Methodenartikel

Wakkere elektrofysiologische profilering van de ventromediale prefrontale cortex in een muismodel van depressie en de ziekte van Parkinson

DOI:

10.3791/69366

⸱

30 december 2025

 ,  ,  , 
1Institute of Biomedical Research of Barcelona (IIBB), Spanish National Research Council (CSIC), 2August Pi i Sunyer Biomedical Research Institute (IDIBAPS), 3Biomedical Research Networking Center for Mental Health (CIBERSAM), ISCIII, 4Human Anatomy and Embryology Department, Faculty of Medicine, University of Valencia

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Met behulp van een muismodel dat lijkt op de ziekte van Parkinson (PD), dat de mutante A53T-vorm van humaan alfa-synucleïne (h-α-Syn) in de dorsale raphe-kern (DR) overexpressieert, hebben we een elektrofysiologische registratiemethode ontwikkeld om de rol van het ventromediale prefrontale cortex (vmPFC)-DR-circuit bij depressieve/angststoornissen bij PD te onderzoeken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hoewel de ziekte van Parkinson (PD) vooral bekend staat als een motorische aandoening, ontstaan niet-motorische symptomen vaak vóór motorische tekorten en beïnvloeden ze de ziekteprogressie significant, omdat ze cruciaal zijn in alle ziektestadia. Hieronder vallen depressie en angst het meest op en veroorzaken ze een hogere symptomenlast bij vrouwen dan bij mannen. Veranderingen in het serotonerge (5-HT) systeem worden vaak in verband gebracht met stemmingsstoornissen, en ophopingen van α-synucleine (α-Syn) zijn waargenomen in de 5-HT raphe-kernen (RN) van patiënten met de ziekte van Parkinson (PD) en depressie. Het begrijpen van de neurale circuits die ten grondslag liggen aan deze niet-motorische symptomen is daarom cruciaal.

Hier presenteren we een verbeterd protocol om de rol te onderzoeken van het ventromediale prefrontale cortex (vmPFC)-dorsale raphe nucleus (DR) circuit in PD-geassocieerde stemmingsstoornissen met behulp van een vrouwelijk muismodel dat de mutante A53T-vorm van menselijke α-syn (h-α-Syn) overexpresseert in de DR. Onze methode maakt een hoge resolutie beoordeling van neuronale activiteit in de infralimbische (IL) en prelimbische (PL) cortex mogelijk, zowel onder basale omstandigheden als tijdens aversieve conditionering en extinctie. Met behulp van een toonlicht-sensorische conditioneringsparadigma bij wakkere, hoofdvastgestelde muizen gebruiken we multikanaals elektrofysiologische sondes om neuronale responsen vast te leggen. Experimenten werden uitgevoerd in virtual reality-gangen, waarbij een cilindrische loopband werd gecombineerd met een dual-screen visueel display om gedragsbetrokkenheid te behouden en tegelijkertijd nauwkeurige controle van zintuiglijke prikkels en opnamestabiliteit te waarborgen.

Dit protocol bouwt voort op de gevestigde betrokkenheid van de IL- en PL-cortex bij angstconditionering en extinctie en biedt een robuust kader om dynamische neurale activiteit te onderzoeken in circuits die betrokken zijn bij depressief en angstachtig gedrag bij PD. Door gelijktijdige gedrags- en elektrofysiologische metingen onder gecontroleerde omstandigheden mogelijk te maken, biedt deze aanpak een krachtig hulpmiddel om de neurobiologische mechanismen van niet-motorische symptomen bij PD te verduidelijken en om potentiële interventies te testen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ziekte van Parkinson (PD) is een motorische aandoening, maar niet-motorische symptomen zijn bekend om vóór de motorische manifestaties en zijn cruciaal gedurende alle ziektestadia 1,2,3,4. Daaronder zijn depressie en angst de meest voorkomende neuropsychiatrische symptomen, wat de levenskwaliteit van PD-patiënten ernstig beïnvloedt en een hogere symptoomlast bij vrouwen veroorzaakt dan bij mannen5. Desondanks worden ze vaak ondergediagnosticeerd en onvoldoende behandeld6. Om al deze redenen is het essentieel om de neurobiologie en de circuits die betrokken zijn bij de neuropsychiatrische symptomen van PD te begrijpen om patiënten te stratificeren en hen meer persoonlijke zorg te bieden.

Hoewel de etiologie van PD gedeeltelijk onduidelijk blijft, zijn er verschillende belangrijke neuropathologische kenmerken geïdentificeerd. De ziekte wordt gekenmerkt door de progressieve degeneratie en het verlies van dopaminerge (DA) neuronen en vezels in het nigrostriatale systeem, wat leidt tot de prototypische motorische tekorten die geassocieerd worden met PD 7,8. Een ander kenmerk van PD is de aanwezigheid van Lewy-lichamen (LB) en Lewy-neurieten – intracellulaire insluitsels gevormd door fibrillaire eiwitaggregaten – voornamelijk bestaande uit het eiwit α-synucleïne (α-Syn)9,10. Neuroimagingstudies tonen ook aan dat andere neurotransmittersystemen worden beïnvloed – zelfs vóór de betrokkenheid van DA – waaronder het serotonerge (5-HT) systeem 11,12,13. Veranderingen in het serotonerge (5-HT) systeem worden vaak geassocieerd met stemmingsstoornissen, en afzettingen van α-synucleïne (α-Syn) zijn aangetroffen in de 5-HT raphe nuclei (RN) van personen die de ziekte van Parkinson (PD) en depressie14 zijn gediagnosticeerd.

De dorsale raphe-kernen (DR) zijn de grootste 5-HT kern in de RN15 en spelen een cruciale rol in emotionele regulatie, perceptie, beloning, agressie en sociale interacties. Daardoor wordt disfunctie in de DR geassocieerd met neuropsychiatrische stoornissen zoals stress, angst en depressie15,16. Op dit punt is het belangrijk de sterke, bidirectionele functionele en anatomische verbinding tussen de DR en de prefrontale cortex (PFC) te benadrukken, een hersengebied dat essentieel is voor hogere orde hersenfuncties. Hoewel de meer dorsale gebieden van de PFC gerelateerd zijn aan cognitieve functies, spelen de meer ventromediale gebieden (vmPFC) een fundamentele rol in emotionele regulatie, actiecontrole, geheugen en besluitvorming17,18. Daarom beïnvloeden de vmPFC en de DR samen de stemming significant, en veranderde activiteit in dit circuit wordt geassocieerd met depressieve symptomen18. Bovendien is aangetoond dat de ophoping van geaggregeerde vormen van α-Syn in 5-HT neuronen in de RN angst- en depressief-achtige fenotypesinduceert 19,20,21.

Met behulp van een PD vrouwelijke muismodel met een depressief fenotype dat de mutante A53T-vorm van menselijke α-syn (h-α-Syn) in de DR overexpresseert via een adeno-geassocieerde virale (AAV) vector, hebben we een elektrofysiologische opnamemethode ontwikkeld. Deze methode is bedoeld om de rol van het vmPFC-DR-circuit bij depressieve/angststoornissen bij PD te onderzoeken. Deze aanpak omvat het beoordelen van de neuronale activiteit van de infralimbische (IL) en prelimbische (PL) cortex bij wakkere muizen via single-unit en local field potentials (LFP) opnames. Dit wordt gedaan met een multikanaalsonde in combinatie met een virtual reality runner. Met het besef van de betrokkenheid van de PL- en IL-cortex bij aversieve conditionering, meten we ook hun activiteit tijdens zo'n paradigma om hun functie in stressvolle situaties te evalueren. Het is cruciaal te begrijpen dat de PL voornamelijk geconditioneerde reacties aanstuurt, terwijl de IL-cortex een sleutelrol speelt in het uitsterven van deze reacties22,23.

Het volgende protocol beschrijft de stappen voor het implanteren van een hoofdbalk en het acuut registreren van de elektrische activiteit van de PL- en IL-cortex in vivo. Dit bereiken we met behulp van een virtual reality-corridor, die een cilindrische loopband voor muisen met een kop vastgezet combineert met een dubbel scherm visueel display. Het protocol is opgebouwd in vier hoofdfasen: (1) hoofdstaafimplantatiechirurgie, (2) habituatie, (3) opname en signaalacquisitie, en (4) data-analyse: spike-sortering en data-preprocessing.

Drie weken na het induceren van h-α-Syn-overexpressie in het 5-HT-systeem van de hersenen, ondergaan muizen de hoofdstaafimplantatie-operatie, die daaropvolgende kopfixatie mogelijk maakt. Na een herstelperiode van een week zijn muizen vier dagen gewend aan zowel de experimentator als het loopband- en hoofdfixatiesysteem. Op de opnamedag wordt deze opstelling gebruikt om neurale activiteit uit de PL- en IL-cortexen te registreren onder basisomstandigheden en tijdens aversieve conditionering. De ruwe neurale data wordt verwerkt via automatische spike-sortering met Kilosort4, gevolgd door handmatige curatie in Phy2, om hoogwaardige single-unit clusters te extraheren voor verdere analyse (Figuur 1).

Het voorgestelde wakkere, kopvaste multikanaals vmPFC-opnameprotocol biedt verschillende voordelen ten opzichte van klassieke alternatieven, zoals verdoofde of ex vivo preparaten en draadloze opnames bij vrij bewegende dieren. In tegenstelling tot verdoofde of ex vivo benaderingen maakt deze methode de beoordeling van vmPFC-activiteit mogelijk onder gecontroleerde visuele en auditieve stimulatie binnen een virtual reality-omgeving, wat essentieel is voor het implementeren van aversieve conditioneringsparadigma's24,25. In tegenstelling tot vrij bewegende opnames biedt de kopvaste configuratie precieze experimentele controle over sensorische input en taakcontingenties, waardoor variabiliteit wordt verminderd en consistente proefstructuren mogelijk zijn. Bovendien vermindert hoofdfixatie het risico op taakontkoppeling die wordt waargenomen in vrij bewegende paradigma's, vooral onder aversieve stimulatie, terwijl het toch hoogrendement, stabiele multikanaalopnames mogelijk maakt26.

Vanuit praktisch oogpunt vereist dit protocol dat dieren gewend raken aan hoofdfixatie en lopen op de loopband, maar het profiteert van commercieel verkrijgbare, relatief betaalbare hoofdfixatiesystemen met cilindrische loopbanden. Dit maakt de aanpak toegankelijk voor kleinere laboratoria, omdat probes meerdere keren hergebruikt kunnen worden (tot ~10 inserties), wat de kosten aanzienlijk verlaagt vergeleken met chronisch vrij bewegende implantaten. Deze methode biedt daardoor een balans tussen experimentele controle, gedragsrelevantie en kosteneffectiviteit. Een andere factor om te overwegen is de implementatie van het aversieve conditioneringsparadigma. In deze studie gebruikten we een experimenteel ontwerp gebaseerd op de natuurlijke afkeer van knaagdieren voor licht: 10 auditieve tonen (geconditioneerde stimuli) werden elk gevolgd door een korte blootstelling aan intens licht (onconditionerende stimulus). Hoewel dit patroon minder stressvol is dan andere klassieke conditioneringsmethoden, zoals die met elektrische schokken, vormt het een meer vergelijkbare echte stressor.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimenten werden uitgevoerd met leeftijdsgematchte controles, en dierprocedures werden ontworpen volgens de regels van de 3R; uitgevoerd in overeenstemming met ethische richtlijnen zoals uiteengezet in de EU-richtlijn 2010/63 (22 september 2010), de Spaanse wetgeving (RD 1201/2005, L.32/2007 en L.6/2013) en goedgekeurd door Generalitat Valenciana (ES462500001003; ref. 2023-VSC-PA-0073), en het lokale Bio-ethisch Comité van de Universiteit van Valencia (ref. A20230214153605).

OPMERKING: Om veiligheid te waarborgen en besmetting te voorkomen, draag gedurende de hele procedure persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder wegwerphandschoenen en slofjes, een labjas, mondkapje en een haarnet. Gebruik systemen voor het terugnemen van veterinaire geneesmiddelen voor de verwijdering van residuen die voortvloeien uit het gebruik ervan, in overeenstemming met lokale regelgeving en toepasselijke nationale terughaalprogramma's.

1. Muismodelgeneratie

OPMERKING: Volwassen vrouwelijke C57BL/6J muizen (9 weken oud) werden gehuisvest onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden (22 ± 1 °C; 12-uur licht/donker cyclus) met ad libitum toegang tot voedsel en water.

  1. Onder isoflurane anesthesie (4% voor inductie, 2% voor onderhoud) in de muizenanesthesiekamer, wijst je de muizen willekeurig toe aan stereotaxische micro-injecties in de DR (coördinaten ten opzichte van bregma: anteroposterior [AP] −4,5 mm, mediolateraal [ML] −1,0 mm, dorsoventral [DV] −3,2 mm; injectiehoek: 20°) met een geautomatiseerde microinjector bij een debiet van 0,4 μL/min, zoals eerder beschreven 19,27,28.
  2. Zorg ervoor dat elke muis een totaalvolume van 0,6 μL ontvangt van ofwel een recombinant adeno-geassocieerd virus-serotype 1/2 (AAV1/2; concentratie: 5,16 × 1012 gp/mL) dat codeert voor de A53T-mutante vorm van menselijke h-α-Syn, om overexpressie te induceren in 5-HT-neuronen van de DR (n = 4) of een lege AAV1/2-vector met niet-coderende stuffer DNA (AAV-EV), gebruikt als controlegroep (n=5).
  3. Om reflux te voorkomen, houd je de naald nog eens 8 minuten op zijn plaats voordat je hem langzaam terugtrekt met een snelheid van 320-400 μm/min.
    OPMERKING: Zorg er voor de veiligheid voor dat de opvangsystemen goed functioneren om anesthesiedampen op te vangen vóór elke stereotaxische operatie (secties 1 en 2). In geval van een isofluranelek tijdens het bijvullen van de vaporizer, maak deze dan onmiddellijk schoon met een inert, absorberend materiaal, zoals zaagsel. Gebruik systemen voor het terugnemen van veterinaire geneesmiddelen voor de verwijdering van isofluranefilters en eventuele residuen die ontstaan door het gebruik ervan, in overeenstemming met lokale regelgeving.

2. Hoofdstaafimplantatiechirurgie

OPMERKING: Voer de implantatie-operatie van de hoofdstaaf uit volgens onderstaande stappen, 3 weken na het maken van het muismodel.

  1. Pre-operatieve voorbereiding en anesthesie
    1. Verdoof het dier met isofluraan (4% voor inductie, 1,5-2% voor onderhoud) toegediend via een isoflurane verdamper.
    2. Plaats de muis in het stereotaxische apparaat op een verwarmingspad om de lichaamstemperatuur gedurende de hele procedure te behouden.
    3. Open voorzichtig de mond van de muis om de tanden op de bijtbeugel te plaatsen en bevestig het masker dat is aangesloten op een stereotaxisch apparaat, om een continue levering van isofluraan te garanderen voor het onderhoud van de anesthesie.
    4. Breng oogdruppels aan om oculaire ulceratie te voorkomen.
    5. Dien een pijnstilling toe minstens 10 minuten voor de scalpelincisie via subcutane injectie van butorphanol (5 mg/kg in zoutoplossing).
    6. Breng regionale lidocaïne (0,03 mL in elk oor, 4 mg/kg, niet meer dan de maximale dosis van 7 mg/kg of lidocaïne/prilocaïnecrème [25 mg/g lidocaïne en 25 mg/g prilocaïne]) aan op het binnenoor om het ongemak van de oorklemmen te verminderen.
  2. Stereotaxische positionering en schedelvoorbereiding
    1. Plaats de oorgrepen zodat ze het hoofd stevig vasthouden, zodat symmetrie en minimale beweging worden gewaarborgd.
    2. Stel de snijtanden zo aan dat bregma en lambda op hetzelfde horizontale niveau komen, en zorg dat ze op de middenlijn zitten.
    3. Bevestig de inductie van de anesthesie door te controleren op verlies van het terugtrekken van het pedaal, palpebrale reflexen, verminderde ademhalingsfrequentie en het ontbreken van beweging van de snorhaar.
    4. Zorg ervoor dat de muis correct in het stereotaxische frame zit met de oorbeulen zorgvuldig afgesteld.
    5. Scheer het operatiegebied en desinfecteer het met een antiseptische oplossing (povidonjodium gevolgd door 70% ethanol) om het infectierisico te minimaliseren.
    6. Maak een middenlijnincisie op de hoofdhuid en trek voorzichtig het onderliggende weefsel terug om de schedel bloot te leggen terwijl de hemostase behouden blijft. Zorg ervoor dat de huid voldoende open is om de parietotemporale richels zichtbaar te maken. Om dit te bereiken, plaats je vier fijne bulldogklemmen op de fascia onder de huid om de blootstelling te maximaliseren.
    7. Maak de blootliggende schedel schoon en droog grondig voor een duidelijk zicht op anatomische herkenningspunten (bregma en lambda).
    8. Richt de schedel in de anteroposterieure as door de bregma en lambda in hetzelfde horizontale vlak uit te lijnen.
    9. Vlak de schedel in de mediolaterale as door de diepte van beide parietotemporale richels te evenaren.
  3. Boren en implantaatplaatsen
    1. Boor een gat met een diameter van 1 mm boven de vmPFC bij coördinaten AP: +1,75; ML: −0,4; DV: +3,1 (Figuur 2). Gebruik de stereotaxische arm om de vier hoekpunten met inkt te markeren om de inzaak van de siliciumprobe op de opnamedag te begeleiden. Teken daarnaast een kruis door de eerder beschreven punten met een scalpel te verbinden en een overvloed aan inkt aan te brengen zodat deze door de incisies dringt en ervoor zorgt dat de sporen stabiel blijven. Verwijder overtollige inkt met een wattenstaafje dat is bevochtigd met 70% alcohol.
    2. Boor twee extra gaten in het achterste schedelgebied boven het cerebellum. Steek handmatig één draad in elk gat voor toekomstige referentie en aarding (Figuur 2).
      1. Alternatief kun je roestvrijstalen schroeven gebruiken (A2 roestvrij staal, M1 × 2 maat, of 18-8 roestvrij staal, 0,061" diameter × 3/16" lengte) of roestvrijstalen mannelijke jumpers. Ongeacht de keuze, zorg ervoor dat het element dat elektrisch contact geeft direct contact houdt met het hersenoppervlak zonder druk uit te oefenen om weefselschade te voorkomen, het dierenwelzijn in gevaar te brengen of de opnamekwaliteit negatief te beïnvloeden.
    3. Maak ondiepe groeven op de blootgestelde schedel met een scalpel om het oppervlak te vergroten voor een betere hechting van het implantaat.
    4. Breng een tussenliggende tandheelkundige kleefhars aan op de gereinigde en gedroogde schedel in twee opeenvolgende lagen: eerst met het basis-katalysatormengsel, zodat het volledig kan drogen, en daarna met het poederhoudende mengsel, zodat het hele oppervlak en de schedelranden bedekt zijn. Controleer met een pincet of de lijmbinding tussen de schedel en het toekomstige implantaatcement volledig is vastgesteld voordat je verder gaat.
    5. Plaats een roestvrijstalen kopstaaf tussen het PFC-opnamegat en de referentie-/grondgaten (Figuur 2). Lijn de hoofdbalk uit met de stereotaxische arm om ervoor te zorgen dat deze volledig op gelijke hoogte is met de schedel, zodat de stereotaxische coördinaten tijdens de kopfixatie en het daaropvolgende inbrengen van de siliciumprobe nauwkeurig blijven.
    6. Verbind alle metalen onderdelen met tandcement aan de schedel, waarbij je zorgvuldig voorkomt dat er cement in het opnamegat komt.
    7. Bedek de craniotomie met een chirurgisch siliconenmateriaal met twee componenten.
      OPMERKING: Als alle stappen zorgvuldig worden gevolgd, wordt verwacht dat de implantatie en daaropvolgende functionaliteit van de hoofdbeugel zonder complicaties zullen verlopen, met een geschatte slagingskans van meer dan 95%.
  4. Postoperatieve zorg
    1. Monitor zorgvuldig het herstel van de muis na een hersenoperatie, zodat het dier weer bij bewustzijn komt, de lichaamstemperatuur handhaaft en pijnverlichting ervaart.
    2. Huismuizen individueel in kooien en ze monitoren tot ze volledig hersteld zijn.
    3. Dien subcutaan butorfanol toe (5 mg/kg in zoutoplossing) elke 12 uur gedurende 3 dagen na de operatie.
      OPMERKING: (KRITIEK) Gedurende de operatie moet je de vitale functies continu monitoren (hart- en ademhalingsfrequentie, zuurstofsaturatie en bloeddruk). Breng oogdruppels aan indien nodig om droogheid of schade aan het hoornvlies te voorkomen.

3. Habituatie

OPMERKING: Zodra muizen hun gewicht voor de operatie hebben teruggevonden (ongeveer 5 tot 7 dagen na de operatie), begin je met een habituatieprotocol van 4 dagen om de dieren geleidelijk te laten wennen aan de experimentele opstelling.

  1. Dag 1: Voer twee behandelingssessies van 10 minuten uit, met een rustperiode van 1 uur tussen de sessies om de muizen vertrouwd te maken met de onderzoeker. Raak de muis voorzichtig aan terwijl deze op de onderarm zit om hem vertrouwd te maken met de onderzoeker.
  2. Dag 2: Voer twee behandelingssessies van 5 minuten uit. Na elke sessie houd je de muizen voorzichtig vast bij de hoofdstang in intervallen van 10 seconden, in totaal 5 minuten.
  3. Dag 3: Na een korte behandelingssessie mogen de muizen 7 minuten vrij op de loopband rennen. Daarna zet je het hoofd vast en houd je de muizen 5 minuten in de hoofdpositie.
  4. Dag 4: Voer een loopband van 15 minuten uit met een hoofdvastgestelde loopband.
    OPMERKING: (KRITIEK) Dieren die overmatig gewichtsverlies, barbierwerk, verminderd verkennend gedrag of verminderde motiliteit vertonen, in overeenstemming met de vastgestelde richtlijnen voor dierenwelzijn, moeten uit het onderzoek worden gehaald. Het implantaat moet volledig stabiel blijven. Elke verplaatsing vereist uitsluiting van het dier uit de studie, omdat dit de multikanaalsonde tijdens opname kan beschadigen en/of onstabiele, ruisachtige signalen kan veroorzaken.

4. Bereiding van de sonde

OPMERKING: Om de probe op de adapters (Figuur 3A) aan te sluiten, volgt u deze stappen:

  1. Sluit de probe-adapter/connector aan op de stereotaxische armadapter.
  2. Koppel 2 head-stage-adapters (elk Om32) aan de probe-adapter (Figuur 3A), zodat de oriëntatie overeenkomt en overmatige kracht wordt voorkomen.
  3. Sluit de probe aan op de adapter (Figuur 3B). Om gelijktijdige opnames uit IL- en PL-gebieden op 64 verschillende dieptes mogelijk te maken, gebruik je een siliciumprobe met één schacht en 64 kanalen (Schaflengte: 8 mm; Schafdikte: 15 μm) (Figuur 4A).
  4. Om de latere lokalisatie van de probe te vergemakkelijken, wordt de probe bedekt met een histologisch compatibele fluorescerende kleurstof of ferromagnetische deeltjes, waardoor de opnameplaats achteraf kan worden geverifieerd.
  5. Breng de kleurstof aan op een van de volgende methoden:
    1. Doop de hele schacht in de oplossing.
    2. Laat een klein druppeltje van de oplossing van een micropipet los op de sonde en verspreid het langs de schacht.
    3. Gebruik een fijne kwast die je in de oplossing doopt om de achterkant van de sonde te schilderen.
    4. Voor stappen 4.5.2 en 4.5.3 breng je minstens drie slagen toe om een goede coating van de schacht te garanderen.
      OPMERKING: Stappen 4.1 tot 4.3 zijn alleen vereist bij het eerste gebruik van de probe, omdat deze over meerdere opnamesessies hergebruikt kan worden. Na opnames koppel je de seriële periferie interface (SPI) kabels los terwijl je de probe aangesloten houdt op de adapter en de adapters die op de stereotaxische armadapter zijn gemonteerd.

5. Opname en signaalverwerving

  1. Monitor de oestrouscyclus met een niet-invasief protocol gebaseerd op celtypologie bij vaginale uitstrijkjes om ervoor te zorgen dat de vrouwen zich in de diestrusfase 29,30 bevinden.
  2. Zet het dier vast in een kopvaste positie op een cilindrische loopband die is geïntegreerd met een stereotaxisch frame (Figuur 4B). Zorg ervoor dat de loopband en het frame goed uitgelijnd zijn om stabiliteit en vergelijkbaarheid tussen onderwerpen te bieden.
  3. Om signalen op te nemen en te verkrijgen, volg stappen 5.3.1-5.3.15.
    1. Gebruik een vergrootglas om ervoor te zorgen dat het implantaat volledig onbeweeglijk blijft.
    2. Monteer de probe-assemblage – bestaande uit de probe, adapters en headstage-adapters – op de adapterarm van het stereotaxische frame.
    3. Verbind de SPI-kabels, die eerder aan de acquisitiekaart waren gekoppeld, op de hoofdtrappen (Figuur 3B). Houd bij welke SPI-kabel aan elk headstage is bevestigd, aangezien deze correspondentie essentieel is om de elektrode-indeling te behouden tijdens het daaropvolgende automatische spike-sorteren.
    4. Verbind de aarddraad van de probe-adapter op de mannelijke brug ipsilateral op de geregistreerde hemisfeer, en de referentiedraad op de contralaterale zijde. Breng een kleine hoeveelheid soldeertin aan op de draad die in de hersenen is ingebed, en breng dan kort warmte toe om de verbinding te verstevigen. Vermijd overmatige hitte om schade aan het onderliggende weefsel of aan de elektronica van de adapter te voorkomen.
    5. Plaats een vergrootglas om het gat te visualiseren dat bedoeld is voor het inbrengen van de sonde in de PL- en IL-cortices. Zorg ervoor dat de inktherkenningspunten altijd duidelijk zichtbaar blijven om tijdens de procedure nauwkeurige stereotaxische coördinaten te behouden.
    6. Leid de sonde naar het midden van het vmPFC-gat met behulp van de stereotaxische arm en de vooraf gemarkeerde herkenningspunten.
    7. Plaats de sonde voorzichtig in het midden van de craniotomie en raak voorzichtig het hersenoppervlak aan. Breng warme zoutoplossing aan op het blootgestelde weefsel om uitdrogen te voorkomen.
    8. Begin de sonde te verlagen met een snelheid van 50 μm/min gedurende 4-5 minuten om weefselontsteking te minimaliseren. Zorg ervoor dat de probe-schacht niet buigt tijdens deze eerste inbrenging.
    9. Meet de impedantie van de opnameplaatsen en vergelijk de waarden met die van de fabrikant. Deze eerste beoordeling zorgt ervoor dat de eerste kanalen die de hersenen bereiken niet beschadigd of geblokkeerd zijn tijdens het inbrengen.
      OPMERKING: (KRITISCH) Elektrodeimpedanties moeten worden vergeleken met de basiswaarden van de fabrikant. Afwijkingen tot ~30% zijn over het algemeen acceptabel en doen geen aantasting van de opnames. Verhogingen tussen 30-100% kunnen nog steeds bruikbaar zijn, maar rechtvaardigen voorzichtigheid en nauwkeuriger monitoren. Wijzigingen die meer dan 100% overschrijden, wijzen vaak op schade of blokkade, en de getroffen locaties moeten als onbetrouwbaar worden beschouwd. In zulke gevallen moet de probe worden gereinigd om de impedantie te verlagen zoals eerder beschreven. Als de impedanties niet tot een acceptabel bereik kunnen worden hersteld, moet de probe worden weggegooid. Het is echter uiteindelijk aan de onderzoeker hoeveel onbetrouwbare kanalen kunnen worden getolereerd voordat de sonde wordt weggegooid; Een veelgebruikte standaard is dat niet meer dan ~10% van de kanalen gecompromitteerd mag worden.
    10. Blijf de probe verlagen met een snelheid van 50 μm/min terwijl je het live signaal van de kanalen die de hersenen binnenkomen monitort. Controleer of deze signalen lijken op die van de eerder beoordeelde kanalen om de juiste invoeging te bevestigen.
    11. Schuif de sonde naar voren tot een diepte van +3,1 mm DV, waarbij de craniotomie gehydrateerd blijft door warme zoutoplossing aan te brengen tijdens het verlagen.
    12. Verwijder de vergrootglas en verwijder alle andere bronnen van elektrische ruis uit de kamer.
    13. Meet de impedantie opnieuw om te verifiëren dat er geen opnameplaatsen zijn geblokkeerd tijdens het verlagen van de probe.
    14. Monitor het signaal van 4-5 opeenvolgende kanalen als referentie en wacht 90-120 minuten op stabilisatie van het probesignaal. Controleer na deze stabilisatieperiode dat signaaldrift minimaal is, zodat de daaropvolgende automatische spike-sortering betrouwbaar single-unit clusters kan isoleren.
    15. Meet de impedantie opnieuw voordat je met dataverzameling begint om de juiste opnamelocatiecondities te bevestigen en een basisimpedantiemeting vast te stellen. Breng regelmatig warme zoutoplossing aan om te voorkomen dat het weefsel uitdroogt. Sla de opname op als een binair bestand (bijvoorbeeld .dat of .bin) om de verdere voorverwerking van de data te vergemakkelijken.
  4. Eenmaal stabiel, volg dan stappen 5.4.1-5.4.6.
    1. Registreer de neurale activiteit van de basis gedurende 30 minuten (Figuur 4C).
    2. Start het aversieve conditioneringsprotocol met Arduino, 30 minuten na de basisopname. Dit bestaat uit 10 auditieve tonen (10 s/toon), die eenmaal per minuut gedurende 10 minuten worden uitgesproken. Elke toon wordt direct gevolgd door een 10-seconden lichtstimulus die wordt gepresenteerd via de virtual reality-doolhofschermen (Figuur 4C).
    3. Neem neurale activiteit 10 minuten op zonder conditioneringsprikkels.
    4. Registreer PL- en IL-corticale activiteit tijdens het extinctieprotocol, waarbij 10 auditieve tonen worden gepresenteerd zonder de daaropvolgende lichtprikkel.
    5. Neem de neurale activiteit nog eens 10 minuten op zonder enige prikkels.
    6. Stop de opname.
  5. Procedures na opname: Volg na afronding van de opnamesessie stap 5.5.1.
    1. Probe-terugtrekking: Breng warme zoutoplossing aan en trek de probe voorzichtig terug met een snelheid van 100-150 μm/min terwijl de elektrodesignalen continu worden gemonitord om mechanische schade aan de probe en uitrekking van het weefsel te voorkomen, wat de latere histologische reconstructie kan belemmeren.
    2. Zodra de sonde uit de hersenen is verwijderd, week je de schacht onmiddellijk 10 minuten in gedestilleerd water om te voorkomen dat vastzittend weefsel uitdroogt.
    3. Verdoof het dier met natriumpentobarbital (100 mg/kg). Vervolgens perfuseer je de muis transcardiaal met 80 mL zoutoplossing (0,9%), gevolgd door 80 mL paraformaldehyde 4% verdund in PB (0,1 M, pH 7,6).
      1. Om paraformaldehyde te voorkomen, gebruik contact en inademing oog- en gezichtsbeschermingsapparatuur, chemisch beschermende handschoenen en een stofmasker. Aan het einde van de perfusie deponeert u de resterende paraformaldehyde in een container voor niet-gehalogeneerde oplosmiddelen.
      2. In geval van een lekkage bevochtig je het materiaal om stofverspreiding te voorkomen en plaats je het in afgesloten containers. Maak besmette plekken en werkoppervlakken schoon met bleekmiddel om de paraformaldehyde te neutraliseren.
    4. Verwijder de hersenen, doe het een nacht na de fixatie bij 4 °C, en bewaar 30% sucrose in PB (0,1 M, pH 7,6) bij 4 °C voor cryobescherming. Verkrijg 30 μm coronale doorsneden met een vriesmicrotoom en monteer de plakjes op gelatiniseerde glasglaas.
      OPMERKING: Deze secties zullen worden gebruikt om DR α-Syn-overexpressie te bevestigen door immunohistochemie zoals eerder 19,20,21 en de locatie van de probe.
    5. Sonde reinigen: Dompel het implanteerbare gebied van de sonde onder in een 1% enzymatische detergentoplossing in gedestilleerd water gedurende 1 uur.
    6. Laat de probe-schacht nog eens 10 minuten weken in gedestilleerd water om detergentresten te verwijderen.
    7. Droog 20-30 minuten in een rechtopstaande positie. Na het drogen inspecteer je de sonde onder een microscoop om te bevestigen dat er geen weefsel of vuil meer op de opnameplaatsen achterblijft. Als de sonde volledig schoon is, doop je hem dan 1 minuut in hoogwaardige isopropylalcohol en bewaar hem in de originele antistatische doos.

6. Data-analyse: Spike-sortering en data-preprocessing

OPMERKING: Om extracellulaire neurale opnames te analyseren en individuele pieken toe te schrijven aan specifieke neuronen, gebruik je het Kilosort431 spike-sorteeralgoritme.

  1. Voer automatische spike-sortering uit met Kilosort431. Selecteer in de Kilosort4 GUI het binaire opnamebestand en specificeer de probe-indeling volgens het configuratieblad van de fabrikant. Voer de spike-sortering uit met de standaardparameters, die ideaal zijn om de golfvormen in de IL- en PL-cortex vast te leggen zonder verdere aanpassingen.
  2. Inspecteer de Kilosort-output met Phy2 (kwikteam/phy) voor extra handmatige curatie. Integreer door de community ontwikkelde plugins (petersenpeter/phy2-plugins; jiumao2/PhyWaveformPlugin) om extra functionaliteiten aan Phy2 toe te voegen en de kwaliteit van gecureerde data te verbeteren.
  3. Label als ruis en verwijder clusters met een frequentie van <0,05 Hz of met minder dan 500 pieken.
  4. Markeer ook de volgende clusters als ruis:
    1. Markeer die die driehoekige autocorrelogrammen tonen als ruis.
    2. Markeer die met golfvormvormen die niet op spikes lijken als ruis.
    3. Markeer die gedetecteerd op één opnamekanaal of over alle kanalen met verschillende amplitude als ruis.
    4. Merk degenen die sterke periodiciteit vertonen in hun autocorrelogrammen als ruis.
  5. Selecteer alleen clusters die fysiologisch geschikte golfvormen vertonen, bewijs van een refractaire vallei in het autocorrelogram, plausibele amplitudevariaties en duidelijk gescheiden hoofdcomponenten.
  6. Maak elke cluster handmatig schoon door Mahalanobis afstandsgebaseerde uitschieters te verwijderen.
  7. Blijf golfvormvormen en amplitudeveranderingen beoordelen als belangrijke indicatoren van de geldigheid van de handmatige reiniging.
    OPMERKING: Zodra de spike sorting is voltooid, kunnen de neuronale activiteitspatronen van de vmPFC worden geanalyseerd met behulp van de routines die in Python zijn geïmplementeerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De recente registraties van PL- en IL-corticale activiteit, met gebruik van het gedetailleerde experimentele protocol, tonen significante bevindingen: h-α-Syn-overexpressie in de DR, die een angstachtig fenotype induceert bij vrouwelijke muizen, verandert ook de ventromediale vmPFC-activiteit. Door middel van Python-analyse toonden we aan dat α-Syn-overexpressie in 5-HT-neuronen van de DR-kern de vuurdynamiek en functionele organisatie van het vmPFC-DR-circuit veranderde, waardoor het elektrofysiologische onderscheid tus...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol presenteert een robuuste methodologie voor in vivo elektrofysiologische beoordeling van PL- en IL-cortexen bij wakkere, kopvaststaande muizen, met behulp van een virtual reality corridorsysteem. Het belang van deze methode ligt in het vermogen om het vmPFC-DR-circuit direct te onderzoeken in wakkere, zich gedragende muizen binnen een PD-model. Zelfs als hoofdfixatie de bewegingen van dieren beperkt en stressvol kan zijn, biedt het precieze stimuluscontrole, registre...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk is gefinancierd door de BBRF Young Investigator Grant 31547 (MSA) 2023, MCIU/aei/feder EU-subsidie PID2022-141700OB-I00, MCIN/AEI/10. 13039/501100011033 (AB), AGAUR 2021-SGR-01358, regering van Catalonië (AB), en PID2022-141733NB-I00 (VT). We willen ook het Spanish Network for Research on Stress, MCIN/AEI/10.13039/501100011033 en CB/07/09/0034 Centre for Biomedical Research in Mental Health Network (CIBERSAM) bedanken. MSA heeft een Margarita Salas-beurs (MS21-132) van de Universiteit van Valencia (herclassificatie van het Spaanse universiteitssysteem van het Ministerie van Universiteiten van de Spaanse regering, gefinancierd door de Europese Unie, Next Generation EU).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AAV1/2-CMV/CBA-Human A53T aSyn-WPRE-BGH-polyACharles RiverGD1001-RVHuman A53T aSyn
AAV1/2-CMV/CBA-Null/Empty-WPRE-BGH-polyACharles RiverGD1004-RVEmpty Vector Control
ADPT A64-Om32x2Cambridge NeuroTechOmnetics 2228Adapter
bi-component surgical silicone World Precision InstrumentsKWIK-SIL
Butorphanol Torbugesic vet / cymit química67753-31-5
DuraLayReliance Dental Manufacturing / Kalma43640dental cement 
H9 Multichannel probeCambridge NeuroTechASSY-77 H9
EMLA cream (Lidocaine / pricolaine) Lirios Vañó Sempere Pharmacy679290
microinjector World Precision InstrumentKDS-310-PLUS
MSS Isoflurane Vaporizer Medical Supplies and Services, UKMSSVAP02 
Open Ephys Acquisition BoardOpen EphysOEPS-9029Acquisition board; De Open Ephys Acquisition Board kan tot 512 kanalen neurale gegevens streamen naar een computer via USB
C&B MetaBond ParkellS380-RDSnelle lijmsamenstelling
Pentobarbital Dolethal Vetoquinol /Merck Life Science, S.L.U.P-010-1MLBarbituraat
RHD 32-channel headstageIntan Technologies#C3314head-stage adapter 
SiccafluidThea S.A. Laboratories / Lirios Vañó Sempere Pharmacy6515167Oogheelkundig Gel 
stereotaxic apparatus Stoelting51730U
stereotaxic frameNarishigeSR-6N/SM-15R
Terg-a-zymeSigma AldrichZ273287Sondeverschuivingsoplossing
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cooney, J. W., Stacy, M. Neuropsychiatric issues in Parkinson's disease. Curr Neurol Neurosci Rep. 16 (5), 49(2016).
  2. Schapira, A. H. V., Chaudhuri, K. R., Jenner, P. Non-motor features of Parkinson disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 435-450 (2017).
  3. Ahmad, M. H., Rizvi, M. A., Ali, M., Mondal, A. C. Neurobiology of depression in Parkinson's disease: Insights into epidemiology, molecular mechanisms and treatment strategies. Ageing Res Rev. 85 (1), 101840(2023).
  4. Absalyamova, M., Traktirov, D., Burdinskaya, V., Artemova, V., Muruzheva, Z., Karpenko, M. Molecular basis of the development of Parkinson's disease. Neuroscience. 565 (1), 292-300 (2024).
  5. Crispino, P., et al. Gender differences and quality of life in Parkinson's disease. Int J Environ Res Public Health. 18 (1), 198(2020).
  6. Chuquilín-Arista, F., Álvarez-Avellón, T., Menéndez-González, M. Prevalence of depression and anxiety in Parkinson's disease and impact on quality of life:A community-based study in Spain. J Geriatr Psychiatry Neurol. 33 (1), 207-213 (2020).
  7. Greffard, S., et al. Motor score of the Unified Parkinson Disease Rating Scale as a good predictor of Lewy body-associated neuronal loss in the substantia nigra. Arch Neurol. 63 (1), 584-588 (2006).
  8. Mamelak, M. Parkinson's disease, the dopaminergic neuron and gammahydroxybutyrate. Neurol Ther. 7 (1), 5-11 (2018).
  9. Wakabayashi, K., Tanji, K., Mori, F., Takahashi, H. The Lewy body in Parkinson's disease:Molecules implicated in the formation and degradation of alpha-synuclein aggregates. Neuropathology. 27 (5), 494-506 (2007).
  10. Sezgin, M., Bilgic, B., Tinaz, S., Emre, M. Parkinson's disease dementia and Lewy body disease. Semin Neurol. 39 (2), 274-282 (2019).
  11. Jellinger, K. A. The pathobiological basis of depression in Parkinson disease:Challenges and outlooks. J Neural Transm. 129 (12), 1397-1418 (2022).
  12. Wang, J., Sun, J., Gao, L., Zhang, D., Chen, L., Wu, T. Common and unique dysconnectivity profiles of dorsal and median raphe in Parkinson's disease. Hum Brain Mapp. 44 (1), 1070-1078 (2023).
  13. Miquel-Rio, L., Sarriés-Serrano, U., Pavia-Collado, R., Meana, J. J., Bortolozzi, A. The role of α-synuclein in the regulation of serotonin system: Physiological and pathological features. Biomedicines. 11 (2), 541(2023).
  14. Halliday, G. M., Blumbergs, P. C., Cotton, R. G., Blessing, W. W., Geffen, L. B. Loss of brainstem serotonin- and substance P-containing neurons in Parkinson's disease. Brain Res. 510 (1), 104-107 (1990).
  15. Ren, J., et al. Single-cell transcriptomes and whole-brain projections of serotonin neurons in the mouse dorsal and median raphe nuclei. Elife. 8 (1), e49424(2019).
  16. Huang, K. W., et al. Molecular and anatomical organization of the dorsal raphe nucleus. Elife. 8 (1), e46464(2018).
  17. Hiser, J., Koenigs, M. The multifaceted role of the ventromedial prefrontal cortex in emotion, decision making, social cognition, and psychopathology. Biol Psychiatry. 83 (1), 638-647 (2018).
  18. Alexander, L., Wood, C. M., Roberts, A. C. The ventromedial prefrontal cortex and emotion regulation: Lost in translation. J Physiol. 601 (1), 37-50 (2023).
  19. Miquel-Rio, L., et al. Human α-synuclein overexpression in mouse serotonin neurons triggers a depressive-like phenotype. Rescue by oligonucleotide therapy. Transl Psychiatry. 12 (1), 79(2022).
  20. Sarries-Serrano, U., Miquel-Rio, L., Surroca-Lopez, A., Paz, V., Meana, J. J., Bortolozzi, A. Sex-based modulation of endoplasmic reticulum stress and antidepressant response in a mouse model of α-synucleinopathy. Neuroscience Appl. 2 (1), 101028(2023).
  21. Miquel-Rio, L., et al. Early synaptic changes and reduced brain connectivity in PD-like mice with depressive phenotype. NPJ Parkinsons Dis. 11 (1), 242(2025).
  22. Vidal-Gonzalez, I., Vidal-Gonzalez, B., Rauch, S. L., Quirk, G. J. Microstimulation reveals opposing influences of prelimbic and infralimbic cortex on the expression of conditioned fear. Learn Mem. 13 (6), 728-733 (2006).
  23. Giustino, T. F., Maren, S. The role of the medial prefrontal cortex in the conditioning and extinction of fear. Front Behav Neurosci. 9 (1), 298(2015).
  24. Guo, Z. V., et al. Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice. PLoS One. 9 (2), e88678(2014).
  25. Nasr, A., Dominiak, S. E., Sehara, K., Nashaat, M. A., Sachdev, R. N. S., Larkum, M. E. Efficient training approaches for optimizing behavioral performance and reducing head fixation time. PLoS One. 17 (11), e0276531(2022).
  26. Bjerre, A. S., Palmer, L. M. Probing cortical activity during head-fixed behavior. Front Mol Neurosci. 13 (1), 30(2020).
  27. Alarcón-Arís, D., et al. Anti-α-synuclein ASO delivered to monoamine neurons prevents α-synuclein accumulation in a Parkinson's disease-like mouse model and in monkeys. EBioMedicine. 59 (1), 102944(2020).
  28. Pavia-Collado, R., et al. Intracerebral administration of a ligand-ASO conjugate selectively reduces α-synuclein accumulation in monoamine neurons of double mutant human A30PA53Tα-synuclein transgenic mice. Int J Mol Sci. 22 (6), 2939(2021).
  29. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation for mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. (67), e4389(2012).
  30. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  31. Pachitariu, M., Sridhar, S., Pennington, J., Stringer, C. Spike sorting with Kilosort4. Nat Methods. 21 (5), 914-921 (2024).
  32. Opitz, A., Falchier, A., Linn, G. S., Milham, M. P., Schroeder, C. E. Limitations of ex vivo measurements for in vivo neuroscience. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (20), 5243-5246 (2017).
  33. Sorrenti, V., Cecchetto, C., Maschietto, M., Fortinguerra, S., Buriani, A., Vassanelli, S. Understanding the effects of anesthesia on cortical electrophysiological recordings: A scoping review. Int J Mol Sci. 22 (3), 1286(2021).
  34. Brown, E. N., Purdon, P. L., Van Dort, C. J. General anesthesia and altered states of arousal :A systems neuroscience analysis. Annu Rev Neurosci. 34 (1), 601-628 (2011).
  35. Sellers, K. K., Bennett, D. V., Hutt, A., Williams, J. H., Fröhlich, F. Awake vs. anesthetized: Layer-specific sensory processing in visual cortex and functional connectivity between cortical areas. J Neurophysiol. 113 (10), 3798-3815 (2015).
  36. Qiu, J., et al. The volatile anesthetic isoflurane differentially inhibits voltage-gated sodium channel currents between pyramidal and parvalbumin neurons in the prefrontal cortex. Front Neural Circuits. 17 (1), 1185095(2023).
  37. Windels, F. Neuronal activity: From in vitro preparation to behaving animals. Mol Neurobiol. 34 (1), 1-26 (2006).
  38. Belle, A. M., et al. Evaluation of in vitro neuronal platforms as surrogates for in vivo whole brain systems. Sci Rep. 8 (1), 10820(2018).
  39. Juczewski, K., et al. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method:Stress measurements, habituation dynamics, locomotion, and motor-skill learning in mice. Sci Rep. 10 (1), 12245(2020).
  40. Chen, P. C., Young, C. G., Schaffer, C. B., Lal, A. Ultrasonically actuated neural probes for reduced trauma and inflammation in mouse brain. Microsyst Nanoeng. 8 (1), 117(2022).
  41. Wang, S., et al. Mechanically adaptive and deployable intracortical probes enable long-term neural electrophysiological recordings. Proc Natl Acad Sci U S A. 121 (40), e2403380121(2024).
  42. Andermann, M. L., et al. Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms. Neuron. 80 (4), 900-913 (2013).
  43. Kondo, M., Kobayashi, K., Ohkura, M., Nakai, J., Matsuzaki, M. Two-photon calcium imaging of the medial prefrontal cortex and hippocampus without cortical invasion. Elife. 6 (1), e26839(2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Mouse Model DepressionDorsal Raphe NucleusSerotonergic SystemAversive ConditioningFear ExtinctionMultichannel ElectrophysiologyVirtual Reality Mice

Gerelateerde artikelen