Methodenartikel

Varkens-hartstilstandsmodel met een implanteerbare defibrillator

538 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69305

⸱

9 januari 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol demonstreert het gebruik van een implanteerbare cardioverter-defibrillator (ICD) om ventriculaire aritmieën betrouwbaar te induceren, interne cardioversie uit te voeren en intracardiale ECG-opnames te verkrijgen in een varkensmodel.

Samenvatting

Deze studie presenteert een reproduceerbaar porcine hartstilstandsmodel met een implanteerbare cardioverter-defibrillator (ICD) voor betrouwbare inductie en cardioversie van ventrikelfibrillatie (VF), evenals intracardiale ECG-monitoring tijdens reanimatie. Modellen van grote dieren zijn van vitaal belang voor translationeel onderzoek naar hartstilstand; echter, conventionele VF-inductie- en cardioversietechnieken – voornamelijk met externe elektroden en defibrillatie – worden vaak belemmerd door bewegingsartefacten, inconsistente omzettingssnelheden en een hoog gebruik van dierlijke hulpbronnen. Dit protocol beschrijft herhaalde cycli van VF-inductie en cardioversie binnen hetzelfde dier, waarbij nauwkeurige controle wordt geboden terwijl fysiologische stress en het aantal dieren worden geminimaliseerd, in overeenstemming met de 3R-principes (Vervanging, Vermindering en Verfijning). De ICD-gebaseerde methode maakt nauwkeurige ritmemonitoring mogelijk met intracardiale ECG tijdens de reanimatie, met verbeterde artefactweerstand vergeleken met oppervlakte-ECG. Elf varkens ondergingen herhaalde VF-inductie en cardioversie, met hoge succespercentages en herstel van spontane circulatie. Het model maakt gestandaardiseerde en betrouwbare gegevensverzameling voor hartstilstandstudies mogelijk, zorgt voor experimentele consistentie en faciliteert reproduceerbaar onderzoek naar pathofysiologie en reanimatiestrategieën, terwijl het gebruik van dieren wordt geminimaliseerd.

Inleiding

Varkens en mensen delen aanzienlijke anatomische en fysiologische overeenkomsten, waardoor varkensmodellen essentieel zijn voor reanimatieonderzoek1. Technieken om ventrikelfibrilleren (VF) en hartstilstand op te wekken zijn onder andere: gelijkstroom (DC) toepassing door spinale naalden die in het myocardas worden ingebracht met een 9 V-batterij, of sinusgenerator2; transcutaan of subcutaan wisselstroom (AC)3,4; intramyocardale toepassing met een pacer-elektrode die gebruikmaakt van gelijkstroom (DC) (9 V batterij), wisselstroom (AC; oscilloscoop/functiegenerator), of een externe pacemaker 5,6,7,8. Hoewel al deze methoden VF effectief induceren, wordt omzetting naar sinusritme (SR) meestal uitgevoerd door externe transcutane toepassing van een DC-schok en de terugkeer van spontane circulatie (ROSC) is vaak suboptimaal. Bovendien veroorzaken externe schokken aanzienlijke fysiologische en weefselstress en mogelijke schade 9,10, waardoor het aantal herhaalde interventies per dier wordt beperkt. Daarom vereisen VF-studies vaak een groot aantal dieren om statistisch significante verschillen te detecteren, wat in strijd is met ethische verplichtingen om het gebruik van dieren te verminderen.

Eerder onderzoek bij mensen heeft aangetoond dat VF kan worden geïnduceerd met een implanteerbaar cardioverter-defibrillator (ICD) systeem11. Voor zover wij weten zijn herhaalde VF-inducties en conversies met een ICD-systeem niet bestudeerd in een varkensmodel. Een elektrocardiogram (ECG) wordt gebruikt om de omzetting van ventrikelfibrilleren naar sinusritme te detecteren. Tijdens cardiopulmonale reanimatie (CPR) kan een hoogwaardige standaard oppervlakte-ECG onbetrouwbaar of moeilijk te verkrijgen zijn vanwege bewegingsartefacten en artefacten gerelateerd aan de elektrode-huidinterface en de elektrische eigenschappen van de elektroden 12,13,14.

In lijn met de 3R-principes van dieronderzoek (Replacement, Reduction, and Refinement)8 en ons lopende onderzoek naar debatdetectie tijdens hartstilstand 15,16,17, streefden we ernaar een voorspelbaar en reproduceerbaar porcine hartstilstandsmodel te ontwikkelen voor herhaalde VF-inductie en omzetting naar SR binnen één dier. Daarnaast wilden we het ICD-apparaat gebruiken om intracardiale ECG-metingen te verkrijgen tijdens reanimatie. Door variabiliteit te verminderen en het succes van reanimatie te verbeteren, pakt deze methode belangrijke beperkingen van bestaande modellen aan, minimaliseert het gebruik van dieren en faciliteert het betrouwbaarder onderzoek naar hartstilstand. Deze verfijnde aanpak zorgt voor consistentie en biedt aanzienlijke voordelen ten opzichte van traditionele technieken, waardoor onderzoekers betrouwbare resultaten kunnen behalen terwijl ze zich houden aan ethische normen in het experimentele ontwerp. Het gepresenteerde model is technisch geavanceerd en vereist toegang tot een ICD en een programmeerunit, evenals fluoroscopie of echografie voor het sturen van het inbrengen van pacemaker-leads. Vanwege de grootte van de ICD, pacemaker-leads en vasculaire inleidingen is het model toepasbaar op varkens van minstens 25 kg.

Protocol

De in dit protocol beschreven experimenten zijn goedgekeurd door de Noorse Autoriteit voor Dieronderzoek (FOTS-ID 25415) en uitgevoerd in overeenstemming met EU-richtlijn 2010/63/EU inzake de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt. Elf Noorse Landrace-varkens (Sus scrofa domesticus), bestaande uit 10 mannetjes en één vrouwtje, met een gemiddelde leeftijd van 56 ± 1,5 dag en een gemiddeld gewicht van 30 ± 3 kg, werden gebruikt. De experimentele opstelling is geïllustreerd in Figuur 1.

1. Dierpunctie, anesthesie en monitoring

  1. Dierophalen
    1. Coördineer met een lokale boer om varkens van geschikte grootte en gewicht te verkrijgen voor het geplande experiment.
    2. Om dierenwelzijn te bevorderen, haal de dieren direct voor de ingreep. Geef ze ad libitum toegang tot voedsel en water tot ze worden geplukt.
  2. Sedatie op de boerderij
    1. Geef een mengsel van de volgende intramusculaire middelen voor een varken van 30 kg: Ketamine 2500 mg (25 mL Belatamin VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL Midazolam 5 mg/mL), Atropine 1 mg (1 mL Atropine).
    2. Bevestig voldoende sedatie door te controleren of het varken slaapt, ligt en niet reageert op stimulatie vóór transport.
  3. Vervoer het verdoofde varken in een veilige, geventileerde kooi. Zorg voor bescherming tegen onderkoeling met warmtedekens. Minimaliseer de transporttijd.
  4. Laboratoriumvoorbereiding
    1. Weeg het varken. Plaats twee 20G perifere intraveneuze (IV) katheters in de oren met behulp van de standaard aseptische techniek. Plaats indien nodig een warme met water gevulde handschoen op vernauwde aderen om vasodilatatie te bevorderen. Rol elastische of gaasverband in het buitenste deel van het varkensoor en zet vast met tape om de IV-katheters te stabiliseren.
    2. Was en scheer de nek en kaak. Dien ketamine toe (50 mg IV) of thiopental (50-100 mg IV) indien nodig om de sedatie te behouden. Vermijd hoge doses thiopental om spontane ademhaling te garanderen.
  5. Eerste monitoring en positionering
    1. Plaats het varken buikliggend op de operatietafel. Bevestig een neonatale pulsoximeter aan de staart en elektrocardiogram (ECG) elektroden aan de romp. Controleer de duidelijke metingen.
    2. Begin met IV-infusies als volgt:
      Katheter 1: Thiopental (Pentocur Abcur) verdund in 5% glucose of 0,9% NaCl tot een uiteindelijke concentratie van 25 mg/mL. Infusiesnelheid 0,16 mL/kg/u (gelijk aan 4 mg/kg/u)
      Katheter 2: Een mengsel van midazolam en morfine verdund in 5% glucose of 0,9% NaCl tot een uiteindelijke concentratie van 0,15 mg/mL en 2 mg/mL (gelijk aan respectievelijk 0,15 mg/kg/u en 2 mg/kg/u). Infusiesnelheid 1 mL/kg/u. Geef op dezelfde katheter Ringeracetaat (Ringer-acetaat) 4-10 mL/kg/u.
      VOORZICHTIG: Meng pentobarbital niet met andere medicijnen om kristalvorming in IV-katheters te voorkomen.
  6. Oxygenatie en diepe anesthesie-inductie
    1. Geef zuurstof (6 L/min) via een varkensspecifiek gezichtsmasker dat is aangesloten op een zelfuitzettende ventilatiezak.
    2. Induceer diepe anesthesie met pentobarbital (200-300 mg IV) en bevestig het stoppen van spontane ademhaling. Start mondkapbeademing.
  7. Intubatie
    1. Gebruik een mondprop om de mond van het varken te openen. Met het varkensbuik inbrengen, steek je een Miller rechte laryngoscoopblad #5 in om de epiglottis te lokaliseren en de laryngeale inleiding te openen. Controleer de verzadiging (SpO2) met de aangesloten pulsoximeter en ventileer indien nodig als de verzadiging onder de 80% valt.
    2. Voor endotracheale intubatie brengt u de bougie in totdat een hoestreflex de carina aangeeft. Schuif een endotracheale buis met een buitendiameter van 7,0 mm over de bougie, waarbij je de buis 90° tegen de klok in draait om de passage langs de stembanden te vergemakkelijken. Verwijder de bougie en blaas de manchet op.
    3. Ventileer het varken met een zelfuitbreidende zak die is verbonden met de capnograaf. Bevestig de plaatsing van de buis doorCO2-terugvoer en ausculterende longgeluiden te observeren. Zet de buis vast met tape.
    4. Als de plaatsing faalt – aangegeven door het ontbreken van ventilatiegeluiden en geen uitademend eindgetijden-CO( ETCO2) – verwijder dan de buis en herhaal het proces.
    5. Sluit de buis aan op een beademingsapparaat. Stel volumegecontroleerde ventilatie in als:
      Getijdenvolume: 8-10 mL/kg
      Ademhalingsfrequentie: ~17/min
      Geïnspireerde zuurstoffractie (FiO2): 21%
      Positieve uitadderende uitadingsdruk (PEEP): 5 cmH2O
    6. Monitor SpO2 en beëindig ETCO2. Pas de ventilatiefrequentie aan om de bloed-pH van ~7,45 te behouden. Vermijd hyperventilatie om alkalose te voorkomen. De meeste varkens hebben een fysiologisch hoger basisoverschot (BE) van +5 tot +10, en streven daarom naar een hogere dan menselijke ETCO2 om de pH-stabiliteit te behouden.

2. Instrumentatie

  1. Plaatsing van arteriële katheter
    1. Draai het varken in een rugligging en bevestig de ledematen met een gaasverband.
    2. Desinfecteer de nek, kaak, lies en buik met chloorhexidine 5 mg/mL in ethanol en bedek met steriele gordijnen.
    3. Strek een achterpoot om de arteria iliaca te verlengen. Gebruik echografie om de iliacale arteria te lokaliseren en plaats een 5 French Pulse Index Continuous Cardiac Output (PiCCO) arteriële katheter met behulp van de Seldinger-techniek.
    4. Verbind de katheter met een voorgevulde druktransducer en zet de lijn in de lijn. Zet de transducer op nul en bevestig een goede arteriële drukmeting. Laat het achterbeen los.
  2. Blaaskatheterisatie
    1. Identificeer de blaas bij de onderste tepellijn met behulp van een echo. Voer een mini-laparotomie uit met diathermie om de blaas bloot te leggen.
      VOORZICHTIG: Diathermieapparatuur genereert hoge temperaturen, wat een risico op thermisch letsel met zich meebrengt. Vermijd contact met de elektrode om persoonlijk letsel te voorkomen en zorgt voor nauwkeurige controle, en vermijd contact met omliggende weefsels om onbedoelde schade te voorkomen. Diathermie produceert mogelijk kankerverwekkende chirurgische rook. Minimaliseer het gebruik en zorg voor effectieve lokale rookafvoer en ventilatie van kamers.
    2. Breng een beurssnarenhechting (0,5 cm diameter) aan op de blaas. Maak een incisie van 0,5 cm met diathermie in de hechting en plaats een katheter van 12 Charrière.
    3. Blaas de katheterballon op met steriel water en draai de hechting strakker. Bevestig de katheter aan een verzamelzak.
    4. Plaats de blaas opnieuw in de peritoneale holte en sluit de laparotomie met nietjes.
  3. Plaatsing van centrale veneuze katheter (CVC)
    1. Kantel het varken in Trendelenburg-positie en verhoog de PEEP van de beademingsmachine tot 10 cmH2O om de nekaders te verbreeden.
    2. Gebruik een echo om de linker externe halsslagader te lokaliseren en plaats een CVC met drie lumen met behulp van de Seldinger-techniek.
    3. Controleer veneuze terugstroming op alle lumen. Sedatie en vochtinfusies worden overgebracht naar het CVC.
    4. Verbind een druktransducer met het derde lumen en bevestig de centrale veneuze druk (CVP) tracering.
  4. Plaatsing van een vasculaire inleider en implanteerbare cardioverter-defibrillator (ICD) elektrode
    1. Zoek de rechter externe halsslagvena met behulp van een echo.
    2. Plaats een 7 Fr vasculaire introducer met de Seldinger-techniek. Bevestig veneuze terugstroming en spoel met zoutoplossing. (De grootte van de introductor kan variëren afhankelijk van het type ICD-lead - raadpleeg de relevante producent).
    3. Verlaag de PEEP tot 5 cmH2O en nivelleer de operatietafel. Bevestig de plaatsing van de introducteurtip door middel van transoesofageale echocardiografie of fluoroscopie.
    4. Steek een enkele coil ICD-elektrode door de vasculaire introductor. Schuif de elektrode naar de top van de rechterventrikel.
    5. Observeer een adequate elektrodepositie met behulp van transthoracale of transoesofageale echocardiographie of fluoroscopie, indien mogelijk.
    6. Verbind de ICD-kabel met een pacing system analyzer (PSA) met behulp van de speciale connectordraad. Bevestig plaatsing in de rechterventrikel door intracardiale R-golven van >6 mV te meten.
    7. Blootstelling van de helix om de punt van de ICD te bevestigen die naar het endocard van de rechter ventrikel (apex of distale septum) leidt.
    8. Bevestig de adequate positie van de kabel door metingen van de pacingdrempel (<2,5 V; 0,4 ms) en impedantie (500-1500 Ω voor pacing, 50-100 Ω voor de schokspoel). Verplaats de leiding indien nodig.
    9. Maak een horizontale incisie van 4 cm onder het linker sleutelbeen met behulp van diathermie. Met een tang en de vingers creëer je een klein subcutane pocket, groot genoeg om de ICD te bevatten.
    10. Verbind de kabel met de ICD en steek het apparaat in de zak. Het is belangrijk dat de ICD-kabel een goede positie in de rechter ventrikel heeft en dat de intrekbare schroef stevig aan het myocard is bevestigd. Als de gemeten R-golf daalt of de pacingdrempel aanzienlijk stijgt, herpositioneer dan de leiding. Bovendien, als de impedantie (pacing en/of schok) buiten bereik is, controleer dan of het connectoruiteinde van de kabel volledig in de header van de ICD is verplaatst en dat de stelschroef stevig is vastgezet.

3. Pacemaker/defibrillatorprogrammering

  1. Schakel van Pacing System Analyzer (PSA)-modus naar Programmeur-modus op de PSA. Verbind de ICD met de programmeur via de meegeleverde antenne en bevestig draadloze telemetrie.
  2. De ICD-programmeersoftware opent automatisch. Herhaal metingen van intracardiale R-golf, drempel- en impedanties, en herpositioneer indien nodig de ICD-leiding.
  3. Programmeer de pacingmodus op de gewenste instellingen (bijv. VVI 60 bpm, output 3,5 V; pulsbreedte 0,4 ms; autosensing ingeschakeld).
  4. Programmeer de parameters van de tachyaritmietherapie op de gewenste waarden, waaronder het aantal zones, het aantal benodigde R-golven voor de behandeling en het type therapie, bijvoorbeeld 2 zones met ventriculaire tachycardie (VT) 190-240 en ventrikelfibrilleren (VF) > 240. In de VT-zone 32 intervallen, twee pogingen met anti-tachycardie pacing vóór een 30 J cardioversie, en in de VF-zone 12 intervallen voor een DC-schok.
    OPMERKING: De detectietijd voor aritmie hangt af van de geprogrammeerde parameters, waaronder hartslag (cycluslengte) en het aantal opeenvolgende R-golven dat nodig is voor diagnose. Als bijvoorbeeld de hartslag 240 bpm is en 12 opeenvolgende R-golven nodig zijn om VF te diagnosticeren, zal de detectietijd aanzienlijk korter zijn dan wanneer de hartslag 180 bpm is en 32 R-golven nodig zijn. Dit geldt voor situaties waar therapie automatisch wordt toegediend, zoals in de klinische praktijk. Daarentegen kan therapie bij gebruik van de programmeur-testmodus worden toegediend na een vooraf bepaald tijdsinterval (tot 20 seconden) of handmatig, waarbij geen therapie wordt gegeven totdat de operator deze activeert. In deze laatste modi is de detectie van hartritmestoornissen handmatig in plaats van automatisch.
  5. Selecteer aan de rechterkant van het programmeurscherm het Test-icoon en open vervolgens de Fibber- en NIPS-map . Druk op het ventrikelfibber-icoon om inductie van VF mogelijk te maken met verschillende methoden, waarvan de meest betrouwbare voor VF gelijkstroom11 is – een constante gelijkspanning van 7,5 V gedurende 2 seconden. Andere opties voor VF zijn shock on T-wave of 50 Hz pacing.
  6. Wanneer VF wordt geïnduceerd, zijn er drie opties voor het toedienen van therapie (linksonder op het scherm). Gebruik Automatic, waarbij het apparaat automatisch een schok afgeeft volgens de geprogrammeerde tachytherapieparameters in de ICD. Andere opties zijn Timed, waarbij de ICD een schok toedient na een interval dat programmeerbaar is tussen 3 en 20 seconden, of Manual, waarbij therapie alleen wordt gegeven wanneer de operator op het Deliver Therapy-icoon drukt.
  7. Ventriculaire tachycardie kan worden opgewekt door op het Ventriculaire NIPS-icoon te klikken. Selecteer het Burst-icoon en de gewenste cycluslengte voor inductie, bijvoorbeeld 300 ms, wat overeenkomt met een hartslag van 200. Druk op Houden om Burst toe te passen tot maximaal 20 seconden om VT op te wekken. Indien niet succesvol, kan de procedure worden herhaald met een kortere cycluslengte, bijvoorbeeld 280 ms of 260 ms.
  8. Als VT of VF wordt geïnduceerd, wordt therapie gegeven volgens de geprogrammeerde instellingen in de Tachy-map. Om de instellingen te openen, klik je op het Parameters-icoon op het apparaat. Zorg voor het herstel van SR.

4. Niet-invasieve continue carotis-Dopplermonitoring instellen

  1. Om de halsslagader te monitoren, gebruik je een combinatie van intra-arteriële drukmeting vanaf de linker halsslagader en, indien beschikbaar, aangevuld met een niet-invasieve ultrageluidsgeleide stroomsnelheidsmeting in de rechter halsslagader met behulp van een handsfree en continue Doppler, bijvoorbeeld de RescueDoppler15.
  2. Bevestig de Dopplersonde loodrecht op de linker halsslagader. Zorg voor goed huidcontact met royale hoeveelheden ultrageluidsgel.
  3. Controleer de echomonitor om een goede halsslagadertrace te garanderen. Bevestig de sonde grondig met lijmtape.

5. Onderzoek naar hartstilstand uitvoeren

  1. Om het hartritme te monitoren, gebruik je het intracardiale ECG dat uit de pacemaker is verkregen en de oppervlakkige ECG-sporen die van de patiëntmonitor zijn verkregen.
  2. Om de ROSC te monitoren, gebruik je de invasieve arteriële druk in de linker halsslagader verkregen uit de patiëntmonitor en de niet-invasieve ultrageluidsgeleide stroomsnelheidsmeting in de rechter halsslagader verkregen uit de RescueDoppler.
  3. Induceer VF of VT volgens het studieprotocol met behulp van een van de beschikbare methoden in de programmeur. Voor Abbott-apparaten is de meest betrouwbare methode voor VF-inductie de DC-fibber: een constante gelijkspanning van 7,5 V toegepast over 2 s. Alternatieve methoden voor VF-inductie zijn onder andere schok op de T-golf of 50 Hz pacing. Induceer VT door snel overdrive pacing, meestal met een cycluslengte van 300-250 ms (overeenkomend met een hartslag van 200-240 bpm).
  4. Observeer het stoppen van de carotisstroom op de carotis-Dopplerspoor. Houd de no-flow periode aan volgens het studieprotocol.
  5. Voer handmatige reanimatie, mechanische repressies of andere interventies uit volgens het studieprotocol.
  6. Indien gewenst, zet het varken om naar sinusritme door handmatig een DC-schok toe te dienen via de implanteerbare defibrillator. Programmeer het energieniveau en pas het aan op basis van de grootte van het dier. Voor volgroeide varkens is de maximale energie-instelling doorgaans 36-41 J, afhankelijk van de fabrikant. Bij kleinere dieren kan 10-20 J voldoende zijn.
    OPMERKING: Bij mensen levert een ICD meestal een energie van 30-40 J bij de behandeling van een VF. Bij varkens van 30 kg kan minder energie voldoende zijn, wat de levensduur van de ICD verlengt, die vervolgens in andere dieren kan worden hergebruikt. Geleverde energie is programmeerbaar, maar minder dan 15 J wordt niet aanbevolen, omdat een gebrek aan succes en de noodzaak van herhaalde schokken met hogere energie leiden tot een langere periode van asystolie en een lagere reproduceerbaarheid tussen dieren.
  7. Om een hoge conversieratio te garanderen, beëindig VF binnen 120 seconden. Als het dier in VT is, bereik dan conversie door anti-tachycardie pacing (ATP) – het afleveren van laagspanningsimpulsen met een snelheid sneller dan de tachycardie – of door een gesynchroniseerde DC-schok (cardioversie).
    OPMERKING: Commercieel verkrijgbare ICD's kunnen niet worden geprogrammeerd om therapie onbeperkt uit te stellen. Om veiligheidsredenen zullen ze automatisch een toegewijde schok afgeven zodra de maximale detectietijd is verstreken, mits het ritme VF blijft.
    VOORZICHTIG: Vermijd direct contact met het dier bij het toedienen van een DC-schok. Hoewel de schok wordt toegediend door geïmplanteerde elektroden en het risico op elektrisch letsel minimaal is, moeten de standaard veiligheidsmaatregelen toch worden gevolgd.
  8. Laat het dier rusten, zorg voor normalisatie van fysiologische parameters, waaronder bloeddruk, ETCO2 en pH. De normale rusttijd is ongeveer 5-10 minuten of totdat de vitale parameters zo dicht mogelijk bij de basiswaarden zijn teruggekeerd.
  9. Herhaal stappen 5.3 tot 5.6 zo vaak als nodig volgens het studieprotocol.

6. Euthanasie en verwijdering van afval

  1. Na afronding van de studie euthanasen ze het varken door ofwel 50 mmol kaliumchloride (50 mL kaliumchloride 1 mmol/mL) of 0,1 mg/kg Pentobarbital (Exagon vet 400 mg/mL) toe te dienen.
    VOORZICHTIG: Euthanasiemiddelen zijn krachtige en dodelijke middelen. Behandel het met grote zorg en volg lokale veiligheidsprotocollen.
  2. Verwijder alle vreemde voorwerpen, waaronder de pacemaker, elektroden, katheters, buizen en lijnen van het dierlijk lichaam. Gooi alle scherpe voorwerpen (bijv. spuiten) weg in een goedgekeurde scherpe container.
    VOORZICHTIG: Zorg ervoor dat Deactivatietherapie vóór het verwijderen van de ICD is geprogrammeerd om onbedoelde schokken tijdens het hanteren, opbergen en hergebruik te voorkomen. Behandel het dierlijk en alle wegwerpapparatuur als biologisch gevaarlijk materiaal. Verwijder ze volgens de lokale bioveiligheids- en afvalbeheerregels.

Resultaten

Opzettelijk getimede inductie van VF en daaropvolgende cardioversie naar SR met ROSC werd als een positief resultaat van de methode beschouwd. Het niet inleiden van VF of cardiovert werd als een negatief resultaat beschouwd. Met de VF-fibbermodus werd bij alle dieren consequent VF of VT geïnduceerd, zoals gewenst (Tabel 1). Bovendien werd door het gebruik van defibrillatormodus consequent alle varkens cardioverteerd. Zowel de inductie van VF als de cardioversie werden op afstand bediend vanuit de programmeereenheid; Daarom was geen externe sinusgenerator of defibrillator nodig. Alle dieren werden herhaaldelijk meerdere keren cardioverteerd naar sinusritme met ROSC gedurende elk experiment (Tabel 1)15,17. Het rustinterval tussen elke VF-sequentie was minimaal 5 minuten. Het slagingspercentage voor het bereiken van ROSC na geïnduceerde VF was 92% over alle sequenties bij alle dieren (Tabel 1). VF die twee DC-schokken vereiste voor omzetting naar ROSC kwam twee keer voor bij één dier. Bij twee dieren die een opzettelijk grote myocardinfarct hadden veroorzaakt door het injecteren van microkorrels in de kransslagaders vóór de inductie van VF15, leidde VF-inductie tot PEA. Bij één dier leidde DC-shock tot een onmiddellijke overgang naar asystolie. Standaard reanimatie werd vervolgens bij alle drie de dieren gestart, maar geen enkele bereikte ROSC. In deze reeks van 11 varkensexperimenten met ICD-gebaseerde inductie en cardioversie van ventrikelfibrillatie onderging elk dier met succes herhaalde cycli van VF en reanimatie. Het ICD-protocol leverde consequent hoge succespercentages op voor cardioversie, minimale fysiologische stress en snel herstel van spontane circulatie. Intracardiale ECG-monitoring zorgde voor ritme-documentatie zonder artefacten tijdens de reanimatie, waardoor een nauwkeurige detectie van hartritmestoornissen en interventies mogelijk was. Deze resultaten tonen de betrouwbaarheid, reproduceerbaarheid en het potentieel van de techniek aan voor gedetailleerde uitkomstanalyse, zoals het meten van conversieratio's, herstelintervallen en ECG-signaalkwaliteit, en ondersteunen zo robuust experimenteel onderzoek naar reanimatiestrategieën

figure-results-1
Figuur 1: Experimentele opstelling. (A) De proefdieren werden geïntubeerd met een endotracheale buis in buikligging en aangesloten op een beademingsapparaat. In de rugligging werd onder echografie de volgende vasculaire toegang vastgesteld: (B) Een PiCCO-arteriële lijn werd in de femorale arteria geplaatst, (C) een centrale veneuze katheter werd geplaatst in de rechter externe jugulaire vene, en (D) een vasculaire mantelinleider werd in de rechter interne jugulaire vene geplaatst. Daarnaast werd een suprapubische katheter in de blaas geplaatst (hier niet getoond), en (E) werd een RescueDoppler-halsslagaderprobe over de linker halsslagader geplaatst. (F) Door de vaatschede werd een pacemaker-elektrode naar de rechterventrikel gebracht en de positie werd bevestigd met echocardiografie of fluoroscopie. (G) Een implanteerbare cardioverter-defibrillator (ICD) werd ingebracht in een subcutane pocket onder het linker sleutelbeen en verbonden met de pacemaker-elektrode. (H) De dieren werden aangesloten op een multimodale monitor die ECG, staartplethysmografie (SpO₂), arteriële bloeddruk, centrale veneuze druk en eindgetijden-CO₂ registreerde. (I) De RescueDoppler-sensor was verbonden met een RescueDoppler-recorder, die continue carotisstroomtraceringen leverde. (J) Het ICD-apparaat was via telemetrie verbonden met een ICD-programmeur. Figuur gemaakt met BioRender. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Door pacemaker veroorzaakte hartritmestoornisUitgevoerde reanimatieproceduresAritmie-conversiepercentage (%)
Varken*Ventriculair fibrilleren (n)Ventriculaire tachycardie (n)Handmatige compressie (n)Mechanische compressie (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tabel 1: Samenvatting van door ICD geïnduceerde VF/VT en daaropvolgende cardioversie. *Elf varkens ondergingen experimenten. Gemiddeld werden er 18 aritmieën opgewekt, waaronder ventrikelfibrilleren (VF) en ventrikeltachycardie (VT), per dier met behulp van een implanteerbare cardioverter-defibrillator (ICD). De gemiddelde VT/VF-duur was 0,75 min. CPR werd uitgevoerd bij geselecteerde VF-episodes volgens eerdere studieprotocollen 15,16,17. Dieren werden vervolgens omgezet naar sinusritme (SR) door een gelijkstroomschok (DC) via de ICD. Elk dier werd 5 minuten gestabiliseerd voordat de volgende hartritmestoornis werd geïnduceerd.

Discussie

Voor zover wij weten, is het gepresenteerde model dat een implanteerbare defibrillator gebruikt om zowel ventriculaire fibrillatie (VF) bij varkens te induceren als cardiovert ventriculair fibrillatie (VF) bij varkens niet eerder beschreven in de literatuur. VF wordt vaak geïnduceerd met behulp van sinusvormige golfvormgeneratoren of gelijkstroom van een externe batterij via epicardiale elektroden. Cardioversie wordt meestal uitgevoerd met externe defibrillatoren. Hoewel deze methoden betrouwbaar VF kunnen induceren, is het niet cardioverteren van dieren met externe defibrillatie gerapporteerd in tot 45% van de gevallen2.

ECG-monitoring tijdens reanimatie is lastig vanwege compressiegerelateerde artefacten die het onderliggende ritme18 kunnen verhullen. Een implanteerbare defibrillator met intracardiale ECG maakt echter continue ritmemonitoring mogelijk tijdens borstcompressies, waardoor nauwkeurigere realtime ritmebeoordeling en betrouwbare analyse na de compressie mogelijk zijn.

Daarentegen cardioverteerde dit model betrouwbaar alle dieren, met meerdere succesvolle conversies per experiment. Dit maakte het mogelijk om individuele dieren herhaaldelijk te gebruiken binnen experimentele protocollen, waardoor het aantal geofferde dieren werd verminderd en de algehele hulpbronnenefficiëntie verbeterde. Daarnaast maakte het model de noodzaak voor externe defibrillatiepatches overbodig, waardoor ruimte vrijkwam op de thorax en de toegang tijdens instrumentatie werd verbeterd.

Het model is uniek in zijn vermogen om de fysiologische effecten van korte, volledige circulatiestilstanden bij intacte dieren te bestuderen, waarbij een herstart van het hart wordt bereikt door een zachte, enkele interne schok. Deze functie maakt gecontroleerd onderzoek mogelijk naar ischemische tolerantie in vitale organen zoals de nieren en het maag-darmkanaal, herverdeling van de bloedstroom na globale ischemie, en de wisselwerking tussen endogene sympathische activatie, ischemische stressreacties en de toediening van adrenerge medicijnen. Het model biedt daarom een waardevol experimenteel platform om orgaanspecifieke en systemische reacties op hartstilstand te onderzoeken, wat onder sterk gestandaardiseerde omstandigheden ischemie in het hele lichaam veroorzaakt. Naast het plaatsen van elektroden is het behouden van fysiologische stabiliteit cruciaal voor reproduceerbaarheid. Continue monitoring van temperatuur, ventilatie en anesthesiediepte zorgt voor normothermie, adequate zuurstofvoorziening en stabiele hemodynamica gedurende het hele experiment.

De gepresenteerde representatieve resultaten tonen de betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid van de ICD-gecontroleerde VF-inductie en cardioversie in een gecontroleerde experimentele setting. Het vermogen om VF op afstand te induceren en te beëindigen maakte snelle en precieze timing mogelijk, met minimale externe interferentie, wat waardevol is voor het bestuderen van de fysiologie van hartstilstand en reanimatiedynamiek. De uitkomstanalyse richtte zich op de consistentie van VF-inductie, het aantal succesvolle cardioversies en de stabiliteit van ROSC.

In deze studie hielden we ons aan het 3R-principe door statistisch robuuste gegevens te genereren en het aantal gebruikte dieren te minimaliseren. Door het hoge aantal succesvolle reanimaties konden ventrikelfibrilleren en cardioversie meerdere keren bij elke proefpersoon worden opgewekt. Door gebruik te maken van herhaalde meetstatistieken binnen proefpersonen en mixed-effects modellen die zowel vaste als willekeurige effecten meenemen, kon de studie worden uitgevoerd met slechts elf dieren.

Beperkingen
De belangrijkste beperking van het model ligt in de vereiste van gespecialiseerde apparatuur en technische expertise. Een pacemakergenerator, transveneuze pacinglead, programmeerunit en een getrainde operator zijn allemaal essentieel. Nauwkeurige plaatsing van de pacing-kabel is cruciaal en vereist beeldvormingsbegeleiding, meestal via transthoracale echocardiografie of fluoroscopie.

Daarom kan de implementatie van dit model uitdagend zijn in omgevingen met beperkte middelen. Echter, eenmaal gevestigd, biedt het een zeer effectieve en reproduceerbare methode om VF op te wekken en te beëindigen, waardoor het voorkomen van niet-convertibele fibrillatie wordt geminimaliseerd en de experimentele controle wordt verbeterd. Dit model is breed relevant voor onderzoeksgroepen die in vivo reanimatiestudies uitvoeren in grote dierenmodellen.

Dit varkensmodel is ontwikkeld om de haalbaarheid van geautomatiseerde carotis-Dopplermonitoring tijdens hartreanimatie te beoordelen, en niet om klinische reanimatiestrategieën te testen. De studie richtte zich op acute fysiologische responsen en werd uitgevoerd als een terminale protocol, waarbij langdurige follow-up of histologische evaluatie werd uitgesloten. Daarnaast gebruikten we slechts 11 dieren in deze studie. Hoewel er meerdere herhaalde experimenten bij elk dier werden uitgevoerd, is de variabiliteit tussen individuen mogelijk niet volledig vastgelegd. Bovendien nam de studie geen controlegroep op die traditionele methoden gebruikte. Hoewel dergelijke methoden werden aangeduid als mensen met een hoge faalsnelheid, beperkt het gebrek aan directe vergelijking binnen hetzelfde experimentele kader de mogelijkheid om de relatieve voordelen van de voorgestelde techniek aan te tonen. Ten slotte vereist het model toegang tot gespecialiseerde apparatuur zoals een ICD, programmeur en Doppler-echografie, wat de toepasbaarheid in beperkte omgevingen kan beperken. Daarnaast is het chirurgische protocol technisch veeleisend, met meerdere vasculaire toegangspunten, het creëren van blaasstoma en implantatie van ICD, wat een steile leercurve kan vormen voor onervaren operatoren.

In deze experimentele opstelling konden intracardiale ECG-opnames niet worden geëxporteerd vanuit de programmeerunit; daarom was de interpretatie van gegevens uitsluitend afhankelijk van visuele monitoring. Toekomstige studies zouden een methode moeten bevatten die directe export van ECG-sporen mogelijk maakt om kwantitatieve analyse te vergemakkelijken.

Openbaarmakingen

Charlotte Björk Ingul is consultant voor Cimon Medical, het bedrijf dat eigenaar is van de technologie die met RescueDoppler wordt geassocieerd. De overige auteurs geven geen belangenconflicten op.

Dankbetuigingen

We gebruikten Perplexity en Microsoft Copilot om te helpen met het proeflezen van de Engelse taal. Alle inhoud werd beoordeeld en goedgekeurd door de auteurs. Dit project heeft financiering ontvangen van de Nord University, de Noorse Universiteit voor Wetenschap en Technologie en de Noorse Onderzoeksraad.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Abbott Durata 7120 ICD Single Coil LeadAbbott, Abbot Park, IL7120
Abbott Gallant VR ICDAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgrammerAbbott, Abbot Park, IL3650
Central venous catheter Certofix trioB. Braun Medical, Melsungen, Germany4167408-07
Endotracheal tube Portex #7.0Smiths Medical, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, AustriaN/A
Heparin 5000 IU/mLPanpharma, Luitséreacute;, FrankrijkETI3M807-1
Ketamine 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, ZwedenLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Germany753-12612876-0621
MorphineAbcur AB, Helsingborg, ZwedenLB-122184-01
Normal Saline flush solutionFresenius Kabi, Uppsala, ZwedenB202382-05
PentoCur (Thiopental)Abcur AB, Helsingborg, ZwedenLB-122564-01
Periphal IV catheter 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Germany4268113B
PiCCO  Monitoring kit (pressure transducer, flush system and thermistor)Pulsion, Feldkirchen, DuitslandPV8215
PiCCO catheter 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, DuitslandPV2015L20-A
Pressure transducer and flush kit TruWaveEdwards Lifescience, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NoorwegenN/APropriëtair, niet commercieel verkrijgbaar
Ringer acetateFresenius Kabi, Uppsala, ZwedenB203150-02
Urinary cather 12 ChVariousN/A
Vascular sheath introducer Prelude 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Vue Ultrasound GelOptimum medical, Leeds, United Kingdom1157

Referenties

  1. Cherry, B. H. Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig. World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).
  2. Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research. Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).
  3. Schwarz, B., et al. Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest. Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).
  4. White, N. J., et al. Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation. Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).
  5. Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation. Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).
  6. Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J Vis Exp. (155), e60707(2020).
  7. Xanthos, T., et al. Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model. Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).
  8. Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. PLoS One. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).
  9. Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation. Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).
  10. Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. PLoS One. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).
  11. Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy. J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).
  12. Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).
  13. Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory. J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).
  14. Ruiz de Gauna, S., et al. Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future. BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).
  15. Faldaas, B. O., et al. Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model. Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).
  16. Faldaas, B. O., et al. Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model. Ressusc Plus. 18, 100583(2024).
  17. Faldaas, B. O., et al. A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study. Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).
  18. Ruiz De Gauna, S., et al. Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future. BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).

Herprints en machtigingen

Tags

Ventrikelfibrillatieintracardiale ECGgroot diermodelVF-inductiecardioversietechniekreanimatiestrategieën3V-principes
Varkens-hartstilstandsmodel met een implanteerbare defibrillator
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.