren kunnen worden gevisualiseerd.
  2. Laat de transducer voorzichtig zakken op het geschoren gebied dat is bedekt met ultrasone gel.
    1. Zorg ervoor dat het beeldvormingsplatform en de muis plat zijn geplaatst (evenwijdig aan het werkblad van de bank) en dat de transducer loodrecht (hoek van 90° - verticaal) ten opzichte van de muis en het platform is neergelaten (Afbeelding 1A).
    2. Om de eierstok te lokaliseren, trekt u de huid naar links en plaatst u de transducer vervolgens in de buurt van het bovenste deel van het geschoren kwadrant, dichter bij de middellijn van de rug. Lijn de linkerrand van de sonde uit naast de wervelkolom, waarbij de rechterrand iets uitsteekt over de rechter zijflank.
  3. Om de eierstok te identificeren, detecteert u eerst de nier, een grote, lichtgrijze eivormige structuur (5 mm × 6 mm) met zichtbare cortex en medulla. Duw vervolgens het beeldvormingsplatform iets naar voren (in de richting van het hoofd van de muis), waardoor de eierstok en het periovariumvetweefsel (POAT) verschijnen.
    OPMERKING: De eierstok is een kleine, ronde, hypoechoïsche (donkergrijze) structuur, ongeveer 1 x 2 mm (in het pre-ovulatiestadium), gelegen lateraal van het ruggenmerg. De POAT lijkt hyperechoïsch (helder wit).
  4. Om video's van de eierstok in de B-modus vast te leggen en op te slaan, wacht u tot het aantal frames is toegenomen (tot 100 frames) en drukt u op de Cine Store-knop op het toetsenbord.
  5. Om de identificatie van de eierstokken te bevestigen en bloedvaten met een hoge gevoeligheid voor stroming met lage snelheid te visualiseren, schakelt u over van de B-modus naar de aan/uit-dopplermodus door op de daarvoor bestemde toets op het bedieningspaneel te drukken.
  6. Pas de volgende vermogens-Doppler-instellingen aan voor een optimale visualisatie van het eierstokvaatstelsel door aan de knoppen op het toetsenbord te draaien: Doppler-versterking: 32-55 dB; Gevoeligheid: 5; Dynamisch bereik: 15 DR; Snelheid 1 kHz.
    OPMERKING: De waarden kunnen worden bekeken op het linker zijpaneel en veranderen wanneer aan de knoppen wordt gedraaid
  7. Identificeer in de krachtige Doppler-modus of kleurendopplermodus (druk op de aangewezen toets op het toetsenbord) de volgende bloedvaten door het platform voorzichtig heen en weer te bewegen om verschillende aspecten van het vaatstelsel te visualiseren: (i) De eierstokslagader (OA), vertakkend van de abdominale aorta en komend vanuit de richting van de POAT om het eierstokhilum binnen te gaan; (ii) De medullaire vaten (MV) in de centrale medulla; en (iii) De corticale vaten (CV) rond zich ontwikkelende follikels in de buitenste cortex (Figuur 1B).
    OPMERKING: Corticale vaten zijn mogelijk niet constant zichtbaar vanwege hun kleine diameter en lage stroomsnelheid. Bloedvaten aan de basis van de follikel zijn gemakkelijker te detecteren, terwijl die aan de top vaak niet zichtbaar zijn, vooral vlak voor de eisprong.
  8. Druk op Cine store om op elk moment video's van de eierstok en zijn vaatstelsel in kracht- of kleurendopplermodus vast te leggen om de video op te slaan die momenteel op het scherm wordt weergegeven.
  9. Om onderscheid te maken tussen arteriële en veneuze stroom, drukt u op de kleurentoets voor de Dopplermodus op het toetsenbord. In deze modus heeft de stroomrichting een kleurcode: rood geeft de stroom naar de transducer aan, terwijl blauw de stroom ervan weggeeft. Het vat met de hogere gemiddelde snelheid is de eierstokslagader.
  10. Veranderingen in de bloeddoorbloeding kunnen worden waargenomen in de kleur- of power-Doppler-modus door de grootte van bloedvaten en de kleurintensiteit te visualiseren (geel in power-Doppler, rood of blauw in kleur Doppler).

5. Beoordeling van hemodynamica met kleur- en powerdoppler-echografie

  1. Druk in de kleurendoppler- of power-dopplermodus op de Pulsed Wave (PW) Doppler-knop op het toetsenbord van het ultrasone systeem. Hierdoor wordt de samplevolumepoort (d.w.z. de twee horizontale lijnen) weergegeven. Druk een tweede keer op de PW-knop om de spectrale golfvorm van de Doppler in het onderste paneel te activeren.
  2. Plaats de monsterpoort (instelbaar meetinstrument - stelt de gebruiker in staat om het gebied te definiëren waar snelheden worden gemeten) in het midden van het vaatlumen en zorg ervoor dat deze uitlijnt met de richting van de bloedstroom. Pas de insonatiehoek aan om zo parallel mogelijk aan het vat te zijn en houd deze op ≤60° om nauwkeurige snelheidsberekeningen te garanderen. Pas de insonatiehoek aan door aan de bijbehorende hoekknop te draaien.
  3. Plaats de monsterpoort op de volgende posities voor elk scheepstype. Eierstokslagader: in het bloedvat net proximaal van het ingangspunt in de eierstok. Medullair vat: op het centrale vertakkingspunt, waar de MV zich vertakt in corticale vaten. Dit vertakkingspunt verschijnt als een plas bloed direct na binnenkomst in de eierstok. Corticaal vat: in een vat aan de basis van een groeiende follikel, indien identificeerbaar.
  4. Zodra de samplepoort op de gewenste locatie is geplaatst en er een duidelijke pulsgolfvorm zichtbaar is, drukt u op Cine Store om zowel het ultrasone beeld als de bijbehorende spectrale Doppler-golfvorm op te nemen en op te slaan.
  5. Zodra de beeldvorming is voltooid, verwijdert u de muis voorzichtig van het beeldvormingsplatform. Veeg eventuele ultrasone gel van de achterkant en plaats de muis op een verwarmingskussen totdat hij volledig wakker wordt.

6. Gegevens exporteren en opslaan

  1. Nadat u alle beeldvorming hebt voltooid en de gewenste stilstaande beelden en cine-loops hebt opgeslagen met behulp van de Cine Store-functie , drukt u op de knop Studiebeheer in de linkerbovenhoek van het toetsenbord van het ultrasone systeem. Dit opent het venster Studiekiezer , met een lijst met alle opgeslagen afbeeldingen en cine-loops van de huidige sessie.
  2. Selecteer in het venster Studiekiezer de bestanden die u wilt opslaan.
    1. Als u een hele serie wilt opslaan, selecteert u de bijbehorende serienaam, waardoor automatisch alle bijbehorende afbeeldingen en cine-loops worden gemarkeerd. Klik op de knop Kopiëren naar om verder te gaan.
    2. Klik desgevraagd op de doelmap of externe schijf waar de geëxporteerde bestanden moeten worden opgeslagen. Controleer of de bestandsindeling en het doelpad correct zijn voordat u de export voltooit.

7. Schakel de reeks uit en ruim op

OPMERKING: Deze stappen moeten onmiddellijk worden voltooid nadat de beeldvorming is voltooid en alle gegevens zijn opgeslagen en geëxporteerd.

  1. Nadat u alle benodigde gegevens hebt geëxporteerd, klikt u op het pictogram Afsluiten in het venster Studiekiezer van de analysesoftwaretoepassing. Hiermee worden zowel de acquisitiecomputer als het bedieningspaneel veilig uitgeschakeld.
  2. Laat de koelventilatoren van het systeem 5-10 minuten draaien. Zodra het afkoelen is voltooid, schakelt u de hoofdstroom uit met behulp van de schakelaar aan de achterkant van de beeldwagen.
  3. Schakel alle hulpapparatuur uit: zuurstoftoevoer, isofluraanverdamper en fysiologische bewakingseenheid.
  4. Reinig de ultrasone transducer: veeg eerst de resterende ultrasone gel weg met pluisvrije doekjes en desinfecteer vervolgens het oppervlak met vochtige, pluisvrije doekjes of desinfecterende doekjes die worden aanbevolen voor gevoelige elektronische apparatuur.
  5. Reinig het muisplatform en het toetsenbord met desinfecterende doekjes. Gebruik geen ethylalcohol op de elektroden van het muisplatform, omdat dit gevoelige componenten kan beschadigen.
  6. Veeg de inductiekamer af met vochtig keukenpapier. Gooi de papieren handdoeken weg in de afvalcontainer voor biologisch gevaarlijk afval.
  7. Gooi alle materialen voor eenmalig gebruik (bijv. handschoenen, operatietape, gaas, applicators met wattenstaafje) weg in de daarvoor bestemde container voor biologisch gevaar.

8. Meting van hemodynamische parameters met behulp van Doppler-pulsgolfvormen

  1. Klik in de analysetoepassing op kopiëren uit, selecteer de juiste naam in de vervolgkeuzelijst, navigeer naar de plaats waar het onderzoek is opgeslagen, selecteer het en klik op OK om het te importeren.
  2. Open de gewenste PW Doppler-afbeelding en klik op het meetpictogram in de linkerbenedenhoek om het meetpaneel te openen.
  3. Klik op de tool voor het meten van de snelheid in de linkerbovenhoek van het meetpaneel om de drie hoogste systolische pieksnelheden (PSV) en einddiastolische snelheden (EDV) van de spectrale Doppler-golfvorm te kwantificeren door bovenaan de PSV- en EDV-golven te klikken (de tool meet automatisch de grootte van de golf vanaf het klikpunt tot aan de x-as. Neem alleen golfvormen op die ten minste drie verschillende hartcycli vertonen met duidelijke en consistente PSV- en EDV-pieken.
  4. Om de gemiddelde snelheid te berekenen, berekent u eerst het gemiddelde van de drie geselecteerde PSV-waarden en het gemiddelde van de drie EDV-waarden. Bereken vervolgens de gemiddelde snelheid met behulp van de formule: Gemiddelde snelheid = (Gemiddelde PSV + Gemiddelde EDV)/2.
  5. Voor snelheden onder de detectiedrempel van 10 mm/s, wijst u een waarde van 5 mm/s toe (gemiddelde snelheid onder de drempelwaarde) of negeert u de meting op basis van het onderzoeksdoel.
  6. Om de resistieve index (RI) te berekenen, gebruikt u de standaardformule: RI = (PSV - EDV)/PSV. Deze index biedt een maat voor de vasculaire weerstand en moet worden berekend met behulp van de gemiddelde PSV- en EDV-waarden voor nauwkeurigheid.
  7. Om de pulsatiliteitsindex (PI) te berekenen, gebruikt u de standaardformule: PI = (PSV - EDV)/Gemiddelde snelheid

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het doel van dit protocol is om Doppler-echografie toe te passen om de eierstok van muizen en zijn vasculatuur te visualiseren, veranderingen in ovariële perfusie te beoordelen en de hemodynamica van de eierstokken te kwantificeren.

Figuur 2 toont representatieve beelden van dezelfde eierstok op meerdere tijdstippen tijdens de periovulatieperiode (12 uur voor en 12 uur na de eisprong) na hCG-injectie. Figuur 2...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie introduceert een niet-invasieve methode voor het visualiseren en kwantificeren van ovariële hemodynamica in vivo met behulp van Doppler-echografie. In tegenstelling tot bestaande methoden, maakt deze aanpak real-time beoordeling van de bloedstroom mogelijk zonder de vasculaire functie te verstoren. Doppler-echografie is een veelgebruikt en effectief hulpmiddel voor het beoordelen van de morfologie van de eierstokken en de vasculaire functie bij mensen en grote diermo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door NICHD 1R01HD109392. Beeldvormingsgegevens werden verkregen via de Cornell Biotechnology Resource Center (BRC) Imaging Facility, met NIH S10OD016191 voor de VisualSonics Vevo-2100 echografie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3M Surgical tapeVWR International LLCMMM1534-3
Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel ParkerPKR-03-08
Hair ClipperSkull Shaver LLCBBT 2020
Human Chorionic GonadotropinSigma Aldrich9002-61-3
Nair Body Cream hair removerNairHaarverwijdering
Optixcare Eye Lube Plus AventixOPX-4252
Parker Signacreme Electrode CreamParkerPKR-17-05-CS
Pregnant Mare Serum GonadotropinCreative EnzymesNATE-0969
VisualSonics Vevo 2100 Imaging systemVisualSonics Inc.

Referenties

  1. Duffy, D. M., Ko, C., Jo, M., Brannstrom, M., Curry, T. E. Jr Ovulation: Parallels with inflammatory processes. Endocr Rev. 40 (2), 369-416 (2018).
  2. Feng, Y., et al. Clarity reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7 (1), 44810(2017).
  3. Migone, F. F., et al. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 2294-2299 (2016).
  4. Fan, H. Y., Liu, Z., Johnson, P. F., Richards, J. S. CCAAT/enhancer-binding proteins (C/EBP)-α and -β are essential for ovulation, luteinization, and the expression of key target genes. Mol Endocrinol. 25 (2), 253-268 (2011).
  5. Janson, P. O., Albrecht, I., Ahrén, K. Effects of prostaglandin F2α on ovarian blood flow and vascular resistance in the pseudopregnant rabbit. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (2), 337-350 (1975).
  6. Brännström, M., et al. Preovulatory changes of blood flow in different regions of the human follicle. Fertil Steril. 69 (3), 435-442 (1998).
  7. Murdoch, W. J., Nix, K. J., Dunn, T. G. Dynamics of ovarian blood supply to periovulatory follicles of the ewe. Biol Reprod. 28 (4), 1001-1006 (1983).
  8. Siddiqui, M., et al. Temporal relationships of the LH surge and ovulation to echotexture and power Doppler signals of blood flow in the wall of the preovulatory follicle in heifers. Reprod Fertil Dev. 22, 1110-1117 (2010).
  9. Acosta, T. J., Miyamoto, A. Vascular control of ovarian function: Ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci. 82 - 83, 127-140 (2004).
  10. Tal, R., Seifer, D. B., Arici, A. The emerging role of angiogenic factor dysregulation in the pathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Semin Reprod Med. 33 (3), 195-207 (2015).
  11. Di Pietro, M., Pascuali, N., Parborell, F., Abramovich, D. Ovarian angiogenesis in polycystic ovary syndrome. Reproduction. 155 (5), R199-R209 (2018).
  12. Velazquez, C., et al. Beneficial effects of metformin on mice female fertility after a high-fat diet intake. Mol Cell Endocrinol. 575, 111995(2023).
  13. Yang, P. -K., et al. Obesity alters ovarian folliculogenesis through disrupted angiogenesis from increased IL-10 production. Mol Metab. 49, 101189(2021).
  14. Agrawal, R., et al. Serum vascular endothelial growth factor and Doppler blood flow velocities in in vitro fertilization: Relevance to ovarian hyperstimulation syndrome and polycystic ovaries. Fertil Steril. 70 (4), 651-658 (1998).
  15. Waseda, T., et al. Hemodynamic response of ovarian artery after hCG injection. Mol Cell Endocrinol. 202 (1), 71-75 (2003).
  16. Acosta, T. J., Hayashi, K. G., Ohtani, M., Miyamoto, A. Local changes in blood flow within the preovulatory follicle wall and early corpus luteum in cows. Reproduction. 125 (5), 759-767 (2003).
  17. Petridis, I. G., et al. Doppler ultrasonographic examination in sheep. Small Rumin Res. 152, 22-32 (2017).
  18. Miro, J. Ovarian ultrasonography in the mare. Reprod Domest Anim. 47 (s3), 30-33 (2012).
  19. Cunha, G. R., et al. Reproductive tract biology: Of mice and. Differentiation. 110, 49-63 (2019).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Lee, W., Novy, M. J. Effects of luteinizing hormone and indomethacin on blood flow and steroidogenesis in the rabbit ovary. Biol Reprod. 18 (5), 799-807 (1978).
  22. Janson, P. O. Effects of the luteinizing hormone on blood flow in the follicular rabbit ovary, as measured by radioactive microspheres. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (1), 122-133 (1975).
  23. Dowell, R. T., Gairola, C. G., Diana, J. N. Reproductive organ blood flow measured using radioactive microspheres in diestrous and estrous mice. Am J Physiol. 262 (4 Pt 2), R666-R670 (1992).
  24. De Visscher, G., Haseldonckx, M., Flameng, W. Fluorescent microsphere technique to measure cerebral blood flow in the rat. Nat Protoc. 1 (4), 2162-2170 (2006).
  25. Deveci, D., Egginton, S. Development of the fluorescent microsphere technique for quantifying regional blood flow in small mammals. Exp Physiol. 84, 615-630 (1999).
  26. Raz, T., et al. The hemodynamic basis for positional- and inter-fetal dependent effects in dual arterial supply of mouse pregnancies. PLoS One. 7 (12), e52273(2012).
  27. Fiorentino, G., Parrilli, A., Garagna, S., Zuccotti, M. Three-dimensional micro-computed tomography of the adult mouse ovary. Front Cell Dev Biol. 8, e52273(2020).
  28. Christensen-Jeffries, K., Browning, R. J., Tang, M. X., Dunsby, C., Eckersley, R. J. In vivo acoustic super-resolution and super-resolved velocity mapping using microbubbles. IEEE Trans Med Imaging. 34 (2), 433-440 (2015).
  29. Bar-Zion, A., et al. Doppler slicing for ultrasound super-resolution without contrast agents. BioRxiv. , (2021).
  30. You, Q., et al. Contrast-free super-resolution power Doppler (CS-PD) based on deep neural networks. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 70 (10), 1355-1368 (2023).
  31. Harmon, J. N., et al. Quantitative tissue perfusion imaging using nonlinear ultrasound localization microscopy. Sci Rep. 12 (1), 21943(2022).
  32. Welsh, A. W., et al. Three-dimensional US fractional moving blood volume: Validation of renal perfusion quantification. Radiology. 293 (2), 460-468 (2019).
  33. Schnell, D., Darmon, M. Bedside Doppler ultrasound for the assessment of renal perfusion in the ICU: Advantages and limitations of the available techniques. Crit Ultrasound J. 7 (1), 24(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Ovari le bloedstroomovari le vasculatuurPower DopplerColor Dopplerbloedstroomsnelheidpreovulatoire hemodynamiekmuizenovarium

Gerelateerde artikelen