Method Article

Een protocol voor het construeren van een muismodel van hypertensieve myocardiale fibrose met behulp van angiotensine II

DOI:

10.3791/69409

⸱

November 14th, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Affiliated Traditional Chinese Medicine Hospital, Southwest Medical University, 2Shenzhen Traditional Chinese Medicine Hospital, 3Guangdong-Macao In-Depth Cooperation Zone in Hengqin, Chinese Medicine Guangdong Laboratory (Hengqin Laboratory), 4State Key Laboratory of Traditional Chinese Medicine Syndrome, Guangdong Provincial Hospital of Chinese Medicine, Guangdong Provincial Academy of Chinese Medical Sciences, The Second Affiliated Hospital of Guangzhou University of Chinese Medicine, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5School of Pharmacy, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De continue infusie van angiotensine II (Ang II) via osmotische pompen is een van de klassieke methoden voor het construeren van diermodellen van hypertensieve myocardiale fibrose. Dit protocol optimaliseerde systematisch het proces van het construeren van dit model en werkte de belangrijkste punten van de implantatie, positionering en Ang II-concentratieinstelling van de osmotische pomp uit.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De continue infusie van angiotensine II (Ang II) via osmotische pompen is een veelgebruikte benadering voor het opstellen van diermodellen van hypertensieve myocardiale fibrose. Desalniettemin vertoont deze techniek bepaalde beperkingen in de huidige rapporten, zoals de instabiliteit van Ang II, onnauwkeurige plaatsing van de pomp en het ontbreken van een gestandaardiseerde procedure. De huidige rapporten over de methodologie voor de oprichting blijven relatief beperkt. Dit protocol heeft systematisch de opstelling van Ang II osmotische pomp-geïnduceerde hypertensieve myocardiale fibrosemodellen bij muizen geoptimaliseerd, inclusief de gestandaardiseerde bereiding van Ang II-oplossing, kalibratie van dosering, nauwkeurige subcutane implantatie van osmotische pompen en kwantitatieve normen voor modelevaluatie-indicatoren. Experimentele resultaten toonden aan dat Ang II osmotische pomp hypertensieve myocardiale fibrose induceerde bij muizen met hoge overlevingspercentages. Systolische bloeddruk (SBP) stabiliseerde zich op 160 mmHg na zeven dagen subcutane implantatie. De modelmuizen hadden significant verminderde linkerventrikel-ejectiefracties en verhoogde einddiastolische afmetingen van de linkerventrikel. Vergeleken met de groep met schijnchirurgie nam de afzetting van collageen in hypertensief myocardiaal interstitiële weefsel en perivasculaire gebieden toe. Deze studie, gebaseerd op een kleine steekproefomvang (n = 6), valideerde voorlopig de haalbaarheid van het opzetten van een muismodel van hypertensieve myocardiale fibrose met behulp van Ang II in combinatie met een osmotische pomp, en zette een kwantitatief fenotypeverificatiesysteem op.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Myocardiale fibrose (MF), een belangrijk pathologisch gevolg van hypertensie, wordt gekenmerkt door overmatige afzetting van collageenvezels in het beschadigde of gecomprimeerde myocardium. Het vertegenwoordigt een van de belangrijkste vormen van door hypertensie gemedieerde doelorgaanschade en draagt bij aan progressieve hartdisfunctie 1,2. Het opstellen van geschikte diermodellen is essentieel voor het bevorderen van mechanistisch onderzoek en het ontwikkelen van nieuwe therapeutische strategieën voor hypertensieve myocardiale fibrose. Angiotensine II (Ang II), een centrale effector van het renine-angiotensinesysteem, speelt een cruciale rol in de pathogenese van hypertensie3. Ang II-gebaseerde inductie is daarom een veelgebruikte benadering geworden voor het opstellen van hypertensiemodellen bij muizen.

De huidige methoden voor het construeren van diermodellen voor hypertensie omvatten voornamelijk chirurgische inductie, farmacologische inductie en transgene spontane modellen. Chirurgische inductie maakt meestal gebruik van technieken zoals vernauwing van de nierslagader, stijgende aortavernauwing of vernauwing van de aortaboog om de weerstand van de bloedstroom kunstmatig te verhogen, waardoor verhoogde bloeddruk wordt geïnduceerd4. Hoewel deze methoden snel hypertensietoestanden kunnen vaststellen die geschikt zijn voor het bestuderen van stressbelastinggerelateerde cardiale remodelleringsprocessen, omvatten ze complexe procedures met tal van postoperatieve complicaties. Farmacologische inductie maakt over het algemeen gebruik van intraperitoneale injectie of orale toediening om de bloeddruk bij proefdieren te verhogen5. Hoewel de technologie relatief eenvoudig is, blijft de stabiliteit van het model gevoelig voor interferentie van medicijndosering, toedieningsfrequentie en stressreacties bij dieren. Transgene modellen zoals ratten met spontane hypertensie en BPH/2J hypertensieve muizen, die stabiele fenotypes van hypertensie vertonen, worden veel gebruikt in onderzoek naar erfelijke hypertensie. Hun enkelvoudige pathogene mechanismen beperken echter hun vermogen om multifactor-geïnduceerde klinische hypertensie te simuleren.

Meer recentelijk hebben hypertensiemodellen op basis van continue Ang II-infusie via subcutane osmotische pompen aan populariteit gewonnen. Deze methode maakt langdurige afgifte van Ang II met een constante snelheid mogelijk, waardoor stabiele bloedconcentraties gedurende langere perioden worden gehandhaafd om pathologische processen nauwkeurig na te bootsen en hypertensieve myocardiale fibrose bij muizen te repliceren 6,7,8. Desalniettemin blijven er belangrijke beperkingen, met name met betrekking tot de standaardisatie van het protocol en inconsistente fibrotische resultaten, die kunnen worden beïnvloed door factoren zoals pompimplantatietechniek en dierspecifieke reacties9. Om deze lacunes aan te pakken, verfijnt deze studie het op osmotische pompen gebaseerde Ang II-model, standaardiseert het de belangrijkste stappen en biedt het een gevisualiseerd protocol. Deze verbeteringen verbeteren de reproduceerbaarheid en praktische toepasbaarheid en bieden een waardevolle referentie voor toekomstige studies naar hypertensieve myocardiale fibrose.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimentele procedures werden uitgevoerd volgens de richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren van de National Institutes of Health en de experimentele protocollen werden goedgekeurd door de Animal Research Committee van de Southwest Medical University (goedkeuringsnummer SWMU2020317).

1. Bereiding van Ang II-oplossing en vullen van de osmotische pomp

  1. Selecteer 12 mannelijke C57BL/6J-muizen van SPF-kwaliteit (zie materiaaltabel) met een gewicht van 20 ± 1 g door dieren van 8 weken oud te selecteren op hun uniformiteit in de ontwikkeling om te controleren op leeftijdsgebonden confounders. Verdeel de muizen in een schijnoperatiegroep en een modelgroep met behulp van een eenvoudige randomisatiemethode, met 6 muizen in elke groep.
  2. Meet het initiële lichaamsgewicht van de muis en bepaal de dosis Ang II (zie materiaaltabel) op 1,46 mg/kg/dag.
    OPMERKING: Volgens het voorlopige experiment is 1,46 mg/kg/d de optimale dosis Ang II. Deze dosis houdt de systolische bloeddruk op betrouwbare wijze op ongeveer 160 mmHg, waardoor pathologische myocardiale fibrose effectief wordt geïnduceerd en de overleving van het dier gedurende de 4 weken durende studie wordt gegarandeerd.
  3. Voeg 2,45 ml 0,9% steriele zoutoplossing, voorgekoeld tot 4 °C, toe aan 10 mg Ang II gevriesdroogd poeder. Meng de oplossing grondig en bewaar deze op ijs voor onmiddellijk gebruik.
  4. Voer de procedure op ijs uit door een spuit te gebruiken om Ang II-oplossing op te zuigen en injecteer vervolgens achtereenvolgens 200 μl (concentratie van 3,91 mmol/l) in elk van de zes osmotische pompkamers (zie materiaaltabel).
  5. Activeer de osmotische drukaandrijving door de pomp gedurende 48 uur onder te dompelen in een steriele zoutoplossing van 37 °C.
    OPMERKING: Vul de osmotische pompen voor de schijnoperatiegroep met een gelijk volume zoutoplossing. Omdat Ang II lichtgevoelig is, moet de procedure worden uitgevoerd onder volledige lichtbescherming.

2. Implantatie van de osmotische pompen en bouw van model 6

  1. Voorbereiding en anesthesie van dieren
    1. Vasten de muizen gedurende 4 uur met vrije toegang tot water. Weeg vervolgens elke muis en bereken de juiste dosis verdovingsmiddel (80 mg/kg pentobarbitalnatrium)10.
    2. Verdoof de muizen via intraperitoneale injectie van de berekende dosis pentobarbital-natrium.
      OPMERKING: Het hanteren van pentobarbital vereist naleving van de voorschriften, gebruik in een zuurkast, het dragen van beschermende uitrusting en het etiketteren van restvloeistof voor gescheiden afvoer.
  2. Verwijder het haar van de dorsale huid over het gebied dat zich uitstrekt van de staartbasis tot het midden van de dorsale zone met behulp van een scheermes of ontharingscrème.
  3. Desinfecteer het geschoren gebied drie keer grondig met 70% ethanol11.
  4. Maak met een scalpel een onderhuidse incisie van 0,5 cm in het gedesinfecteerde gebied.
  5. Gebruik door de incisie een tang om het onderhuidse weefsel botweg naar de achterste nek te scheiden, waardoor een zak ontstaat.
  6. Richt het pomplichaam met de katheterpunt naar het hoofd van de muis gericht. Klem vervolgens de punt vast met een hemostatische tang en breng de pomp subcutaan in die richting in.
  7. Na de implantatie van de pomp hecht u het onderhuidse weefsel met onderbroken 6-0 resorbeerbare hechtingen en sluit u de huidincisie af met chirurgische hechtingen. Plaats de muis vervolgens in een voorverwarmde thermische mat van 37 °C totdat deze volledig hersteld is van de narcose (ongeveer 5-10 minuten).
  8. Laat de bereide Ang II-oplossing gedurende 28 dagen continu infuseren in de vooraf bepaalde dosis (1,46 mg/kg/d) via de osmotische pompen.
  9. Verzamel na voltooiing van de infusieperiode van 28 dagen alle experimentele gegevens. Verdoof de muizen vervolgens op dezelfde manier als bij eerdere anesthesieën, d.w.z. volgens de procedures beschreven in de stappen 2.1.1-2.1.2, en euthanaseer ze door cervicale dislocatie.

3. Bloeddruk meting

  1. Apparatuur (zie materiaaltabel) voorverwarmen: Stel het verwarmingsplatform in op 37-38 °C om vaatverwijding in de bloedvaten van de muizenstaart te garanderen.
  2. Pak de muis voorzichtig vast en plaats deze in de houder van het beveiligingssysteem, waarbij u ervoor zorgt dat de staart vrij door het achterste gat steekt. Maak vervolgens de blootgestelde staart grondig schoon met een met alcohol gedrenkt watje.
  3. Plaats een opblaasbare manchet aan de basis van de staart. Plaats de pulssensor ongeveer 5-10 mm distaal van de manchet op het middelste tot onderste staartgedeelte.
  4. Activeer het apparaat en wacht tot de pulsgolfvorm is gestabiliseerd voordat u verder gaat.
  5. Start de meetcyclus. Het systeem blaast de manchet automatisch op tot een druk van meer dan 200 mmHg om de bloedstroom af te sluiten en loopt vervolgens langzaam leeg met 2-3 mmHg per s. De sensor detecteert dat de pulsgolf weer verschijnt wanneer de stroom wordt hervat en bepaalt de systolische druk.
  6. Meet de systolische bloeddruk (SBP) met tussenpozen van 7 dagen na het modelleren, voor een totaal van vijf metingen. Noteer voor elke muis op elk tijdstip drie opeenvolgende metingen, met een rustperiode van 2 minuten tussen opeenvolgende metingen.
  7. Zet de muis na de metingen terug in zijn kooi met voedsel en water. Reinig de houder en de staarthuls om kruisbesmetting te voorkomen.

4. Meting van de hartfunctie

  1. Verdoof op dag 28 van het modelleren alle experimentele muizen met natriumpentobarbital (80 mg/kg pentobarbital-natrium).
  2. Plaats de muis in rugligging op een platform met constante temperatuur.
  3. Voer transthoracale echocardiografie uit met behulp van een ultrasoon systeem (zie materiaaltabel). Sluit de ledematen van de muis aan op elektroden op het platform om elektrocardiogram (ECG)-signalen te controleren.
  4. Verkrijg korte-asbeeldvorming ter hoogte van de borstspier via M-mode echografie om het hart te visualiseren en de hartfunctie te analyseren. Leg drie beelden per muis vast en neem het gemiddelde van de gegevens voor daaropvolgende analyse van de interne diastolische dimensie van de linkerventrikel (LVIDd), de systolische interne diameter van de linkerventrikel (LVIDs), de fractionele verkorting van de linkerventrikel (LVFS) en de linkerventrikel-ejectiefractie (LVEF).
    NOTITIE: Houd contact met de sonde met de borstwand zonder de borstholte samen te drukken; zorg voor een M-mode bemonsteringslijn loodrecht op het ventrikelseptum; Voer continue metingen uit gedurende ≥ 3 hartcycli om gemiddelde waarden te verkrijgen.

5. Masson kleuring

  1. Hartbemonstering en -fixatie
    1. Verdoof de muis met natriumpentobarbital (80 mg/kg pentobarbitalnatrium). Maak vervolgens met een schaar een longitudinale incisie van ongeveer 1,5 cm in de borstholte, ligate de belangrijkste hartvaten en snijd het hart snel weg om tractieletsel te voorkomen12.
    2. Spoel het uitgesneden hart onmiddellijk af met voorgekoelde PBS om bloed te verwijderen en dep voorzichtig overtollig vocht weg met schoon filterpapier. Voer vervolgens een dwarsdoorsnede uit langs de papillaire spier om een 3 mm dikke weefselplak te verkrijgen.
    3. Dompel de hartmonsters voor fixatie gedurende meer dan 48 uur onder in 4% paraformaldehyde, waarbij u zorgt voor een minimale weefsel/fixatieve volumeverhouding van 1:10.
  2. Verwijder het hartweefsel uit het 4% paraformaldehydefixeermiddel. Snijd vervolgens onder een zuurkast het weefsel met een dikte van 4 μm dun in plakjes met een chirurgisch mes en breng de plakjes over naar een dehydratatiecassette13.
  3. Laad weefselsecties in de dehydrator en voer de volgende stappen uit: 70% ethanol, 80% ethanol, 95% ethanol gedurende elk 1 uur; 100% ethanol I & II gedurende 45 minuten elk; xyleen I & II elk 30 minuten lang.
  4. Bedrijk het weefsel in paraffine en stol de blokken vervolgens op een voorgekoelde koude plaat van -20 °C.
  5. Gebruik een paraffinemicrotoom om 4 μm dikke longitudinale doorsneden te verkrijgen van de in paraffine ingebedde weefselblokken. Dompel de secties vervolgens achtereenvolgens 5 minuten onder in de volgende oplossingen om ze te deparaffineren en te rehydrateren: xyleen I, xyleen II, absolute ethanol, 95% ethanol, 80% ethanol, 70% ethanol en ten slotte gedestilleerd water.
  6. Dompel het weefsel gedurende 8 minuten onder in de bereide Weigert's oplossing voor het kleuren van ijzerhematoxyline. Spoel vervolgens herhaaldelijk af met gedestilleerd water om overtollige vlekkenoplossing te verwijderen. Differentieer in zure ethanoldifferentiatieoplossing gedurende 5 s, gevolgd door blauwing in Masson's blauwoplossing gedurende 5 minuten. Spoel tot slot af met gedestilleerd water14.
  7. Kleur de secties gedurende 10 minuten met karmijnrood en breng ongeveer 200-300 μL per glaasje aan om een volledige en uniforme dekking van het weefsel te garanderen. Spoel de secties vervolgens gedurende 1 minuut uit met 0,2% ijsazijn.
  8. Behandel de secties met fosfomolybdische zuuroplossing gedurende ongeveer 5 minuten, of totdat de spiervezels rood worden. Kleur vervolgens de secties gedurende 5 minuten met een voldoende hoeveelheid anilineblauwe oplossing om het weefsel volledig te bedekken (meestal 200-300 μl per objectglaasje). Spoel tot slot de secties af met 0,2% ijsazijnoplossing15.
  9. Dehydrateer de secties door middel van een gegradeerde ethanolreeks. Ga verder met het klaren van de weefsels met xyleen met behulp van drie onderdompelingen van elk 1-2 minuten.
  10. Monteer de secties door een kleine hoeveelheid neutrale hars aan te brengen en af te dekken met een dekglaasje.
  11. Microscopisch (zie materiaaltabel) onderzoek: observeer met Masson gekleurde weefsels bij een vergroting van 40×, 20× en 10×. Fotografeer elke dia om representatieve afbeeldingen te behouden.
    OPMERKING: Gooi al het afval weg in overeenstemming met de veiligheidsprotocollen van de instelling. Verzamel zure differentiatieoplossing en ijsazijn in corrosiebestendige vaten, neutraliseer afval met een hoge concentratie tot pH 6-8 en meng niet met alkalische oplossingen. Bewaar ethanol in explosieveilige vaten op een koele plaats, uit de buurt van vuurbronnen. Bewaar xyleen in bruine vaten, werk in een zuurkast met gedragen beschermende uitrusting en meng geen zuren (stoffen) met ethanol. Plaats dierlijk weefsel in geëtiketteerde containers, sluit ze af en bewaar ze onder vrieskou16. Breng ten slotte al het afval over naar gekwalificeerde beroepsinstellingen voor verwijdering; Het mengen van afval of het terloops weggooien ervan is ten strengste verboden.

6. Statistische analyse

  1. Verzamel alle numerieke gegevens en analyseer met behulp van GraphPad Prism 9.0.
  2. Gebruik de onafhankelijke steekproef t-toets om de verschillen tussen groepen te analyseren.
  3. Stel statistische significantie in als **P < 0,01 voor zeer significant en *P < 0,05 voor significant.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Twaalf muizen werden subcutaan geïmplanteerd met osmotische pompen en overleefden. Modelgroep ontwikkelden allemaal hypertensie (n = 6). Zeven dagen na implantatie was de gemiddelde SBP in de modelgroep hoger dan 160 mmHg (Figuur 1A). Op dag 14, 21 en 28 bleef de SBP in de modelgroep consequent boven de 160 mmHg. Daarentegen handhaafde de groep voor schijnchirurgie gedurende het hele experiment normale SBP-waarden (ongeveer 90-110 mmHg) zonder significante verhoging.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol optimaliseerde de belangrijkste stappen die betrokken zijn bij de continue infusie van Ang II om hypertensieve myocardiale fibrose te induceren met behulp van een osmotische pomp en detailleerde de kritieke aspecten, zoals de implantatiepositionering van de osmotische pomp en de instelling van de Ang II-concentratie. De pomp van model 2004 werd gekozen voor de duur van 4 weken en de Ang II-dosis werd berekend op basis van de nominale infusiesnelheid, rekening houdend met min...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle auteurs verklaren dat dit manuscript geen belangenconflicten vertoont.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82074378), het Project van de afdeling Wetenschap en Technologie van de provincie Sichuan (2022YFS0618), het Project van het Office of Science & Technology en het talentwerk van Luzhou (2023JYJ029), 2024 Traditional Chinese Medicine Guangdong Provincial Laboratory Project (HQCML-C-2024005), Shenzhen Science and Technology Program (JCYJ20230807094603007, JCYJ20240813152440051), Shenzhen Medical Research Fund (A2403028), Sichuan Medical Association Project (Q2025014) en het project van de Southwest Medical University (2024ZKZ007, 2024ZKY073, 2023ZYYQ04). De financier had geen rol in de onderzoeksopzet, data-analyse of beslissing om te publiceren.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Ang IISigma-Aldrich CorporationSigma, A9525
Animal anesthesia machineShenzhen Reward Life Science Co., LtdR530
Animal ventilatorShenzhen Reward Life Science Co., LtdR415
GraphPad Prism GraphPad Software Inc.Version 9.0
Intelligent non-invasive blood pressure monitorNippon Soft Dragon Co., LtdSoftron, BP-98A
Light microscopeYijingtong Optical Technology (Shanghai) Co., LtdOLYMPUS, SZ61TR
Masson Tricolor Staining Solution and KitBeijing Soleibao Technology Co., LtdSolarbio, G1340
MiceChengdu Dossy Exprimental Animals CO., LtdC57BL/6J
Osmotic pumpsALZA CorporationAlzet, Model 2004
Ultrasound imaging systemsFUJIFILM VisualSonics Corporation, CanadaFUJIFILM, Vevo 3100

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zhao, D., Liu, J., Wang, M., Zhang, X., Zhou, M. Epidemiology of cardiovascular disease in China: current features and implications. Nat Rev Cardiol. 16 (4), 203-212 (2019).
  2. Czubryt, M. P., Hale, T. M. Cardiac fibrosis: pathobiology and therapeutic targets. Cell Signal. 85, 110066(2021).
  3. Young, C. N., Davisson, R. L. Angiotensin-II, the brain, and hypertension: an update. Hypertension. 66 (5), 920-926 (2015).
  4. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on experimental hypertension: I. the production of persistent elevation of systolic blood pressure by means of renal ischemia. J Exp Med. 59 (3), 347-379 (1934).
  5. Mezzano, S. A., Ruiz-Ortega, M., Egido, J. Angiotensin II and renal fibrosis. Hypertension. 38 (3), 635-638 (2001).
  6. Liu, Q., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits hypertensive myocardial fibrosis via balancing TGF-β1/Smad3/Erbb4-IR/miR-29b pathway. Sci Rep. 15 (1), 25127(2025).
  7. Han, Y. J., Hu, W. Y., Piano, M., De Lanerolle, P. Regulation of myosin light chain kinase expression by angiotensin II in hypertension. Am J Hypertens. 21 (8), 860-865 (2008).
  8. Dikalova, A., et al. Nox1 overexpression potentiates angiotensin II-induced hypertension and vascular smooth muscle hypertrophy in transgenic mice. Circulation. 112 (17), 2668-2676 (2005).
  9. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: a mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  10. Taiji, S., et al. Changes in breathing pattern during severe hypothermia and autoresuscitation from hypothermic respiratory arrest in anesthetized mice. Physiol Rep. 9 (23), e15139(2021).
  11. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  12. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  13. Liu, M., et al. Zhilong Huoxue Tongyu capsule inhibits rabbit model of hyperlipidemia and atherosclerosis through NF-κB/NLRP3 signaling pathway. Heliyon. 9 (11), e20026(2023).
  14. Foot, N. C. The Masson trichrome staining methods in routine laboratory use. Stain Technol. 8 (3), 101-110 (1933).
  15. Van De Vlekkert, D., Machado, E., D'azzo, A. Analysis of generalized fibrosis in mouse tissue sections with Masson's trichrome staining. Bio Protoc. 10 (10), e3629(2020).
  16. Bansod, H. S., Deshmukh, P. Biomedical waste management and its importance: a systematic review. Cureus. 15 (2), e34589(2023).
  17. Li, X., et al. Epigenetics-based therapeutics for myocardial fibrosis. Life Sci. 271, 119186(2021).
  18. Villalobos, E., et al. Fibroblast primary cilia are required for cardiac fibrosis. Circulation. 139 (20), 2342-2357 (2019).
  19. Percie Du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. Br J Pharmacol. 177 (16), 3617-3624 (2020).
  20. Kawada, N., et al. A mouse model of angiotensin II slow pressor response: role of oxidative stress. J Am Soc Nephrol. 13 (12), 2860-2868 (2002).
  21. Tamplin, M. R., et al. Longitudinal testing of retinal blood flow in a mouse model of hypertension by laser speckle flowgraphy. Transl Vis Sci Technol. 10 (2), 16(2021).
  22. Lever, A. F., Lyall, F., Morton, J. J., Folkow, B. Angiotensin II, vascular structure and blood pressure. Kidney Int Suppl. 37, S51-S55 (1992).
  23. Kuwahara, F., et al. Hypertensive myocardial fibrosis and diastolic dysfunction: another model of inflammation. Hypertension. 43 (4), 739-745 (2004).
  24. Schultz, J. E. L., et al. TGF-β1 mediates the hypertrophic cardiomyocyte growth induced by angiotensin II. J Clin Invest. 109 (6), 787-796 (2002).
  25. Ye, S., et al. Celastrol attenuates angiotensin II-induced cardiac remodeling by targeting STAT3. Circ Res. 126 (8), 1007-1023 (2020).
  26. González, A., et al. Myocardial interstitial fibrosis in hypertensive heart disease: from mechanisms to clinical management. Hypertension. 81 (2), 218-228 (2024).
  27. Ock, S., et al. IGF-1 protects against angiotensin II-induced cardiac fibrosis by targeting αSMA. Cell Death Dis. 12 (7), 688(2021).
  28. Li, R., Frangogiannis, N. G. Integrins in cardiac fibrosis. J Mol Cell Cardiol. 172, 1-13 (2022).
  29. Wang, M. Y., et al. OTUD1 promotes hypertensive kidney fibrosis and injury by deubiquitinating CDK9 in renal epithelial cells. Acta Pharmacol Sin. 45 (4), 765-776 (2024).
  30. Ravanetti, F., et al. Modeling pulmonary fibrosis through bleomycin delivered by osmotic minipump: a new histomorphometric method of evaluation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (2), L376-L385 (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hypertensive Myocardial FibrosisAngiotensin IIOsmotic PumpMouse ModelCollagen DepositionSubcutaneous ImplantationSystolic Blood PressureLeft Ventricular FunctionPhenotype VerificationModel Evaluation
Video Coming Soon

Related Articles