Methodenartikel

Half-segmentaal diafysaire botdefectmodel bij ratten voor het evalueren van botsubstitutieprestaties in dragende gebieden

DOI:

10.3791/69211

⸱

30 december 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Cariology and Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 3Department of Jinjiang Outpatient, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie stelde een model voor een half-segmentaal defect bij ratten op om de mechanische en osteogene prestaties van botsubstitutiematerialen onder dragende omstandigheden te evalueren zonder gebruik van interne of externe fixatie.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nauwkeurige preklinische evaluatie van botvervangingsmaterialen vereist modellen die niet alleen weefselregeneratie ondersteunen, maar ook de mechanische uitdagingen van fysiologische dragende omstandigheden weerspiegelen. De meeste conventionele modellen voor dierlijke botdefecten schieten echter hierin tekort. Zo worden calvariale defectmodellen, hoewel veel gebruikt, gemaakt in niet-dragende gebieden. Evenzo richten boorgat- of gedeeltelijke defecten in lange botten zich voornamelijk op lokale genezing, waarbij er onvoldoende belastingsoverdracht is om mechanische ondersteuning te beoordelen. Deze studie stelde een gestandaardiseerd half-segmentaal diafysaire botdefectmodel op in het rat-dijbeen om zowel de mechanische als biologische prestaties van botvervangingsmaterialen in een dragende context zonder fixatieapparaten te beoordelen. Met behulp van een snelle handstuk en een gespecialiseerde cilindrische tandboor werd een halfcilindrisch defect van 4 mm lengte en 1,5 mm in straal gecreëerd in de laterale middenschacht van het dijbeen. Twee representatieve materialen met verschillende eigenschappen – gelatinemethacryloyl (GelMA) hydrogel en 3D-geprinte polymethylmethacrylaat (3DP-PMMA) – werden geïmplanteerd om het vermogen van het model te valideren om de mechanische eigenschappen van materialen te onderscheiden. Radiografische, histologische en immunofluorescentieanalyses uitgevoerd 4 weken na implantatie toonden aan dat GelMA-implantatie door onvoldoende mechanische ondersteuning leidde tot malunion met de dominantie van vezelig weefsel en beperkte botintegratie. Daarentegen faciliteerde 3DP-PMMA de organisatie van nieuwe botvorming, periostale continuïteit en de rekrutering van piezo-type mechanosensitive ionenkanaalcomponent 1-expressieve (Piezo1+) en leptinereceptor-expressieve (LepR+) cellen. Dit model biedt een praktisch en reproduceerbaar platform om de draagkracht, osteoinductiviteit en osseointegratiepotentieel van biomaterialen te beoordelen. Het kan dienen als een waardevol hulpmiddel voor het screenen van kandidaatmaterialen voor orthopedische toepassingen, zoals lange botreconstructie of breukreparatie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Onder fysiologische omstandigheden speelt bot een centrale rol bij het behouden van de structurele integriteit en mechanische functie van het lichaam. Het ondersteunt het lichaamsgewicht, maakt beweging mogelijk en beschermt de inwendige organen. Wanneer bot beschadigd raakt door trauma, tumorresectie of infectie, vooral in dragende gebieden, wordt de mechanische continuïteit onderbroken. Deze verstoring leidt vaak tot complicaties zoals botafwijkingen, verminderde mobiliteit, instabiliteit van ledematen, chronische pijn en zelfs levensbedreigende problemen door ernstige breuken en bloedingen 1,2. Tegenwoordig worden botvervangers zoals bottransplantatie en biomaterialen klinisch toegepast om ernstig beschadigd botweefsel te vervangen of grootschalige botdefecten te herstellen. Evenzo kan bij de geïmplanteerde botvervangers hun verminderde mechanische prestaties leiden tot het falen van het implantaat, wat resulteert in niet-hechting of zelfs catastrofale breuken op de defectplaats 3,4. Om zowel structuur als functie te herstellen, moeten botvervangende materialen niet alleen botregeneratie bevorderen, maar ook voldoende mechanische sterkte bezitten om fysiologische belastingte weerstaan 5.

Een cruciale stap voorafgaand aan klinische vertaling is de realistische beoordeling of een biomateriaal, eenmaal geïmplanteerd in vivo, kan voldoen aan de mechanische eisen die nodig zijn voor structurele ondersteuning in dragende botgebieden. Hoewel veel biomaterialen veelbelovend zijn in vitro of in kleine, niet-dragende modellen, wordt hun overstap naar de klinische praktijk vaak belemmerd door het ontbreken van betrouwbare preklinische modellen die mechanische omstandigheden in vivo simuleren. Momenteel gebruikte diermodellen voor botdefectstudies zijn onder andere mandibulaire defecten6, calvariale defecten7, boorgatdefecten in lange botten8, postextractie-sockets9, enzovoort. Deze modellen evalueren voornamelijk de osteogene capaciteit van een materiaal en richten zich op histologische of radiologische regeneratie-eindpunten10,11. Aangezien deze locaties echter niet-dragend of mechanisch beschermd zijn, slagen ze er echter niet in de dynamische spanningscondities te repliceren die bij lange bottenvoorkomen. Zelfs wanneer mechanische eigenschappen worden getest met in vitro technieken zoals druk- of treksterktetests, slagen deze er niet in de dynamische belasting en gastheerweefselinteracties te repliceren die inherent zijn aan in vivo-omgevingen13.

Een groot gat in preklinisch onderzoek blijft het ontbreken van een gestandaardiseerd, reproduceerbaar diermodel dat in vivo mechanische beoordeling van botvervangers onder dragende omstandigheden mogelijk maakt. Om dit aan te pakken, heeft de huidige studie een half-segmentaal diafysaire botdefectmodel bij ratten vastgesteld. Dit model biedt een stabiele en reproduceerbare defectplaats in een dragend gebied, waardoor directe evaluatie van de mechanische ondersteuningscapaciteit van botvervangingsmaterialen onder fysiologische belasting mogelijk is, terwijl tegelijkertijd de osteogene uitkomsten worden beoordeeld. Bovendien kan het model worden toegepast op verschillende diersoorten, waarbij de grootte en locatie van defecten worden aangepast aan het specifieke gebruikte dier. Desalniettemin repliceert het niet volledig de complexe biomechanische omgeving van menselijke botten, en voor studies die zich uitsluitend richten op niet-dragende defecten, genezing van schedelbotten of zeer grote structurele implantaten, kunnen alternatieve modellen geschikter zijn.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierlijke procedures die in deze studie werden uitgevoerd, kregen goedkeuring van het Ethisch Comité van de West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-AT-2025-342). Mannelijke Sprague-Dawley-ratten (180 g elk) werden uit een commerciële bron gehaald en willekeurig ingedeeld in twee groepen (n = 6 per groep) op basis van het geïmplanteerde materiaal. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. Chirurgische items
    1. Bereid chirurgische instrumenten voor die verwijzen naar Figuur 1A, overeenkomend met de genummerde labels in de figuur, in de volgende volgorde: gebogen pincet, wegwerp steriel scalpel, rechte schaar, periostale lift, irrigatienaald, een specifieke tandheelkundige diamantboor (zie de vergrote afbeelding in Figuur 1B), hogesnelheidshandstuk, vernierremklauw, chirurgische motor, monofilamenthechting (4-0) en naaldhouder.
    2. Maak 0,9% steriele zoutoplossing voor voor irrigatie.
  2. Sterilisatie en desinfectie
    1. Steriliseer chirurgische instrumenten die bestand zijn tegen autoclaven, waaronder gebogen tang, schaar, periostale lift, tandheelkundige diamantboor, hogesnelheidshandstuk en naaldhouder.
      OPMERKING: Instrumenten moeten worden omwikkeld met medische non-woven stoffen en worden afgesloten met autoclavetape voor stoomsterilisatie bij 121-134 °C gedurende 20-25 minuten.
    2. Voor hittegevoelige instrumenten, zoals vernierremklauw en een chirurgische motor, word deze minstens 30 minuten blootgesteld aan ultraviolet licht voor desinfectie. Wegwerpartikelen, zoals het wegwerp steriele scalpel, irrigatienaald en hechtingen, moeten verzegeld blijven in hun originele steriele verpakking tot gebruik.
    3. Zorg ervoor dat de chirurgische omgeving steriel en temperatuurgecontroleerd is. Veeg de operatiebank en de omliggende oppervlakken af met 75% ethanol. Gebruik steriele, medische kwaliteit non-woven stoffen om de operatietafel te bedekken.
      VOORZICHTIG: Ethanol is brandbaar; Verwijder de ontstekingsbronnen en bewaar in gesloten containers. Verzamel ethanolafval in aangewezen containers voor chemisch afval voor correcte verwijdering. Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder handschoenen, een labjas en veiligheidsbril.
  3. Anesthesie
    1. Weeg de rat en bereken de anesthesiedosering (100 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine, intraperitoneaal).
    2. Induceer anesthesie 20 minuten voor de operatie (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen) en controleer de diepte door te controleren op het ontbreken van een reactie op de teenknijp en het verlies van de rechtstaande reflex.
    3. Breng oogzalf aan op beide ogen om te voorkomen dat het hoornvlies uitdroogt tijdens de procedure.

2. Chirurgische ingreep

  1. Voorbereiding van de locatie
    1. Plaats de rat in een laterale liggende positie op de steriele chirurgische bank. Schaf het laterale dijgebied dat overeenkomt met de dijprojectie en desinfecteer de huid met 2% jodiumtinctuur, gevolgd door 75% ethanol (Figuur 2Ba).
      VOORZICHTIG: Jodiumtinctuur is brandbaar en irriterend. Hanteer het in een goed geventileerde ruimte terwijl je handschoenen, een labjas en een veiligheidsbril draagt. Verwijder gebruikte doekjes en oplossingen in aangewezen containers voor chemisch afval volgens de institutionele veiligheidsvoorschriften.
    2. Bedek de operatieplaats met het steriele fenestreerde laken om asepsis te behouden.
  2. Opening van de chirurgische locatie
    1. Gebruik gebogen pincetten om het weefsel te stabiliseren, de spieren vast te houden en het dijbeen voorzichtig vast te zetten tijdens de operatie (Figuur 2Bb-h).
    2. Maak een lengtesnee van 2-3 cm over de laterale kant van het dij met een rechte schaar om de onderliggende spieren bloot te leggen (Figuur 2Bb).
    3. Identificeer de spieren rectus femoris en vastus lateralis en scheid ze zorgvuldig langs de zichtbare witte fascia (aangegeven door de gele pijl in Figuur 2Bb) met een rechte schaar (Figuur 2Bc).
    4. Lokaliseer en ontbloot de spieraanhechtingen aan het laterale oppervlak van het dijbeen (Figuur 2Bd).
    5. Maak een longitudinale incisie langs de spieraanhechtingen met een wegwerp steriel scalpel om toegang te krijgen tot het femorale oppervlak (Figuur 2Be).
      OPMERKING: Let bij het uitvoeren van scherpe dissectie (met een schaar of scalpel) voor het losmaken van zacht weefsel, zorg dan dat u de onderliggende bloedvaten en zenuwen niet beschadigt. Als u niet bekend bent met de anatomische structuren, gebruik dan fijn getipte tangen en een periosteale lift om een stompe dissectie uit te voeren.
    6. Voer stomp dissectie uit met een periostale lift om spieraanhechtingen los te maken en de middendiafyse van het dijbeen volledig bloot te leggen (Figuur 2Bf).
    7. Verder scheid je het dijbeen van de omliggende spieren en houd je de middenschacht van het dijbeen vast met gebogen pincetten (Figuur 2Bg).
  3. Half-segmentaal diafysaire botdefectmodel opstellen
    1. Bevestig de plat-uiteinde cilindrische specifieke tand-diamant (Figuur 1B) boor aan het hogesnelheidshandstuk, aangedreven door de chirurgische motor. Stel de chirurgische motor in op 35.000 tpm.
    2. Identificeer bij directe visualisatie het hoogste punt van de femorale middenschacht als het anatomische centrum voor defectvorming. Boor verticaal naar beneden op dit punt met behulp van de bomen totdat er plotseling verlies van weerstand wordt waargenomen, vergezeld van het verschijnen van bloedeffusie in het defect, wat wijst op volledige corticale penetratie en toegang tot de medullaire holte (Figuur 2Bh).
      OPMERKING: Gezien de variabiliteit in corticale dikte tussen dieren, wordt operators geadviseerd zich vertrouwd te maken met de femorale anatomie en pre-experimentele training te volgen om deze stap te standaardiseren.
    3. Vergroot het defect door gecontroleerde horizontale duw-trekbewegingen toe te passen rond het initiële penetratiepunt. Verleng het defect longitudinaal (langs de femuras) en lateraal (langs de femurdiameter) om geleidelijk een gestandaardiseerd semi-cilindrisch defect te vormen van 4 mm lang en 1,5 mm in straal (Figuur 2Bi, zie Figuur 2A voor de morfologie en positie van het defect).
      OPMERKING: Zodra het middelpunt is vastgesteld, gebruik je een vernierremklauw om te helpen bij stapsgewijze defectvergroting, zodat de afmetingen over alle monsters gelijkmatig worden gewaarborgd. Het cilindervormige ontwerp van de gespecialiseerde tandboer met vlakke uiteinde komt overeen met het semi-cilindrische defect, waardoor efficiënte en reproduceerbare voorbereiding mogelijk is.
    4. Spoel de operatieplaats continu met steriele zoutoplossing met de spoelnaald om thermische necrose tijdens het doorsnijden van het bot te voorkomen.
  4. Botvervangingsimplantatie
    1. Verwijder voorzichtig botresten en spoel de plek om restdeeltjes te verwijderen.
    2. Implanteer niet-dragende gelatinemethacryloyl (GelMA) hydrogels (zie Materiaaltabel) of dragende 3D-geprinte polymethylmethacrylaat (3DP-PMMA) bedoeld voor mechanische prestatietests op de defectplaats, zodat een strakke pasvorm wordt gegarandeerd (Figuur 2Bj).
      OPMERKING: De twee hier gebruikte biomaterialen zijn bewust geselecteerd om contrasterende mechanische en biologische eigenschappen te vertegenwoordigen: GelMA-hydrogel dient als een zacht, niet-dragend materiaal met beperkt osteogeen potentieel, terwijl 3DP-PMMA fungeert als een stijf, dragend steiger dat effectief spanningsoverdracht kan bieden en botvormingondersteunt 14 (Figuur 2A). Dit contrast benadrukt het vermogen van het model om implantaten met een breed scala aan mechanische sterkte en biologische prestaties te evalueren, en in de praktijk kan het defectmodel worden toegepast om andere kandidaatmaterialen met mechanische eigenschappen te testen.
  5. Sluiting van de chirurgische locatie
    1. Hecht de spierlagen met 4-0 monofilamenthechtingen en een naaldhouder, waarbij je voorzichtig bent om overmatige spanning te vermijden (Figuur 2Bk).
    2. Voer huidsluiting uit met onderbroken hechtingen en desinfecteer de operatieplek met 2% jodofooroplossing (Figuur 2Bl).

3. Postoperatieve zorg

  1. Breng de ratten over op een gedesinfecteerd, constant verwarmingskussen (37 °C) om een postoperatief herstel mogelijk te maken.
  2. Dien passende postoperatieve analgesie toe (bijv. buprenorfine met 0,03 mg/kg subcutaan elke 12 uur gedurende 48-72 uur).
  3. Zodra de ratten weer bij bewustzijn komen, plaats je ze in schone kooien met zacht beddengoed en gemakkelijke toegang tot voedsel en water.
  4. Controleer dagelijks de operatieplaats op tekenen van infectie, dehiscence of abnormale zwelling. Observeer het gedrag, gewicht en mobiliteit van de ratten minstens 7 dagen na de operatie om herstel te waarborgen en het welzijn te beoordelen.

4. Monsterverzameling en gegevensverzameling

  1. Monsterverzameling
    1. Euthanaseer de ratten met inademing van kooldioxide, gevolgd door secundaire bevestiging (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
    2. Oogst de dijbeenmonsters 4 weken na implantatie, waarbij dieren aanvankelijk willekeurig in twee materiaalgroepen (n = 6 per groep) worden ingedeeld om de mechanische prestaties van de materialen te beoordelen.
      OPMERKING: In de GelMA-groep kregen drie dieren kort na de operatie volledige fracturen en werden ze uitgesloten, waardoor drie exemplaren beschikbaar bleven voor latere analyses.
    3. Fixeer de femorale monsters in 4% paraformaldehyde gedurende 48 uur bij 4 °C.
      VOORZICHTIG: Paraformaldehyde is giftig en moet worden behandeld in een gecertificeerde dampkap. Draag handschoenen, een labjas en een veiligheidsbril of een gezichtsscherm. Verzamel afvaloplossingen in gelabelde containers voor gevaarlijk chemisch afval voor verwijdering.
  2. Micro-computertomografie (μCT) evaluatie
    1. Voer μCT-scans uit op femorale monsters die 4 weken na implantatie zijn afgenomen met de volgende scanparameters: röntgenbuispotentiaal, 70 kVp; Röntgenintensiteit, 0,2 mA; filter, AL 0,5 mm; integratietijd, 1 x 300 ms; en voxelgrootte, 17 μm.
    2. Voer 3D-reconstructie uit met behulp van de vooraf gedefinieerde scripts die in de μCT-machinesoftware worden geleverd. Genereer dwarsdoorsnedebeelden van de defectlocatie met behulp van de reslice-functie van speciale beeldverwerkingssoftware. Volg de standaardworkflows zoals beschreven in de respectievelijke softwarehandleidingen.
  3. Histologische kleuring
    1. Decalciseer de monsters bij 4 °C met 12% ethyleendiaaminetetraazijnzuur (EDTA) (pH 7,2) gedurende 6 weken op een shaker.
      OPMERKING: Vervang de EDTA-oplossing elke 2 dagen. Controleer regelmatig de voortgang van decalcificatie. Decalcificatie is voltooid wanneer het monster buigzaam is onder druk of een naald doorlaat.
      VOORZICHTIG: Voer EDTA-oplossingen af volgens de institutionele richtlijnen voor waterig chemisch afval. Verontreinigd biologisch materiaal moet worden behandeld als biologisch gevaarlijk afval.
    2. Dehydrateer de monsters in een gegradueerde reeks ethanolverdunningen en voeg ze vervolgens in paraffine.
    3. Snijd de paraffine-ingebedde monsters sagitaal in plakjes van 6 μm dik.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de secties de interface tussen het geïmplanteerde materiaal en het gastheerweefsel bevatten.
    4. Voer hematoxyline-eosine (H&E) en Masson's tricchrome kleuring uit met commercieel verkrijgbare kits (zie Materiaaltabel). Voer alle procedures strikt uit volgens de standaardprotocollen van de fabrikant zonder afwijkingen. Observeer het genezingsproces van de defectplaatsen via histopathologie.
      VOORZICHTIG: Verwijder kleurstoffen en besmette verbruiksmaterialen in overeenstemming met institutionele protocollen voor bioveiligheid en verwijdering van gevaarlijk afval.
  4. Immunofluorescentie (IF) kleuring
    1. Deparaffiniseer en rehydrateer paraffinesecties van 6 μm dik met behulp van een reeks xyleen- en gegradueerde ethanoloplossingen.
      VOORZICHTIG: Xyleen is brandbaar en giftig. Hanteer xyleen in een dampkap terwijl je handschoenen, een labjas en veiligheidsbril draagt. Verzamel afvalmiddelen apart in containers voor chemisch afval voor de juiste verwijdering.
    2. Voer antigeenextractie uit door de glaasjes te incuberen in een citraatbuffer (pH 6,0) bij 95-100 °C gedurende 15-20 minuten. Laat de glaasjes natuurlijk afkoelen tot kamertemperatuur.
    3. Was de secties 5 minuten met fosfaatgeborde zoutoplossing (PBS) en behandel de secties met 0,1% Triton X-100 in PBS gedurende 20 minuten om de penetratie van antistoffen te vergemakkelijken. Blokkeer vervolgens niet-specifieke bindingsplaatsen met 5% rundserumalbumine (BSA) in PBS gedurende 1 uur op kamertemperatuur.
      VOORZICHTIG: Triton X-100 is een irritant; Hanteer met handschoenen, een labjas en veiligheidsbril in een geventileerde ruimte. Doe Triton X-100-oplossingen als chemisch afval in aangewezen containers. Voor alle procedures moeten oplossingen die in contact zijn gekomen met weefselsecties, zoals BSA en PBS, worden beschouwd als biologisch afval en moeten ze worden verzameld en afgevoerd volgens institutionele bioveiligheidsprotocollen.
    4. Incubeer de secties met primaire antilichamen (anti-Piezo-type mechanosensitive ionenkanaalcomponent 1 (Piezo1), verdund 1:200; anti-leptinereceptor (LepR), verdund 1:50) in antistofverdunningsbuffer. Breng 50 μL verdund antistofoplossing aan op elke sectie en incubeer 12-18 uur bij 4 °C in het donker in een bevochtigde kamer.
    5. Was de glaasjes met PBS (3 × 5 min) en incubeer ze vervolgens met fluorofoor-geconjugeerde secundaire antilichamen (verdund 1:200). Breng 50 μL verdund antistofoplossing aan op elke sectie en incubeer 2 uur bij kamertemperatuur in het donker in een bevochtigde kamer.
    6. Spoel de glaasjes opnieuw af met PBS (3 × 5 min), en contrastkleur dan de kernen met 4',6-diamidino-2-fenylindol (DAPI) (verdund 1:50) gedurende 5 minuten.
    7. Bevestig de secties met antifade montagemedium en bedek met een dekmantel.
    8. Visualiseer en maak beelden met een laserscanning confocale microscoop met de juiste filterinstellingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie werd het half-segmentale diafyseal botdefectmodel bij ratten vastgesteld door een defect van 4 mm lengte en een straal van 1,5 mm te boren bij de femorale middenschacht met een plat-uiteinde cilindrische specifieke tandvormige diamantboer (Figuur 2A). Om het vermogen van het model te demonstreren om de mechanische en biologische prestaties van materialen te testen, hebben we twee vergelijkingsgroepen samengesteld, met defecten geïmplanteerd me...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Naast de veelbelichte eigenschappen van osteoinductiviteit, osteointegratie en biocompatibiliteit5, zijn de mechanische responsiviteit en draagkracht van botsubstituten even belangrijk, vooral voor het herstellen van defecten in gewichtdragende botten22. Conventionele beoordelingen van mechanische prestaties zijn doorgaans gebaseerd op in vitro methoden, zoals universele testmachines, compressietesten of treksterkteanalyse 23,24,25...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle originele gegevens en afbeeldingen zijn opgenomen in dit artikel. De auteurs geven geen belangenconflicten aan.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door de Natuurwetenschappelijke Stichting van de provincie Sichuan (2025ZNSFSC0754).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2% Iodophor-oplossingChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Geen
3D-geprint polymethylmethacrylaat (3DP-PMMA)vriendelijk ter beschikking gesteld door de Faculteit Polymeerwetenschap en Technologie, Sichuan UniversiteitGeen
4% paraformaldehydeBiosharpBL539A
75% EthanolChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Geen
WattenschijfjesHaishi Hainuo Group Co.,   Ltd.Geen
WattenstaafjesLakong Medical Devices Co., Ltd.Geen
DAPI-kleuringsoplossingBeyotime Cat#C1005
Weggeefbare steriele scalpelHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.20100227
Gelatine methacryloyl (GelMA) hydrogelsvriendelijk ter beschikking gesteld door de Faculteit Polymeerwetenschap en Technologie, Sichuan UniversiteitGeen
GelMA 20%CellinkIKG125000005
Geit Anti-Muis IgG H&L (Alexa Fluor® 594)Abcamab150116
Geit Anti-Konijn IgG H&L (Alexa Fluor® 488)Abcamab150077
Hematoxyline en Eosine KleuringskitBiosharpC1005
Hoge-snelheid handpieceFoshan SCS Medical Instrument Co., Ltd.9018499000
Irrigatie naaldSichuan New Century Medical Polymer Products Co., Ltd.Geen
Masson’s Trichrome KleuringskitSolarbioG1340
Medische niet-geweven stoffenHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Geen
Medische niet-geweven stoffenHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Geen
Micro-computed tomography (µCT) Scanco Medical AGμCT 45
Mimics 20.0 voor dwarsdoorsnede beelden (reslice functie)MaterialiseGeen
NaaldhaakjesChengdu Shifeng Co., Ltd.Geen
Ob-R/Leptine Receptor Antilichaam (B-3)Santa Cruzsc-8391
Olympus Research Grade Whole Slide Scanning Systeem VS200Chengdu Knowledge Technology Co., LtdVS200
Periost elevatorChengdu Shifeng Co., Ltd.Geen
PIEZO1 AntilichaamNovusNBP1-78446
ZoutoplossingSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Geen
Scanco medische visualizer software voor 3D beeldreconstructie (voorgedefinieerde scripts)Scanco Medical AGGeen
Specifieke tandheelkundige diamantboor (TF-22/170-021m/845-021m)Diantong Dental Materials CompanyGeen
Sprague-Dawley ratten Byrness Weil Biotech LtdGeen
Rechte schaarChengdu Shifeng Co., Ltd.Geen
Chirurgische MotorMARATHONN3-140232
Chirurgische hechtingen (4-0 monofilament)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Geen
SchroefmesDeliDL91150

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchnik, I. Y., et al. Femur fractures and hemorrhagic shock: Implications for point of injury treatment. Injury. 53 (10), 3416-3422 (2022).
  2. Mitchell, S. A. T., Majuta, L. A., Mantyh, P. W. New insights in understanding and treating bone fracture pain. Curr Osteoporos Rep. 16 (4), 325-332 (2018).
  3. Ritchie, R. O. The conflicts between strength and toughness. Nat Mater. 10 (11), 817-822 (2011).
  4. Carson, J. S., Bostrom, M. P. G. Synthetic bone scaffolds and fracture repair. Injury. 38 (1 Suppl ), S33-S37 (2007).
  5. Janicki, P., Schmidmaier, G. What should be the characteristics of the ideal bone graft substitute? Combining scaffolds with growth factors and/or stem cells. Injury. 42, S77-S81 (2011).
  6. Zandi, M., Dehghan, A., Talimkhani, I., Rezaeian, L., Mohammad Gholi Mezerji, N. Histological evaluation of the healing process of autografted mandibular bone defects in rats under treatment with zoledronate. J Cranio Maxillofac Surg. 47 (11), 1779-1786 (2019).
  7. Wu, J., et al. The establishment of calvarial suture-bony composite defects in rats: A standardized model for suture-regenerative therapy investigation. J Vis Exp. (207), e66417(2024).
  8. Chen, Y., Wu, J., Li, F., Ye, L., Wang, H. Creating a box-cavity defect model in the cortical bone of rat femora. J Vis Exp. (201), e66068(2023).
  9. Yu, C., Yu, F., Li, F., Ye, L. The establishment of a murine mandibular molar extraction socket healing model. J Vis Exp. (191), e64855(2023).
  10. Han, L., et al. 3D magnetic nanocomposite scaffolds enhanced the osteogenic capacities of rat bone mesenchymal stem cells in vitro and in a rat calvarial bone defect model by promoting cell adhesion. J Biomed Mater Res A. 109 (9), 1670-1680 (2021).
  11. Han, Z., Bhavsar, M., Leppik, L., Oliveira, K. M. C., Barker, J. H. Histological scoring method to assess bone healing in critical size bone defect models. Tissue Eng Part C Methods. 24 (5), 272-279 (2018).
  12. Gomes, P. S., Fernandes, M. H. Rodent models in bone-related research: the relevance of calvarial defects in the assessment of bone regeneration strategies. Lab Anim. 45 (1), 14-24 (2011).
  13. Tsiklin, I. L., Shabunin, A. V., Kolsanov, A. V., Volova, L. T. In vivo bone tissue engineering strategies: advances and prospects. Polymers. 14 (15), 3222(2022).
  14. Long, S., et al. Architecture mechanics mediated osteogenic progression in bone regeneration of artificial scaffolds. Sci Adv. 11 (29), eadv8804(2025).
  15. Man, K., et al. GelMA hydrogel reinforced with 3D printed PEGT/PBT scaffolds for supporting epigenetically-activated human bone marrow stromal cells for bone repair. J Funct Biomater. 13 (2), 41(2022).
  16. Chen, N. Embedded 3D printing and pressurized thermo-curing of PMMA for medical implants. J Mech Behav Biomed Mater. 146, 106083(2023).
  17. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  18. Ikeda, T., et al. Stimulation of osteogenesis in bone defects implanted with biodegradable hydroxyapatite composed of rod-shaped particles under mechanical unloading. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 283-292 (2012).
  19. Du, Y., Xu, B., Li, Q., Peng, C., Yang, K. The role of mechanically sensitive ion channel Piezo1 in bone remodeling. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1342149(2024).
  20. Tadge, T., et al. The role of Piezo1 and Piezo2 proteins in tissue engineering: a comprehensive review. Eng Regen. 5 (2), 170-185 (2024).
  21. Prasad, P., Cancelas, J. A. From marrow to bone and fat: exploring the multifaceted roles of Leptin receptor positive bone marrow mesenchymal stromal cells. Cells. 13 (11), 910(2024).
  22. Hart, N. H., et al. Mechanical basis of bone strength: influence of bone material, bone structure and muscle action. J Musculoskelet Neuronal Interact. 17 (3), 114-139 (2017).
  23. Zhong, J., He, D. Combination of universal mechanical testing machine with atomic force microscope for materials research. Sci Rep. 5 (1), 12998(2015).
  24. El Kommos, A., Jackson, A. R., Andreopoulos, F., Travascio, F. Development of improved confined compression testing setups for use in stress relaxation testing of viscoelastic biomaterials. Gels. 10 (5), 329(2024).
  25. Lietaert, K., Cutolo, A., Boey, D., Van Hooreweder, B. Fatigue life of additively manufactured Ti6Al4V scaffolds under tension-tension, tension-compression and compression-compression fatigue load. Sci Rep. 8 (1), 4957(2018).
  26. Bignardi, C., Terzini, M. Novel load systems for in vitro testing of biomaterials and medical devices. Materials. 16 (2), 465(2023).
  27. Teti, A. Bone development: overview of bone cells and signaling. Curr Osteoporos Rep. 9 (4), 264-273 (2011).
  28. McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. Animal models for bone tissue engineering and modelling disease. Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084(2018).
  29. Malda, J., et al. 25th anniversary article: engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  30. Altmann, B., et al. Promotion of osteoblast differentiation in 3D biomaterial micro-chip arrays comprising fibronectin-coated poly(methyl methacrylate) polycarbonate. Biomaterials. 32 (34), 8947-8956 (2011).
  31. Bastidas-Coral, A. P., et al. Polymethyl methacrylate does not adversely affect the osteogenic potential of human adipose stem cells or primary osteoblasts. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 108 (4), 1536-1545 (2020).
  32. Öztürk, Z., Tosun, B. Comparison of 3D printed and conventional denture base materials in terms of durability and performance characteristics. Sci Rep. 15, 18234(2025).
  33. Wu, J., et al. Transcriptomic and cellular decoding of scaffolds-induced suture mesenchyme regeneration. Int J Oral Sci. 16 (1), 33(2024).
  34. Kan, C., et al. BMP-dependent, injury-induced stem cell niche as a mechanism of heterotopic ossification. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 14(2019).
  35. Bao, X., et al. 3D biomimetic artificial bone scaffolds with dual-cytokines spatiotemporal delivery for large weight-bearing bone defect repair. Sci Rep. 7 (1), 7814(2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Bone Defect ModelLoad Bearing BoneDiaphyseal DefectRat Femur ModelBone Substitute Evaluation3D Printed PMMAGelatin Methacryloyl HydrogelMechanical Performance TestingOsseointegration AssessmentImmunofluorescence Staining

Gerelateerde artikelen