Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beoordeling van mitochondriale splijting/fusiedynamiek in proximale tubulaire cellen van de nier

1.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69268

⸱

14 november 2025

 ,  ,  ,  , 
1Lewis Katz Medical School at Temple University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel beschrijft het gebruik van confocale microscopie en ImageJ om de dynamiek van mitochondriale splijting/fusie te beoordelen via Dendra2 fotoschakelende fluorescentie.

Samenvatting

Mitochondriën worden het best erkend voor hun rol in ATP-synthese en dienen als belangrijke regulatoren van het cellulaire metabolisme. Mitochondriale dynamiek omvat de intracellulaire en intercellulaire beweging van mitochondriën, evenals de processen van splijting/fusie. Deze gebeurtenissen zijn van fundamenteel belang voor het behoud van de mitochondriale functie door het handhaven van cellulaire homeostase, morfologie, bio-energetica, kwaliteitscontrole en stressreacties. Aan de andere kant beïnvloedt ontregeling van de mitochondriale dynamiek de cellulaire morfologie en functie. Nauwkeurige meting van mitochondriën splijting/fusie kan een indicatie zijn van cellulaire gezondheid. De huidige methodologieën om de dynamiek van mitochondriën te meten, maken gebruik van geavanceerde beeldvorming zoals superresolutiemicroscopie, fluorescentietechnieken (Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP)) voor connectiviteit en optogenetische hulpmiddelen voor spatiotemporele controle. Kwantitatieve analyse maakt gebruik van computationele hulpmiddelen om parameters zoals lengte, aantal en vertakking te meten, die de balans tussen splijting/fusie aangeven. Deze methoden vereisen echter vaardigheden en geavanceerde instrumenten. In dit artikel beschrijven we het gebruik van confocale microscopie in combinatie met gratis te gebruiken tools in ImageJ (Fiji) om splijtings-/fusiegebeurtenissen te bestuderen met behulp van de foto-schakelende eigenschap van het dendra2-eiwit, gelabeld met mitochondriaal cytochroom c.

Inleiding

Mitochondriën zijn een dynamisch organel dat een cruciale rol speelt bij de productie van energie, celdood en signaaltransductie1. Mitochondriale morfologie verwijst naar de grootte en vorm van mitochondriale compartimenten, die zeer goed reageren op intracellulaire en extracellulaire aandoeningen en cruciaal zijn voor het behoud van de cellulaire gezondheid2. De morfologie van mitochondriën kan belangrijke inzichten verschaffen in hun functie, maar veranderingen in de mitochondriale vorm kunnen het cellulaire metabolisme en de algehele gezondheid beïnvloeden3. Verstoringen van de mitochondriale morfologie worden in verband gebracht met verschillende ziekten, waaronder neurodegeneratieve aandoeningen, kanker en stofwisselingsziekten4. Mitochondriale morfologie wordt dynamisch gereguleerd door fusie en splijting/fusie, die cruciaal zijn voor het behoud van cellulaire homeostase en het reageren op verschillende metabolische behoeften 5,6.

Mitochondriale dynamiek helpt het organel te reageren op verschillende stressoren en metabolische behoeften7. Het gaat om continue splijting/fusie en beweging van mitochondriën binnen cellen of tussen cellen. Mitochondriën passen zich aan de cellulaire energiebehoefte aan door veranderingen in de morfologie via splijtings-/fusiegebeurtenissen8. Deze processen bepalen de mitochondriale vorm en beïnvloeden mitochondriale functies zoals energie-output, productie van reactieve zuurstofsoorten (ROS) en mitochondriale kwaliteitscontrole 7,9,10. Verder zijn mitochondriale splijting/fusie tegenwichtmechanismen die een functioneel mitochondriaal netwerk in stand houden11. Fusie maakt de uitwisseling van mitochondriale inhoud mogelijk, waardoor complementatie en buffering tegen lokale schade worden bevorderd, terwijl splijting de segregatie en verwijdering van beschadigde mitochondriën mogelijk maakt via mitofagie 7,12. Verder helpt splijting om beschadigde componenten van mitochondriën te scheiden, die vervolgens worden verwijderd door mitofagie, een selectief autofagieproces13. Fusie daarentegen maakt de aanvulling van de mitochondriale inhoud mogelijk, waardoor beschadigde componenten worden verdund14. De belangrijkste spelers in mitochondriale splijting/fusie zijn mitofusines (MFN1/2), essentieel voor fusie van het buitenste mitochondriale membraan15,16, (OPA1): dit dynamine-achtige GTPase is verantwoordelijk voor fusie van het binnenste mitochondriale membraan16. Bij splijtingseiwitten is dynamin-gerelateerd eiwit 1 (Drp1), pro-splijtingseiwit13,17 betrokken. Mitochondriale splijting 1-eiwit (Fis1), mitochondriale splijtingsfactor (Mff) en mitochondriale splijtingsregulator1 zoals (MTFR1L). Verschillende technieken, zoals superresolutie EM, zijn gebruikt om de mitochondriale ultrastructuur te bestuderen18. Single-molecule fluorescentie in situ hybridisatie (smFISH) gecombineerd met STED- en MINFLUX-superresolutiemicroscopie (nanoscopie) zijn gebruikt om individueel mitochondriaal mRNA en geassocieerde eiwitten te visualiseren18. Technieken voor lokalisatiemicroscopie met één molecuul (SMLM) volgen veranderingen in membraanafstand19. Stochastische optische reconstructiemicroscopie (STORM) superresolutiemicroscopie maakt de studie van mitochondriale binnenmembraancomplexen mogelijk20. Het gebruik van deze geavanceerde apparatuur is echter niet gemakkelijk toegankelijk. Confocale microscopie is toegankelijk en vereist minder expertise. Verder heeft de ontwikkeling van mitochondriale fluorescerende eiwitten de studie van mitochondriale dynamiek in levende cellen aanzienlijk bevorderd21, aangezien we fotoactiveerbaar groen fluorescerend eiwit (GFP) gebruiken om de mitochondriale fusie te visualiseren en te kwantificeren22.

Om mitochondriale splijting en fusie te bestuderen, worden de cellen gestrest of blootgesteld aan geneesmiddelen zoals cisplatine, dat zich bindt aan DNA en DNA-schade veroorzaakt, culminerend in mitochondriën-gemedieerde apoptose23. In deze studie hebben we foto-schakelbare gelabelde Dendra2-mitochondriën van foto-activeerbare mitochondriënmuizen gebruikt om de splijtings- en fusiegebeurtenissen in met cisplatine behandelde niertubulaire cellen te bestuderen, omdat ze rijk zijn aan mitochondriën en een hoog regeneratievermogen hebben. Dit protocol kan echter worden gebruikt in elk celtype met fotoschakelbare getagde Dendra2-mitochondriën (Figuur 1A-C).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Al het dierenwerk werd uitgevoerd in overeenstemming met de protocollen die zijn goedgekeurd door de Temple University Institutional Animal Care and Use Committee, Temple University (Animal Protocol-5183). De Pham-muizen, die mitochondriën hebben die Dendra2-eiwit tot expressie brengen, werden gekocht.

1. Bereiding van celkweekmedium

  1. Isoleer proximale tubulaire cellen van de nier volgens het protocol nadat ze zijn gescheiden van glomerulaire endotheelcellen met behulp van kralen24 (Figuur 1A). Bouchareb et al., ontwikkelden een methode om glomerulaire endotheelcellen (GEC's) te isoleren en te kweken uit de nieren van transgene muizen die fluorescerende mitochondriën (mito-Dendra2) tot expressie brengen met behulp van magnetische kralen. Na isolatie van GEC worden de buisjes die in de korrel achterblijven geïsoleerd en gekweekt.
  2. Kweek nier proximale buiscellen in een schaaltje van 10 cm met 10 ml DMF-12 aangevuld met 5% FBS (door warmte geïnactiveerd), penicilline (100 E/ml) en streptomycine (100 μg/ml). Kweek buisjes gedurende 2-3 dagen totdat ze uit de buisjes migreren.
  3. Selecteer buisvormige cellen op morfologie na uithongering (met DMF-12 zonder FBS) gedurende 2 dagen.
    OPMERKING: Gebruik voor de experimenten een schijf met 50-70% confluente cellen. Tel de cellen met een hemocytometer voordat u gaat zaaien.
  4. Cellen zaaien voor experimenten: Zaai de cellen in kweekplaten met glazen bodem met een dichtheid van 1-5 × 105 cellen per putje, afhankelijk van de experimentele vereisten. Laat de cellen een nacht hechten en groeien voordat u cisplatine toevoegt.
    OPMERKING: Cisplatine is een gevaarlijk medicijn voor chemotherapie, het is van cruciaal belang om veiligheidsprotocollen te volgen om het personeel en het milieu te beschermen. Volg hiervoor de instructies van de biologische veiligheidskast van klasse II, persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM), ontsmetting, morsbeheersing en afvalverwijdering (chemotherapie voor gevaarlijk medicijnafval): draag dubbele handschoenen, ontsmet het werkoppervlak en bewaar de morskit in de buurt van het werkstation, label de afvalcontainer duidelijk. Draag voor DMSO persoonlijke beschermingsmiddelen, werk in een zuurkast en volg de procedures voor het ontsmetten en verwijderen van gemorste vloeistoffen.

2. Inductie van stress met behulp van cisplatine

  1. Bereiding van cisplatinemedium
    1. Bereid een stockoplossing van 50 mM cisplatine door op te lossen in DMSO.
    2. Plaat 1-5 x 106 proximale buisvormige cellen op de glasbodemkweekplaat, voeg 2 ml DMF-12-media toe.
      OPMERKING: Elke kweekschijf met glazen bodem kan worden gebruikt.
    3. Voeg cisplatine tot een eindconcentratie van 2 μM toe aan de experimentele plaat, om 0,004% als eindconcentratie DMSO te hebben.
      OPMERKING: Bereid 2 μL 50 mM cisplatine verdund in 1.998 μL FBS-vrije DMF-12-media en voeg 80 μL toe aan de experimentele plaat.
    4. Incubeer de cellen gedurende 24 uur.

3. Beeldvorming

  1. Gebruik van de confocale microscoop
    1. Configureer lasers tot 405 nm (Dendra2-fotoconversie), 488 nm (niet-geconverteerde Dendra2-excitatie) en 561 nm (fotogeconverteerde Dendra2, Alexa 594).
    2. Zet lasers aan en geef tijd voor stabilisatie (~10 min)
  2. Bestuderen van splijtings- en fusie-evenementen
    1. Configureer lasers tot 405 nm (Dendra2-fotoconversie), 488 nm (niet-geconverteerde Dendra2-excitatie) en 561 nm (fotogeconverteerde Dendra2, Alexa 594).
    2. Plaats de kweekschijf in de incubatiekamer.
    3. Voeg water toe rond de kamer en stel de temperatuur in op 37 °C. De aanvoer van CO2 moet op peil blijven.
    4. Laat de incubatiekamer in evenwicht komen. De temperatuurverandering zal de cellen onder druk zetten.
    5. Visualiseer de cellen met behulp van een hogere vergroting en resolutie voor mitochondriale beeldvorming.
    6. Open het vervolgkeuzemenu in de linkerbovenhoek en selecteer de FRAP-opties (Afbeelding 2A-D).
    7. Definieer het interessegebied (ROI) met behulp van LAS X-software, waar fotobleken zal worden uitgevoerd.
      OPMERKING: Het interessegebied kan op elke grootte worden getekend, wat geen invloed heeft op de resultaten, aangezien individuele mitochondriën worden geanalyseerd.
    8. Verkrijg een reeks pre-bleekbeelden met een lage laserintensiteit om de basisfluorescentie-intensiteit vast te stellen. Stel een golflengte van 405 nm in voor fotoschakeling (0,00), 48 nm (0,20) en 56 nm (0,20), zodat de cellen scherp zijn.
      OPMERKING: De waarden tussen haakjes na de lasergolflengten geven laserintensiteiten aan die op elke waarde kunnen worden ingesteld, aangezien dit geen invloed heeft op fotobleken.
    9. Om de cellen te fotobleken, past u een laserpuls met hoge intensiteit toe om de ROI te bleken. Stel de FRAP-lasers in op 405 nm (4.00), 488 nm (0.00) en 561 nm (0.00). Stel de voorbleekkracht in op 5.140 s voor 59 iteraties en na het bleken op de gewenste timing (Figuur 2B) (de laserintensiteit van voorbleken en nableken worden tussen haakjes vermeld).
    10. Ga voor beeldvorming na het bleken door met het verkrijgen van beelden met een lage laserintensiteit om het herstel van fluorescentie gedurende 10 minuten te observeren. Houd FRAP-lasers op 405 nm (0.00), 488 nm (0.50) en 561 nm (0.50).
      OPMERKING: De bleektijd kan verschillen afhankelijk van het celtype, in onze handen werden vergelijkbare bleektijden gebruikt voor mitochondriën in buisvormige cellen en Valve Interstitial Cells (VIC). Zodra FRAP is afgesloten, kunnen de beelden of live celbeeldvorming (Figuur 3 en Aanvullende Video 1) worden gedaan, naast het verkrijgen van de beelden na het bleken.

4. Analyse van het beeld

OPMERKING: Aangezien mitochondriën zijn gelabeld met het Dendra2-eiwit, leidt een onomkeerbare conformatieverandering in het dendra2-eiwit na het ondergaan van fotobleken tot een toename van de rode fluorescentie die wordt gedetecteerd door de 561 nm-laser. Wanneer de rode mitochondriën versmelten met de ongebleekte groene mitochondriën, geeft de combinatie een gele kleur. Door gebruik te maken van dit fenomeen kunnen de dynamische splijtings-/fusiegebeurtenissen worden gemeten.

  1. Profilering van de samengevoegde rode en groene mitochondriën
    1. Installeer de RGB profiler-plug-in om het rode en groene signaal over de selectie te profileren.
      OPMERKING: Volg de instructies op de website om de plug-in toe te voegen aan de Fiji-sectie.
    2. Open AfbeeldingJ (Figuur 4A).
    3. Zoek en open in het menu Bestand het bestand dat u wilt analyseren (Afbeelding 4B).
    4. Selecteer de samengestelde kleurmodus, vink de optie voor automatisch schalen aan en open de video om te analyseren (Afbeelding 4C).
    5. Selecteer een rechthoekig gebied om te analyseren (Figuur 4D).
    6. Beweeg de muisaanwijzer in de buurt van het geselecteerde rechthoekige gebied, klik met de rechtermuisknop en selecteer duplicaat (Afbeelding 4E).
    7. Selecteer de optie voor dubbele hyperstack , waarmee alle stapels afbeeldingen worden gedupliceerd (Afbeelding 4F).
    8. Als u de gedupliceerde stapel naar RGB-indeling wilt converteren, selecteert u de afbeelding en selecteert u de RGB-optie in de vervolgkeuzelijst voor afbeeldingen (Afbeelding 4G-H).
    9. Het RGB-beeld wordt gedupliceerd, waarbij slechts één frame wordt geselecteerd (Afbeelding 4I).
    10. Als de mitochondriën in de afbeelding gebogen zijn, teken dan een lijn over hun lengte. Ga vervolgens naar het menu Bewerken , kies Selectie en klik op Rechtzetten (Figuur 5A).
    11. Kies een titel voor de afbeelding en stel de lijndikte in op 20 pixels (Afbeelding 5B).
    12. Nadat u de mitochondriën hebt rechtgetrokken, trekt u een lijn langs de mitochondriën van belang om ervoor te zorgen dat deze in lijn zijn met een rechte lijn (Figuur 5C).
    13. Open de RGB Profiler-plug-in (Afbeelding 5D).
    14. Eenmaal geactiveerd, genereert de plug-in een grafiek met rode en groene fluorescentie-intensiteiten langs de getekende lijn. De hoogte van elke piek is recht evenredig met de fluorescentie-intensiteit (Figuur 5E).
      OPMERKING: Mitochondriale morfologie kan ook worden berekend met behulp van de mitochondriën analyzer plugin25. Selecteer de gebieden die worden gebruikt voor blootstelling, analyseer de drempel in de geselecteerde regio's en meet vervolgens de morfologie van de mitochondriën en 2D-analyse. De gebiedsomtrek en andere parameters kunnen worden geselecteerd.

5. Analyseer fusiegebeurtenissen

  1. Bepaal de pre-fusiebasislijn: Bevestig vóór mitochondriale fusie dat de rode fluorescentie (561 nm) gelokaliseerd is in één mitochondrion en de groene fluorescentie (488 nm) in een aangrenzend mitochondrion. De bijbehorende intensiteitsgrafiek moet twee verschillende pieken weergeven, een rode en een groene, met minimale overlapping.
  2. Bevestig de gebeurtenis na de fusie: Na fusie zou het rode signaal (dat de inhoud van de Dendra2-matrix vertegenwoordigt) zich moeten verspreiden naar het aangrenzende groene mitochondrion, wat wijst op het mengen van de inhoud. De intensiteitsgrafiek toont nu overlappende rode en groene pieken, wat een fusiegebeurtenis bevestigt.
  3. De beoordeling van fusiegebeurtenissen kan worden bepaald door zorgvuldig de gezonde mitochondriën en de fotogebleekte mitochondriën voor fusie te selecteren in de beeldvorming van levende cellen. Een verandering in de verhouding tussen rood en groen in de loop van de tijd zou duiden op de fusiegebeurtenis.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Primaire buisvormige epitheelcellen werden geïsoleerd uit de nier van de muis door enzymatische vertering en gekweekt in DMF-12 aangevuld met 5% FBS, 1% penicilline-streptomycine bij 37 °C onder 5% CO2. Bij het bereiken van 80% confluentie werden cellen getrypsiniseerd (0,25% trypsine-EDTA) en met een dichtheid van 5 × 104 cellen per putje gezaaid in kweekplaten met glazen bodem, voorgecoat met collageen.

Het kweekmedium bevatte cisplatin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Mitochondriale splijting/fusie zijn cruciale dynamische processen die de mitochondriale homeostase en cellulaire levensvatbaarheid in stand houden26. Een goede beoordeling van deze processen vereist geavanceerde beeldvormingstechnieken om de mitochondriale morfologie, dynamiek en functie te visualiseren en te kwantificeren27,28. Er zijn verschillende technieken gebruikt voor het meten van mitochondriale sp...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze niets te onthullen hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door onderzoeksbeurzen van het National Institute of Health subsidienummer 5R01DK135470-03, ISAC-NIH-subsidie 5U24DK128851-03 en een postdoctorale beurs van de American Heart Association.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Celcultuur 
DMEM/F12 Basismedium (Gibco/Cat. Nr.11320033 ) Proximale tubulaire celcultuur 
Foetaal Runderserum (FBS) 5-10% suppletie (Biowest/Cat. Nr.S181B) Verrijking van cultuurmedium 
Penicilline-Streptomycine 100X (Gibco/Cat. Nr.15140122) Antibioticabescherming 
Collagene IV coating ( Sigma-C5533-5M) Ibidi plaatcoating 
Trypsine-EDTA 0,25% oplossing (Gibco/Cat. Nr.25200056) Celdetachering 
Fosfaat-Gebufferd Saline (PBS) (Gibco/Cat. Nr.10010023 ) Celwassing 
Behandelingen 
Cisplatin 2 µM werkconcentratie (Selleck Chemicals/Cat. Nr.S1166) Stressinductie  
Dimethyl Sulfoxide (DMSO) voertuigcontrole (Fisher Scientific/Cat. Nr.D1391) Cisplatin solvent controle 
Beeldvorming 
Fenol Rood-Vrij Medium Live beeldvorming (Gibco/Cat. Nr.21041025) Verminderde achtergrondfluorescentie 
Moleculair Biologie 
TRIzol® RNA extractie (Gibco/Cat. Nr.15596018) Totale RNA isolatie 
SYBR Green Master Mix qPCR chemie (Thermo Scientific/Cat. Nr.K0221) Mitochondriale dynamic genexpressie (DNM1L, FIS1, MFN1, MFN2, OPA1) 
Fluorescente Hulpmiddelen 
Dendra2 Mitochondriale matrix tag Jacson Laboratory(PhAMverwijderd) Foto-wisselaar reporter (405nm omzetting, 488/561nm beeldvorming) 
Microscopen 
Confocale Microscoop Leica DMi8 Live-cel beeldvorming en FRAP 405nm/488nm/561nm lasers 
Image J https://imagej.net/software/fiji/downloads 
RGB Profiler Plugin https://imagej.net/ij/plugins/rgb-profiler.html. Fusiegebeurtenis analyse (rood/groen signaaloverlappend) 
```

Referenties

  1. Liesa, M., Palacin, M., Zorzano, A. Mitochondrial dynamics in mammalian health and disease. Physiol Rev. 89 (3), 799-845 (2009).
  2. Chen, Z., Berquez, M., Luciani, A. Mitochondria, mitophagy, and metabolic disease: towards assembling the puzzle. Cell Stress. 4 (6), 147-150 (2020).
  3. Ding, Y., et al. Mitochondrial segmentation and function prediction in live-cell images with deep learning. Nat Commun. 16, 743(2025).
  4. Jiao, H., et al. Mitocytosis, a migrasome-mediated mitochondrial quality-control process. Cell. 184 (11), 2896-2910.e13 (2021).
  5. Kraus, F., Roy, K., Pucadyil, T. J., Ryan, M. T. Function and regulation of the divisome for mitochondrial fission. Nature. 590 (7844), 57-66 (2021).
  6. He, X., et al. GTPBP8 modulates mitochondrial fission through a Drp1-dependent process. J Cell Sci. 137 (8), jcs261612(2024).
  7. San-Millán, I. The key role of mitochondrial function in health and disease. Antioxidants. 12 (4), 782(2023).
  8. Ponte, S., et al. Drp1-mediated mitochondrial fission regulates calcium and F-actin dynamics during wound healing. Biol Open. 9 (5), bio048629(2020).
  9. Sabouny, R., Shutt, T. E. The role of mitochondrial dynamics in mtDNA maintenance. J Cell Sci. 134 (24), jcs258944(2021).
  10. Huang, H., et al. Mitochondrial dynamics tracking with two-photon phosphorescent terpyridyl iridium(III) complexes. Sci Rep. 6, 20887(2016).
  11. Chen, W., Zhao, H., Li, Y. Mitochondrial dynamics in health and disease: mechanisms and potential targets. Signal Transduct Target Ther. 8 (1), 333(2023).
  12. Sabouny, R., Shutt, T. E. Reciprocal regulation of mitochondrial fission and fusion. Trends Biochem Sci. 45 (7), 564-577 (2020).
  13. Jin, P., et al. Mitochondrial adaptation in cancer drug resistance: prevalence, mechanisms, and management. J Hematol Oncol. 15 (1), 97(2022).
  14. Wai, T., et al. The membrane scaffold SLP2 anchors a proteolytic hub in mitochondria containing PARL and the i-AAA protease YME1L. EMBO Rep. 17 (12), 1844-1856 (2016).
  15. Schiavon, C. R., Shadel, G. S., Manor, U. Impaired mitochondrial mobility in Charcot-Marie-Tooth disease. Front Cell Dev Biol. 9, 624823(2021).
  16. Sivakumar, A., Shanmugarajan, S., Subbiah, R., Balakrishnan, R. Cardiac mitochondrial PTEN-L determines cell fate between apoptosis and survival during chronic alcohol consumption. Apoptosis. 25 (7-8), 590-604 (2020).
  17. Simula, L., et al. Mitochondrial metabolism sustains CD8+ T cell migration for an efficient infiltration into solid tumors. Nat Commun. 15 (1), 2203(2024).
  18. Kopek, B. G., Shtengel, G., Xu, C. S., Clayton, D. A., Hess, H. F. Correlative 3D superresolution fluorescence and electron microscopy reveal the relationship of mitochondrial nucleoids to membranes. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (16), 6136-6141 (2012).
  19. Whelan, D. R., Bell, T. D. Image artifacts in single molecule localization microscopy: why optimization of sample preparation protocols matters. Sci Rep. 5, 7924(2015).
  20. Palmer, C. S., et al. Super-resolution microscopy reveals the arrangement of inner membrane protein complexes in mammalian mitochondria. J Cell Sci. 134 (13), jcs252197(2021).
  21. Liu, F., et al. The interactome of intact mitochondria by cross-linking mass spectrometry provides evidence for coexisting respiratory supercomplexes. Mol Cell Proteomics. 17 (2), 216-232 (2018).
  22. Karbowski, M., Cleland, M. M., Roelofs, B. A. Methods Enzymol. , Elsevier. Netherlands. (2014).
  23. Kleih, M., et al. Direct impact of cisplatin on mitochondria induces ROS production that dictates cell fate of ovarian cancer cells. Cell Death Dis. 10 (11), 851(2019).
  24. Bouchareb, R., Yu, L., Lassen, E., Daehn, I. S. Isolation of conditionally immortalized mouse glomerular endothelial cells with fluorescent mitochondria. J Vis Exp. (187), e64147(2022).
  25. Chu, C. H., Tseng, W. W., Hsu, C. M., Wei, A. C. Image analysis of the mitochondrial network morphology with applications in cancer research. Front Phys. 10, 855775(2022).
  26. Montecinos-Franjola, F., Ramachandran, R. Methods Mol Biol. , Springer, US. (2020).
  27. Gaspar, M. L., Chang, Y. F., Jesch, S. A., Aregullin, M., Henry, S. A. Interaction between repressor Opi1p and ER membrane protein Scs2p facilitates transit of phosphatidic acid from the ER to mitochondria and is essential for INO1 gene expression in the presence of choline. J Biol Chem. 292 (45), 18713-18728 (2017).
  28. Karbowski, M. Adv Exp Med Biol. , Springer, US. (2010).
  29. Yang, X., et al. Mitochondrial dynamics quantitatively revealed by STED nanoscopy with an enhanced squaraine variant probe. Nat Commun. 11 (1), 3699(2020).
  30. Opstad, I. S., et al. Three-dimensional structured illumination microscopy data of mitochondria and lysosomes in cardiomyoblasts under normal and galactose-adapted conditions. Sci Data. 9 (1), 98(2022).
  31. Kunz, T. C., Götz, R., Gao, S., Sauer, M., Kozjak-Pavlovic, V. Using expansion microscopy to visualize and characterize the morphology of mitochondrial cristae. Front Cell Dev Biol. 8, 617(2020).
  32. Teixeira, P., Galland, R., Chevrollier, A. Super-resolution microscopies, technological breakthrough to decipher mitochondrial structure and dynamic. Semin Cell Dev Biol. 159 - 160, 38-51 (2024).
  33. Kirchweger, P., et al. Snapshots of mitochondrial fission imaged by cryo-scanning transmission electron tomography. J Cell Sci. 138 (9), jcs263639(2025).
  34. Collins, H. E., et al. Mitochondrial morphology and mitophagy in heart diseases: qualitative and quantitative analyses using transmission electron microscopy. Front Aging. 2, 670267(2021).
  35. Marshall, A. G., Damo, S. M., Hinton, A. Revisiting focused ion beam scanning electron microscopy. Trends Biochem Sci. 48 (6), 585-586 (2023).
  36. Adebayo, M., Singh, S., Singh, A. P., Dasgupta, S. Mitochondrial fusion and fission: the fine-tune balance for cellular homeostasis. FASEB J. 35 (6), e21620(2021).
  37. Munro, D., Baldy, C., Pamenter, M. E., Treberg, J. R. The exceptional longevity of the naked mole-rat may be explained by mitochondrial antioxidant defenses. Aging Cell. 18 (3), e12916(2019).
  38. Varuzhanyan, G., Chan, D. C. Mitochondrial dynamics during spermatogenesis. J Cell Sci. 133 (14), jcs235937(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Mitochondriale dynamiekmitochondriale fusieconfocale microscopieFRAP techniekDendra2 eiwitImageJ analyselive cell imagingmitochondriale morfologie
Beoordeling van mitochondriale splijting/fusiedynamiek in proximale tubulaire cellen van de nier
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.