Dit klinisch protocol is goedgekeurd door de Ethiekcommissie van het Volksziekenhuis Hengshui (Goedkeuringsnummer 2019-2-013). Alle deelnemers of hun wettelijke voogden gaven schriftelijke geïnformeerde toestemming voordat ze opname opnamen. De studie volgde de Verklaring van Helsinki en de institutionele richtlijnen voor ethiek van menselijk onderzoek.
Bereiding van zilver-koolstof (Ag-C) nanocomposiet
Om de Ag-C nanocomposiet te synthetiseren, werd 3,0 g kaliumnatriumtartraat nauwkeurig gewogen en in een 50 mL kwartskroes in een buisoven geplaatst. Het monster werd verwarmd tot 400 °C met een snelheid van 15 °C/min en 6 uur onderhouden, waarna het werd afgekoeld tot kamertemperatuur (~25 °C). Het product werd overgebracht naar een 250 mL glazen beker en verspreid in 80 mL gedeïoniseerd water (weerstand ≥18 MΩ·cm) met behulp van een magnetische roerer op 400 tpm gedurende 10 minuten. De suspensie werd gecentrifugeerd op 10.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C, en het bruine supernatant met koolstofquantum dots (CQD's) werd verzameld. Het supernatant werd geconcentreerd tot 20 mL bij 80 °C onder roeren, gevolgd door toevoeging van 60 mL aceton en vortex menging gedurende 1 minuut. Na centrifugatie op 9.500 x g gedurende 20 minuten bij 4 °C werd het lichtgele supernatant opgevangen als de CQD-voorraadoplossing. Om het Tollens-reagens te bereiden, werd 1 mL van 0,5 M AgNO3 gemengd met 1,04 mL ammoniakwater en 0,65 mL 3 M NaOH, gevolgd door de toevoeging van 17,3 mL gedeïoniseerd water onder continu roeren. In een driehalsige fles, omwikkeld met aluminiumfolie, werden 25 ml CQD-oplossing en 75 ml gedeïoniseerd water gecombineerd en 5 minuten op 500 rpm geroerd. De pH werd aangepast naar ongeveer 7,0 met geconcentreerd ammoniakwater, waarna 1 mL Tollens-reagens werd toegevoegd. Het mengsel werd 20 minuten lang verhit tot 120 °C onder donkere omstandigheden. Na afkoeling tot kamertemperatuur werd de gele Ag-C-oplossing verkregen en bewaard bij 4 °C tot gebruik.
VOORZICHTIG: NaOH en ammoniakwater zijn corrosief en geven irriterende dampen af. Behandel alle reacties met een chemische dampkap terwijl je handschoenen, een bril en een labjas draagt. Sluit verwarmde containers niet stevig af om drukopbouw te voorkomen.
Bereiding van nanozilver antibacteriële verbanden (NSAD)
Om het oplosmiddelmengsel te bereiden, werd 15 mL gedeïoniseerd water gemengd met 200 μL glaciale azijnzuur in een glazen beker van 100 mL. Hieraan werden 0,1 mL van de bereide Ag-C-oplossing (22 mg/L), 0,2 mL glycerol en 60 mg poloxameer toegevoegd en volledig opgelost bij 50 °C met magnetisch roeren. Vervolgens werd geleidelijk 0,6 g chitosanpoeder toegevoegd om klonteren te voorkomen en continu 30 minuten geroerd tot het homogeen was. Daarna werd 2 mL van 1 M NaHCO3 druppelgewijs toegevoegd tijdens het roeren om licht schuim te veroorzaken, gevolgd door nog eens 10 minuten mengen. Het totale volume werd aangepast naar 20 mL met gedeïoniseerd water, en de oplossing werd 5 minuten ultrasoon ontgassen. De homogene oplossing werd in een rechthoekige mal (14 cm x 8 cm x 0,5 cm) gegoten, verzegeld met plasticfolie en 48-72 uur bij kamertemperatuur (20-25 °C) laten geleren. Na de gelatie werd de film verwijderd en gedroogd in een luchtoven bij 40 °C gedurende 12-18 uur, wat resulteerde in NSAD-films van ongeveer 1 mm dik. Registreer de omgevingstemperatuur en luchtvochtigheid tijdens de gelatie, omdat deze de uniformiteit en treksterkte van de film beïnvloeden. Gooi alle films met zichtbare barsten of bellen weg.
Karakterisering van Ag-C nanocomposiet
Een druppel verdund Ag-C-oplossing werd op een koolstofgecoate koperen transmissie-elektronenmicroscopie (TEM) rooster geplaatst en 10 minuten onder infraroodlicht gedroogd. De monsters werden gefotografeerd met 100 kV onder een TEM. De deeltjesgrootte werd geanalyseerd met ImageJ-software door minstens 200 willekeurig geselecteerde deeltjes te meten, en de gegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± SD.
Evaluatie van antibacteriële werking
Staphylococcus aureus (ATCC 29213) en Escherichia coli (ATCC 25922) werden 's nachts gekweekt in tryptone-sojabouillon (TSB) bij 37 °C. De bacteriële suspensie werd aangepast naar een optische dichtheid van OD600 = 0,1 (~1 x 107 CFU/mL). De monsters werden verdeeld in drie groepen: gedeioniseerde waterbehandelde controlegroepen, amoxicilline-behandelde positieve controlegroepen (10 μg/mL) en Ag-C nanocomposietbehandelde testgroepen (10 μg/mL equivalent Ag-inhoud). De culturen werden geïncubeerd bij 37 °C en 7 dagen lang geschud op 150 rpm. Elke dag werd 100 μL monsters verzameld, seriële verdund, op TSB-agar geplateerd en 24 uur geïncubeerd. Kolonievormende eenheden (CFU's) werden geteld, en remmingspercentages (%) werden berekend als [(N0− Nt)/N0] x 100. Elk experiment werd in drievoud uitgevoerd en de resultaten werden gerapporteerd als gemiddelde ± SD.
VOORZICHTIG: Hanteer alle bacteriële culturen in een biosafety level II-kast. Autoclaaf al het afval bij 121 °C gedurende 20 minuten voor verwijdering.
Toenemend gedrag van de NSAD
Vierkante NSAD-monsters (1 cm x 1 cm) werden gewogen om het droge gewicht (W0) te bepalen. Elk monster werd ondergedompeld in 10 mL fysiologische zoutoplossing bij 37 °C. Na 1 uur, 6 uur, 12 uur en 24 uur werden monsters verwijderd, met filterpapier gedept en gewogen (Wt). De zwellingverhouding (%) werd berekend als [(Wt − W0)/W0] x 100. Alle metingen werden driemaal uitgevoerd en de resultaten werden gerapporteerd als gemiddelde ± SD.
Samenstelling en toepassing van VAC gecombineerd met NSAD
De voorbereide NSAD-film werd met steriele schaar gesneden om aan de wondgrootte te passen en direct op het wondbed aangebracht. Twee steriele siliconen drainagebuizen (1 mm wanddikte, 0,4-0,5 mm microporiën) werden onder de NSAD geplaatst. De hele wond en 2-3 cm omringende intacte huid werden afgesloten met een transparante polyurethaanfilm om luchtdichte dekking te garanderen. De drainagebuizen waren aangesloten op een continue negatieve drukbron die tussen -60 kPa en -80 kPa werd gehandhaafd gedurende 72 uur. Het zegel werd dagelijks geïnspecteerd en het verzamelde exsudaat werd geregistreerd op kleur en volume. De verbanden werden elke 3-5 dagen of eerder vervangen als er lekkage was. De VAC-therapie werd stopgezet zodra het granulatieweefsel de wond volledig bedekte. Bevestig volledige hemostase voordat je de wond afsluit. Als er actieve bloeding optreedt, verlaag de onderdruk tijdelijk tot -40 kPa. Houd de patiënt in de gaten op ongemak, overmatige pijn of defect aan het apparaat.
Afvalverwerking
Alle zilverhoudende en alkalische residuen werden verzameld in gelabelde afvalcontainers voor de verwijdering van gevaarlijk afval. Alkalische oplossingen werden vóór de afgifte geneutraliseerd tot pH 7. Biologisch afval werd gesteriliseerd door autoclaving en afgevoerd volgens de bioveiligheidsvoorschriften van ziekenhuizen.
Patiënten en studieontwerp
In totaal werden tussen november 2019 en november 2022 300 patiënten gediagnosticeerd met Gustilo type I of II open tibiafracturen (OTF's) gerekruteerd op de afdeling Traumaorthopediek van het Volksziekenhuis Hengshui. Patiënten werden gescreend volgens vooraf gedefinieerde inclusie- en exclusiecriteria. Inclusiecriteria waren: (1) leeftijd tussen 18 en 70 jaar; (2) bevestigde Gustilo type I of II fractuur op basis van klinische en radiologische evaluatie; (3) afwezigheid van ernstig vaat- of zenuwletsel; en (4) het vermogen om geïnformeerde toestemming te geven en te voldoen aan postoperatieve follow-up. Uitsluitingscriteria waren onder andere: (1) Gustilo type III fracturen; (2) ernstige comorbiditeiten zoals onbeheerste diabetes, perifere vaatziekte, chronische infectie of immuundeficiëntie; (3) pathologische breuken; en (4) zwangerschaps- of stollingsstoornissen. Randomisatie werd uitgevoerd met behulp van een computergegenereerde sequentie met blokrandomisatie (blokgrootte = 6). Toewijzing werd verzekerd met behulp van verzegelde, ondoorzichtige enveloppen die door een onafhankelijke statisticus waren opgesteld. Patiënten werden gelijk verdeeld in drie groepen (n = 100 elk): Groep 1 kreeg gesloten reductie en intramedullaire nagelfixatie (CRINF) met conventionele wondverzorging; Groep 2 kreeg CRINF gecombineerd met vacuümondersteunde sluiting (VAC); en Groep 3 kreeg CRINF met nanozilver antibacteriële verband (NSAD) en VAC. Alle procedures werden uitgevoerd door hetzelfde chirurgisch team om de vooringenomenheid van de operator te minimaliseren. Uitkomstbeoordelaars waren blind voor de toewijzing van behandelingen bij het evalueren van wondgenezing, infectie en pijnscores. Alle patiënten werden 9 maanden postoperatief gevolgd om de genezing van de breuk en functioneel herstel te beoordelen.
Behandelplan voor Gustilo type I en II OTF's
Patiënten ondergingen een anesthesie (algemeen, spinaal of lokaal) afhankelijk van de ernst van het letsel en medische status. Na de eerste debridement werden de wonden grondig gespoeld met steriele zoutoplossing en waterstofperoxide; gedevitaliseerd weefsel werd geknipt en zachte weefselranden werden indien nodig voorlopig gehecht. Breukstabilisatie werd bereikt door gesloten reductie en intramedullaire nagelfixatie volgens standaard orthopedische procedures17. Voor Groep 3 werd een steriele NSAD-film gesneden om bij de wondafmetingen te passen en op het wondbed aangebracht; Twee siliconen drains waren onder het verband geplaatst. Een semi-permeabele polyurethaanfilm verzegelde de wond plus 2-3 cm omringende intacte huid. Luchtdichtheid en hemostase werden bevestigd vóór de zuiging; Speldbanen (indien aanwezig) werden bedekt met steriel gaas. Continue negatieve druk werd toegepast bij -60 tot -80 kPa en aangepast aan wondgrootte en diepte, met verbandvervanging elke 3-5 dagen of eerder als er lekkage of verzadiging optrad. Voor groepen 1 en 2 werden de wonden bedekt met steriel petrolatumgaas en elke 48-72 uur vervangen. Postoperatieve zorg omvatte profylactische breedspectrumantibiotica gedurende 3-5 dagen (cefalosporinen of fluoroquinolonen), anaerobe dekking met metronidazol wanneer nodig18 dagen, ontstekingsremmende en pijnstillende therapie, oedemcontrole, circulatiebevorderende maatregelen en voedingsondersteuning (inclusief eiwitsupplement). Patiënten met neurovasculaire betrokkenheid kregen neurotrofe en anti-oemateuze/antispasmodische middelen wanneer passend. Laboratoriummonitoring (volledige bloedtelling, erythrocytensedimentatiesnelheid, C-reactief eiwit) werd uitgevoerd tijdens geplande postoperatieve bezoeken om infectie te monitoren. De revalidatie begon met isometrische contracties en zachte gewrichtsbewegingen vanaf dag 3, waarna na ~1 week overgingen naar een actief bewegingsbereik zoals verdraagzaam. Radiologische follow-up werd uitgevoerd na ongeveer 1 maand, 3 maanden, 6 maanden en 9 maanden; Geleidelijk belasten begon zodra het bruggen van eelt en continuïteit met de tibiacortex zichtbaar waren op röntgenfoto's en klinische pijn mogelijk was.
Observatie-indices
De belangrijkste uitkomstmaten waren de genezingstijd van de wond, de genezingstijd van de breuk, de genezingssnelheid van de wond en de genezingssnelheid van de breuk. Secundaire uitkomsten omvatten het voorkomen van postoperatieve complicaties (oppervlakkige infectie, diepe infectie, vertraagde hechting, vetembolie, naaldkanaalinfectie en geïnfecteerde niet-hechting), duur van ziekenhuisopname, totale medische kosten en postoperatieve pijnintensiteit. De pijnintensiteit werd beoordeeld met een Numeric Rating Scale (NRS) van 0 (geen pijn) tot 10 (ergste mogelijk pijn). Wondgenezing werd gedefinieerd als volledige epithelialisatie zonder exsudaat, terwijl genezing van de breuk radiografisch werd bevestigd door callus over minstens drie cortexen te overbruggen. Vervolgonderzoeken werden uitgevoerd na 1 maand, 3 maanden, 6 maanden en 9 maanden na de operatie, inclusief klinische evaluatie en röntgenfoto.
Statistische analyse
Statistische analyses werden uitgevoerd met SPSS versie 20.0. Continue variabelen werden getest op normaliteit en uitgedrukt als gemiddelde ± standaardafwijking (SD). De verschillen tussen de drie groepen werden geanalyseerd met eenrichtings-ANOVA, gevolgd door Tukey's post-hoc test voor meervoudige vergelijkingen. Niet-normaal verdeelde gegevens werden geanalyseerd met behulp van de Kruskal-Wallis-test. Categorische variabelen werden uitgedrukt als tellingen en percentages en geanalyseerd met behulp van de chi-kwadraat (χ²) test of de exacte test van Fisher wanneer dat van toepassing was. De 95% betrouwbaarheidsintervallen (BI) werden berekend voor belangrijke parameters. De statistische significantie werd vastgesteld op p < 0,05. Alle analyses werden uitgevoerd door een onafhankelijke biostatisticus die blind was voor groepstoewijzing.