Methodenartikel

Een kosteneffectief en minimaal invasief protocol voor chronische multi-site elektro-encefalografie-opname bij vrij bewegende muizen

DOI:

10.3791/69314

⸱

10 oktober 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular Biology and Anatomy, Medical College of Georgia at Augusta University, 2National Institute of Biotechnology, 3Department of Neuroscience and Regenerative Medicine, Medical College of Georgia at Augusta University, 4Department of Neurology, Medical College of Georgia at Augusta University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol is ontwikkeld om een betrouwbaar en gemakkelijk toegankelijk systeem te creëren voor het registreren van vrij bewegende EEG van knaagdieren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektro-encefalografie (EEG) dient als een fundamenteel hulpmiddel voor het volgen van elektrische activiteit in de hersenen en is steeds belangrijker geworden in zowel klinische diagnostiek als preklinisch dieronderzoek. Hoewel EEG van knaagdieren een krachtig platform biedt voor het modelleren van menselijke neurologische aandoeningen, worden langetermijnopnames vaak beperkt door de hoge kosten, invasiviteit of technische complexiteit van bestaande systemen. Hier presenteren we een betrouwbaar, toegankelijk, economisch levensvatbaar en minimaal indringend protocol voor chronische, multi-site corticale EEG-acquisitie bij vrij bewegende muizen. De techniek omvat het vervaardigen van platina-iridiumdraden met schroefelektroden die zijn aangesloten op een universele seriële bus (USB)-type interface, die epiduraal worden verankerd met botschroeven en vastgezet met lijm en tandheelkundig cement. Het systeem maakt een stabiele signaalopname gedurende meerdere maanden mogelijk, zoals aangetoond bij wildtype C57BL/6J-muizen met een postoperatieve overlevingskans van 85% (n = 20). EEG werd gesampled op 1.000 Hz en gefilterd tussen 1 Hz en 500 Hz met behulp van een differentiële versterkeropstelling. Om het systeem te valideren, werd pentyleentetrazol (20 mg/kg) toegediend om aanvalsachtige activiteit te induceren, wat leidde tot een duidelijke toename van interictale ontladingen - van 2-5 bij aanvang tot 20-51 voorvallen na injectie - vergezeld van verhoogde signaalamplitude. Ontladingen werden geïdentificeerd op basis van golfvormmorfologie en signaalkarakteristieken die overeenkwamen met erkende elektrofysiologische criteria. De opstelling is compatibel met pijplijnen voor het volgen van gedragsvideo's en open-source analyse, en ondersteunt integratie met farmacologische, genetische of neuromodulatiestudies. Deze methode biedt een stabiel en aanpasbaar platform voor het onderzoeken van de dynamiek van hersennetwerken in knaagdiermodellen, met toepassingen in epilepsieonderzoek en daarbuiten.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektro-encefalografie (EEG) biedt een directe meting van de elektrische activiteit van de hersenen en wordt veel gebruikt bij het diagnosticeren van epilepsie1. In de afgelopen jaren zijn EEG-technieken in toenemende mate aangepast voor gebruik in modellen van kleine dieren om neurologische aandoeningen, slaapfysiologie en dynamiek van het hersennetwerk te bestuderen 2,3,4. Met de komst van genetisch gemodificeerde muismodellen en aanzienlijke vooruitgang in registratietechnologieën, is EEG van knaagdieren een essentieel hulpmiddel geworden voor preklinisch onderzoek en biedt het waardevolle inzichten in translationele mechanismen die relevant zijn voor de gezondheid van de menselijke hersenen 5,6.

Het gelijktijdig vastleggen en manipuleren van neurale activiteit is van cruciaal belang voor het bestuderen van de hersendynamiek op zowel macro- als microcircuitniveau. Deze dubbele aanpak maakt real-time monitoring mogelijk van de neurale netwerken die betrokken zijn bij het initiëren en verlopen van aanvallen. Epilepsie, gekenmerkt door terugkerende en vaak onvoorspelbare aanvallen, komt voort uit verstoringen in complexe hersencircuits4. Ondanks uitgebreid onderzoek blijven de mechanismen die de verspreiding en het begin van aanvallen beheersen onvolledig begrepen, deels als gevolg van het beperkte gebruik van technologieën die gelijktijdige opnames in meerdere hersengebieden mogelijk maken7.

EEG-opname van diermodellen die menselijke neurologische aandoeningen recapituleren, heeft interictale pieken, piek-en-golfontladingen en patronen met het begin van aanvallen aan het licht gebracht die nauw aansluiten bij die bij menselijke patiënten 8,9, waardoor ons begrip van elektrofysiologische veranderingen die plaatsvinden in het menselijk brein wordt vergroot. Evenzo bieden EEG-afwijkingen die worden gedetecteerd in modellen van de ziekte van Alzheimer, autismespectrumstoornis en schizofrenie kritische inzichten in verstoorde neurale oscillerende activiteit en benadrukken ze potentiële therapeutische doelen10.

Ondanks verschillen in hersenanatomie en schaal, vertonen EEG's van muizen en mensen opvallende overeenkomsten 2,11. Beide vertonen karakteristieke oscillerende frequentiebanden - delta, theta, alfa, bèta en gamma - waarbij vermogensspectra over het algemeen een 1/f-verdeling 2,11 volgen. Overgangen tussen hersentoestanden, zoals het ontstaan van delta-activiteit tijdens non-rapid eye movement (NREM) slaap of verhoogde gammasynchronisatie tijdens aandachts- en geheugentaken, blijven bij verschillende soorten behouden. Bovendien vertonen epileptiforme activiteit, waaronder hoogfrequente oscillaties (HFO's) en ictale patronen, vergelijkbare temporele en spectrale profielen bij zowel muizen als mensen7.

De geconserveerde kenmerken van het EEG van knaagdieren en mensen maken muismodellen zeer translationeel voor het bestuderen van hersenaandoeningen. Muis-EEG maakt invasieve opnames met hoge resolutie mogelijk, waardoor gedetailleerde analyse op circuitniveau mogelijk is12. Het ondersteunt ook het testen van neuromodulerende strategieën, waaronder farmacologische middelen, optogenetische controle en closed-loop stimulatie13,14, die kunnen worden gekoppeld aan gedrags- en moleculaire hulpmiddelen om neurale disfunctie nauwkeurig te ondervragen.

Desalniettemin moet voorzichtigheid worden betracht bij het extrapoleren van bevindingen. Het kleinere formaat en de eenvoudigere corticale structuur van de muizenhersenen kunnen de signaalvoortplanting beïnvloeden, en cognitieve gebeurtenisgerelateerde potentialen (ERP's) kunnen minder prominent zijn in vergelijking met mensen15. Zorgen voor consistentie in de plaatsing van elektroden, signaalverwijzingen en analytische pijplijnen is van cruciaal belang voor het verbeteren van de reproduceerbaarheid en validiteit tussen laboratoria16.

Het registreren van EEG bij kleine dieren biedt zowel kansen als uitdagingen. Muizen-EEG wordt meestal verkregen met behulp van chronisch geïmplanteerde elektroden die epiduraal op het schedeloppervlak worden geplaatst of als diepte-elektroden die in subcorticale structuren worden ingebracht17,18. Oppervlakte-elektroden, zoals schroef- of draadelektroden die op de dura mater worden geplaatst, zijn minimaal invasief en geschikt voor langdurige, longitudinale opnames. Dergelijke elektroden bevinden zich onder het bot, wat een barrière met hoge impedantie vormt voor opnames. Dienovereenkomstig kunnen durale elektroden bij knaagdieren worden beschouwd als meer vergelijkbaar met elektrocorticografie (eCoG) dan met EEG. Diepte-elektroden daarentegen bieden een hogere ruimtelijke resolutie en bieden toegang tot diepe hersengebieden zoals de hippocampus, thalamus of amygdala, waardoor studies naar aanvalsnetwerken en oscillerende koppeling over de verdeling van regio's worden vergemakkelijkt 2,11.

Moderne EEG-systemen voor knaagdieren ondersteunen meerkanaalsopname met een hoge temporele resolutie en worden vaak gekoppeld aan videomonitoring voor gedragscorrelatie18. Bovendien maken draadloze EEG-systemen ongebonden, real-time acquisitie mogelijk bij zich vrij gedragende dieren, waardoor bewegingsbeperkingen en stress worden geminimaliseerd19. Hoewel deze moderniseringen in de loop van de tijd commercieel beschikbaar werden gemaakt, zijn ze ofwel erg duur of te invasief om het knaagdiermodel over een lange periode te bestuderen.

Om deze kloof te dichten, presenteren we een veelzijdig en kosteneffectief protocol voor EEG-acquisitie op meerdere locaties in knaagdiermodellen, geschikt voor langetermijnstudies met minimale invasiviteit. Deze EEG-registratiebenadering is met name geschikt voor studies die een beoordeling met hoge resolutie van corticale activiteit bij muizen onder gecontroleerde experimentele omstandigheden vereisen. Het kan het beste worden toegepast wanneer (i) het dier een korte anesthesie kan verdragen tijdens de implantatie van de elektrode en volledig kan herstellen, (ii) een stabiele hoofdpositionering of minimale beweging is gegarandeerd tijdens opnames, (iii) langdurige of herhaalde monitoring van neurale activiteit gewenst is, en (iv) het experimentele ontwerp geschikt is voor opnames met één of beperkte meerdere dieren, afhankelijk van de amplifier capaciteit. Onderzoekers moeten rekening houden met deze beperkingen om te bepalen of deze methode aansluit bij hun experimentele doelstellingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol kreeg goedkeuring van de Augusta University Animal Care and Use Committee. De National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals werd bij elke stap van het experiment gevolgd. Alle mogelijke maatregelen werden geïmplementeerd om het aantal dieren dat in dit onderzoek werd gebruikt tot een minimum te beperken. De muizen die voor dit onderzoek zijn gebruikt, zijn 2 maanden oud wildtype C57Bl6J. De tijd die nodig is om elke stap uit te voeren, is inbegrepen in de respectievelijke stappen.

1. Plugpennen met elektroden voorbereiden (5 min)

  1. Gebruik USB type B vrouwelijke stekkerpennen met 5 pinnen om te solderen met 0.003" platina-iridiumdraad. Verwijder de laag van de draad voordat u deze met de pin soldeert. De vierde pin van de vijf pinnen is de grondpen; gebruik het niet om verbinding te maken met de elektroden (Figuur 1A). Gebruik de andere 4 pinnen om de elektroden aan te sluiten.
  2. Buig de pinnen ongeveer 45° en wikkel de draden twee keer om elke pin om ervoor te zorgen dat de draden goed aangesloten blijven en niet loskomen (Afbeelding 1A).
  3. Voeg een beetje soldeerharspasta toe aan elke pin om het oppervlak van de pin schoon te maken, zodat deze effectief kan worden gesoldeerd.
  4. Voeg een klein stukje soldeerdraad toe aan elke pin, gebruik een soldeerbout om de soldeerdraad te smelten en bevestig de pin permanent aan de platina-iridiumdraad (Figuur 1B-D).
    NOTITIE: Gebruik een tang van 45° om de draad vast te houden en gebruik een andere om de pin te wikkelen. Voer de hele procedure uit onder een helderveldmicroscoop. Knip de resterende draad na het wikkelen en solderen af en houd het andere uiteinde aan de elektroden bevestigd.

2. Implanteren van elektroden (30 min)

  1. Verdoof de muis met 0,5 ml met isofluraan doordrenkte watten in een gesloten kamer en monteer de muis op het stereotactische podium. Zorg ervoor dat de muis niet te weinig gedoseerd is voordat u hem in de tafel monteert door in de achterpoot te knijpen en te wachten tot hij niet meer reageert op de kneep. Start snel de isofluraan/zuurstofventilator op de neus met een snelheid van 1,5% v/v.
  2. Injecteer de muis met carprofen (5 mg/kg) om ontstekingsreacties en pijn te verminderen, en dexamethason (0,1 mg/kg IM) om ontstekingen en zwelling van de hersenen te verminderen. Gebruik oogzalf om de ogen vochtig te houden, omdat langdurige blootstelling aan anesthetica de ogen kan uitdrogen en beschadigen.
  3. Gebruik een haarverwijderaar of scheer de bovenkant van de schedel om de huid bloot te leggen. Volg de aseptische techniek om het gebied van de incisie te reinigen met behulp van 70% ethanol en jodiumpads.
  4. Maak een duidelijke incisie met één beweging in het midden van het hoofd met een scalpel. Snijd rond de incisie om de plaats van implantatie van de elektrode bloot te leggen. Zorg ervoor dat spieren niet worden blootgesteld (Figuur 2A).
  5. Wassen met 0,9% NaCl-oplossing en droog het oppervlak af. Schrob het oppervlak met wattenstaafjes gedrenkt of gedrenkt in waterstofperoxide. Bindweefsel op het bot dat persistent is, kan met een scalpel worden verwijderd. Wacht minimaal 1 minuut na het schrobben.
  6. Was met 0,9% NaCl-oplossing en droog het oppervlak af voordat u begint met boren.
  7. Gebruik een tandartsboor om het oppervlak van de schedel ruw te maken om de hechting van acryl te bevorderen.
  8. Meet en wijs de locaties van de elektrode-implantatie aan (AP: +2, -4, ML: ±1.5)20 (Figuur 2B).
  9. Boor het oppervlak met boren van 1,4 mm en plaats 4 botschroeven (1,5 mm) in het gat met behulp van precisieschroevendraaiers. Zorg ervoor dat er geen gaten door het bot worden gemaakt. De schroeven mogen geen gat in de hersenen maken, maar het oppervlak raken (Figuur 2C).
  10. Was met een 0,9% NaCl-oplossing als er bloed is en wacht tot het is opgedroogd. Gebruik indien nodig een stofzuiger.
  11. Wikkel de draden die aan de USB-connector zijn bevestigd 2-4 keer om elk van de schroeven en knip de overgebleven draden door (Figuur 2D).
  12. Doe een klein druppeltje superlijm (Loctite) op de bovenkant van elke schroef en laat het drogen om de verbinding sterk te maken. Zorg ervoor dat de connector in het midden van de schedel wordt geplaatst en de schedel of een van de elektroden niet raakt (Figuur 2E).
  13. Gebruik cyanoacrylaat om de headcap langzaam op te bouwen, beetje bij beetje. Vermijd het aanbrengen van een te dikke laag, omdat dit het bot kan verwarmen. Bevestig een grote schroef op het platte oppervlak van de connector, die niet in contact komt met het bot of dier, met tandcement om het aansluiten van de USB-kabel te vergemakkelijken (Afbeelding 2F).
  14. Laat de hoofdkap minimaal 2 minuten drogen voordat u de muis loshaakt van het stereotactische podium. Observeer de muis de volgende 24 uur op een warmtekussen.
  15. Behandel de muis de volgende 7 dagen met carprofen in een dosering van 5 mg/kg om de 12 uur. De muis is na 2 weken wachten klaar voor EEG-registratie om botgroei op de acrylinterface te bevorderen.
    NOTITIE: Probeer de connector zo dicht mogelijk bij de schedel te houden. Zorg ervoor dat het de schedel of de botschroeven niet raakt. Zorg ervoor dat de draden aan geen van beide uiteinden met elkaar zijn verbonden. Pas op dat cyanoacrylaat niet in de USB-connector en ogen komt.

3. Opname EEG (65 min)

  1. Registreer het EEG van elke muis gedurende 1 uur, 30 minuten vóór de behandeling met pentyleentetrazol (PTZ) en 30 minuten na de behandeling met 20 mg/kg PTZ.
  2. Steek de USB-kabel in de connector. Sluit de USB-kabel aan op een differentiële wisselstroom (AC) amplifier met behulp van krokodillenklemmen met de versterking ingesteld op 10k en gefilterd tussen 0.1 Hz en 250 Hz21. Voorbeeld EEG-signaal bij 1000 Hz (Figuur 3).
  3. Neem de uitgangen van de versterker tegelijkertijd op de computer op en geef ze weer op een oscilloscoop voor real-time monitoring. Sluit de versterkeruitgangen aan op een USB-apparaat voor data-acquisitie en signaalconditionering (bijv. NIDAQ) dat op de computer is aangesloten (Afbeelding 3).
  4. Gebruik de Python-code om het EEG-signaal op te nemen (beschikbaar op https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). De code filtert het signaal digitaal op 0,1 Hz en 250 Hz.
    OPMERKING: Het opnemen van EEG in een kamer zonder elektrische interferentie verbetert de kwaliteit van de gegevens en opname.

4. Interpretatie van de gegevens

  1. Gebruik de Python-code om gegevens te visualiseren (beschikbaar op https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Identificeer interictale ontladingen van elke opname (Figuur 4A).
    OPMERKING: Interictale ontlading werd overwogen als de golfvorm tweemaal de basislijn is en een duur heeft van minder dan 200 ms22 en ten minste 4 van de volgende 5 criteria volgt: di- of trifasische golf met een puntige piek, andere duur dan achtergrond, asymmetrie van golfvorm, achtergrondactiviteit wordt verstoord door de aanwezigheid, en gevolgd door een na het gaan van langzame golf8, 20,22.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elektroden werden geïmplanteerd bij 20 muizen met een C57Bl6J-achtergrond, waaronder 5 wildtype C57Bl6J-muizen, met een postoperatief overlevingspercentage van 85% dat tot 6 maanden na de operatie behouden bleef (Figuur 4B). Na 6 maanden begonnen de hoofddoppen los te komen en werden alle muizen geëuthanaseerd op de leeftijd van 8 maanden. Het gemiddelde gewicht van de headcaps, inclusief de connector en schroeven, was 1,13 g (n = 20). De muizen kwamen binne...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie hebben we een robuust, kosteneffectief en minimaal invasief protocol ontwikkeld en gevalideerd voor chronische, multi-site EEG-registratie bij vrij bewegende muizen. De succesvolle implantatie van schroefelektroden en op maat gemaakte platina-iridiumelektroden die op een USB-connector zijn gesoldeerd, samen met het waargenomen overlevingspercentage en de opnamekwaliteit, toont de haalbaarheid en betrouwbaarheid van de techniek bij chronische opnames. Dit protocol maakt het...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB is een betaald consultant van de Alfred Mann Foundation. De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen of andere belangenconflicten in het kader van dit werk.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

DTB wordt ondersteund door NEI-subsidie R01EY036089 en NIA-subsidie RF1AG060754. XF werd ondersteund door subsidies van het James Fickel Alzheimer's Disease Research Fund, EY028158 en EY032488.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.003" platinum iridium wireAM systems777000
1.5 mm Bone screwsAntrin Miniature specialities000-120X1/16 SL BIND MS SST
AC amplifier AM Systems
CarprofenCovetrus11695-6935-1
Coldpac Denture acrylic baseYates Motloid Companyhttps://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base
Dental drill 1.4 mmVolvere GXN/A
DexamethasoneVEDCO50989-437-12
Eye lubeOptix Carehttps://theoptixcare.com/
Hydrogen peroxideSigma Aldrich7722-84-1
NIDAQ USB National Instrumentshttps://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.htmlData acquisition and signal conditioning USB 
PentylenetetrazolCaymen Chemicals18682
Solder rosin flux paste Wellerhttps://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/
Solder wire 0.32"Radio ShackN/A
Super glueLoctiteN/A
USB type B female plugsQM SellerX00292ABU9

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Smith, S. J. EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).
  2. Buzsaki, G., Draguhn, A. Neuronal oscillations in cortical networks. Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).
  3. Fisher, R. S., et al. ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).
  4. Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. How can we identify ictal and interictal abnormal activity. Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).
  5. Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest. Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).
  6. Wykes, R. C., et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).
  7. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. 2016, 8213878(2016).
  8. Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm. Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).
  9. Petrucci, A. N., et al. Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission. Neuroscience. 453, 206-221 (2021).
  10. Colgin, L. L. Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony. Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).
  11. Amat-Foraster, M., et al. Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks. Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).
  12. Sun, G., et al. Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents. Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).
  13. Kang, W., et al. Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially. Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Maheshwari, A. Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis. Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).
  16. Ahuis, T. P., et al. Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study. PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).
  17. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement. J Vis Exp. (112), e54216(2016).
  18. Kadam, S. D., et al. Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE. Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).
  19. Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system. J Vis Exp. (101), e52554(2015).
  20. Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576. J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).
  21. Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics. Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).
  22. Oblak, A. L., et al. Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study. Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).
  23. Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice. J Vis Exp. (150), e60028(2019).
  24. Schroder, T., et al. The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice. J Vis Exp. (209), e66867(2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

EEG registratie bij muizenchronisch EEGmulti site EEGelektrode implantatieplatina iridiumelektrodenbotshroefelektrodendifferenti le versterkerpentylenetetrazol aanvalsmodellangetermijnmonitoring van neurale activiteit

Gerelateerde artikelen