Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Hele mount immunokleuring van foetale en neonatale muiseierstokken

307 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69455

⸱

28 april 2026

 ,  ,  , 
1Department of Biology, Syracuse University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een methode voor volledige immunolabeling van zich ontwikkelende eierstokken, met toepassingen op andere kleine weefsels.

Samenvatting

De ovariumreserve bestaat uit de oocyten die een vrouw kan voortplanten en worden gevonden in primordiale follikels, elk met één oocyt omringd door meerdere granulosacellen. De oocyten beginnen als primordiale kiemcellen die buiten de gonade worden gevormd en migreren naar de zich ontwikkelende eierstok tijdens de embryonale ontwikkeling. Zodra ze de eierstok bereiken, worden ze oogonia en delen ze zich door mitose, met onvolledige cytokinese, waarbij clusters van onderling verbonden cellen ontstaan, zogenaamde kiemcelcysten. Terwijl ze in cysten zitten, gaan de cellen in meiose en worden ze oocyten. Bij de muis beginnen twee dagen voor de geboorte de cysten uit elkaar te breken en wordt elke eicel verpakt in een primordiale follikel. Slechts enkele oocyten overleven tijdens dit proces, de rest ondergaat apoptose. De regulatie van cysteafbraak en de vorming van primordiale follikels is slechts gedeeltelijk begrepen, en het identificeren van de betrokken moleculen is cruciaal om dit proces te begrijpen. Volledige immuniteitskleuring van zich ontwikkelende eierstokken kan worden gebruikt om de lokalisatie van potentiële regulerende moleculen te bepalen en om effecten op de vorming van primordiale follikels door mutatie of andere moleculaire veranderingen te beoordelen met behulp van oocyt- en somatische celmarkers. Eierstokken worden geoogst van foetale of neonatale muizen, gefixeerd in formaldehyde en geblokkeerd. De eierstokken worden vervolgens blootgesteld aan antilichamen tegen een eiwit van belang, gevolgd door secundaire antilichamen die geconjugeerd zijn aan een fluorescerende tag die de primaire antistoffen detecteren. Ten slotte worden de eierstokken gemonteerd en onderzocht met een confocale microscopie. Deze procedure kan meerdere eiwitten van belang detecteren en kan worden toegepast op andere kleine weefsels, zoals foetale muistestikels.

Inleiding

Volledige montage immunokleuring gecombineerd met confocale beeldvorming is een krachtige methode om eiwitexpressie en celmorfologie in kleine weefsels te analyseren zonderte snijden. Bij deze methode worden weefsels eerst geoogst, gefixeerd en geblokkeerd, waarna ze worden blootgesteld aan antilichamen tegen de eiwitten van belang. De antilichamen worden ofwel direct geconjugeerd aan fluoroforen of gevolgd door labeling met secundaire antilichamen die geconjugeerd zijn aan fluoroforen die de primaire antilichamen herkennen. Het weefsel wordt vervolgens geïncubeerd met de fluorescerende kleurstof 4',6-diamidino-2-fenylindool (DAPI) om celkernen te visualiseren. Deze stap is belangrijk om ruimtelijke oriëntatie te bieden bij het beelden van het weefsel. Ten slotte wordt het weefsel gemonteerd en visualiseerd met een confocale microscopie. Een andere techniek die is gebruikt om weefselmorfologie te bestuderen, is het inbedden van het weefsel in paraffine, het doorsnijden en labelen met kleurstoffen zoals hematoxyline en eosine, of met antistoffen. Alternatief kunnen diepvriesdelen worden voorbereid en immunogekleurd. Helaas betreffen beide technieken sectie, wat resulteert in het verlies van driedimensionale informatie. Hoewel seriële secties kunnen helpen, is analyse tijdrovend en vereist het bekijken van een groot aantal secties. De hele montagemethode is dus voordelig omdat deze de driedimensionale structuur van het weefsel behoudt, die met optische doorsneden kan worden weergegeven.

De ontwikkeling van primordiale kiemcellen (PGC's) tot oocyten en de assemblage van oocyten tot primordiale follikels zijn essentieel voor vrouwelijke vruchtbaarheid. PGC's vormen extraembryonaal en moeten tijdens de embryonale ontwikkeling naar de eierstok migreren. Zodra de PGC's bij de eierstok aankomen, beginnend rond embryonale dag (E) 10,5 bij de muis, worden ze geclassificeerd als oogonia2. De oogonie ondergaan mitose, maar met onvolledige cytokinese, waarbij onderling verbonden clusters van cellen worden gevormd, zogenaamde kiemcelcysten3. Oogonia begint bij E 13,5 in meiose, wordt oocyten en gaat door profase I naar het diploteenstadium. Naarmate de oocyten zich ontwikkelen, breken de cysten uiteen, waardoor elke oocyt omgeven kan worden door een laag granulosacellen, die primordiale follikels vormen die elk een diploteengestopte oocyt4 bevatten. Er is een verlies van een groot aantal oöcyten gelijktijdig met de afbraak van de cyste, en men denkt dat dit belangrijk is voor kwaliteitscontrole tijdens de vorming van primordiale follikels. Het aantal diploteengearresteerde oocyten in primordiale follikels vormt de ovariumreserve van eicellen die beschikbaar zijn voor voortplanting en is direct gerelateerd aan vruchtbaarheid. Als follikelvorming wordt verstoord, kan dit leiden tot een kleinere eierstokreserve, wat de voortplantingslevensduur van vrouwen beperkt.

Whole mount immunokleuring werd gebruikt om de expressie van eiwitten te identificeren en te analyseren tijdens de ontwikkeling van embryonale, foetale en neonatale oocyten. Onderzochte moleculen zijn onder andere MSY2, SYCP3, ESR1, ESR2, CYP19A1, 3βHSD, KIT en STAT3 5,6,7,8,9. Deze techniek is ook uitgebreid gebruikt om te ontdekken hoe de vorming van primordiale follikels wordt gereguleerd. Foetale of neonatale eierstokken werden gekweekt en blootgesteld aan signaalmoleculen of remmers. Oocyten in gekweekte eierstokken ondergaan primordiale follikelvorming vergelijkbaar met in vivo10. Ovariumkweek is met succes gebruikt om steroïde hormoon 6,10,11, KIT8 en PI3K signalering12 te onderzoeken tijdens deze fase van de eierstokontwikkeling. Na kweek wordt whole mount immunokleuring toegepast met antilichamen tegen DEAD box helicase 4 (DDX4, ook bekend als Mouse vasa homolog (MVH)), een eiwit dat tot expressie komt in het cytoplasma van oocyten. Vervolgens worden de eierstokken onderzocht met een confocale microscopie om de vorming van primordiale follikels te beoordelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures waarbij muizen werden gebruikt, zijn beoordeeld en goedgekeurd door het Institutionele Dierverzorgings- en Gebruikscomité van Syracuse University (IACUC). Het volgende protocol is bedoeld voor het labelen van neonatale muiseierstokken op postnatale dagen 1–5 (zie Figuur 1 voor schema). De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Het oogsten en fixeren van eierstokken

  1. Euthanaser neonatale C57BL/6-muizen volgens de "Guide for the Care and Use of Laboratory Animals" van de National Institutes of Health en door IACUC goedgekeurde dierenprotocollen. Dissectie eierstokken in 1x fosfaatgeborrelde zoutoplossing (PBS).
    OPMERKING: Voor deze procedure werden neonatale muizen geëuthanaseerd door onthoofding, zoals goedgekeurd in ons IACUC-dierprotocol. Mannetjes en vrouwtjes van de C57BL/6 muisstam zijn bij pasgeborenen te onderscheiden door de aanwezigheid van een kleine donkere vlek tussen de anogenitale openingen bij mannetjes. Om de eierstokken te ontleden, snijd je eerst in de maag en schep je de darmen eruit. Open vervolgens de buik met een middenlijninsnijding naar de staart en maak vervolgens twee horizontale sneden. Lokaliseer de eierstokken onder elke nier, isoleer elke eierstok en verwijder overtollig weefsel.
  2. Plaats eierstokken direct in 600 μL 5,3% paraformaldehyde (PFA; 16% EM-kwaliteit PFA verdund in 1x PBS) (fix) in een microfugebuis bij kamertemperatuur (RT). Breng de eierstokken 's nachts (O/N) in fixatie op een nutator (O/N) bij 4 °C.
    VOORZICHTIG: Paraformaldehyde is giftig. Gebruik in een afzuigkap of goed geventileerde ruimte. Draag handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding om huid- en oogcontact te voorkomen. Gooi het weg als gevaarlijk afval.
  3. Verwijder fix en was de eierstokken twee keer in 1 ml 0,1% Triton X-100 in 1x PBS (PT) snel, en één keer per 1 ml PT op nutator gedurende minstens 30 minuten bij RT. Incubeer in 1 mL PT + 5% BSA (Block) gedurende minstens 30 minuten bij RT op nutator of bewaar tot 2 weken op 4 °C.

2. Incuberen met primaire en secundaire antilichamen

  1. Incubeer met primaire antilichamen verdund in 500 μl PT + 5% BSA O/N bij 4 °C op nutator. Drie keer wassen met 1 mL PT + 1% BSA, 30 minuten op RT op nutator.
    OPMERKING: Verdunning hangt af van het antilichaam. Representatieve gegevens hier zijn gelabeld met DDX4 verdund 1:200. Antilichamen tegen twee verschillende eiwitten kunnen tegelijkertijd worden gebruikt, zolang de primaire antilichamen in twee verschillende soorten worden gemaakt en één secundaire niet wordt gemaakt in de soort die de andere secundaire herkent (gebruik geen geitenanti-muis-Alexa 488 en ezel-anti-geit-Alexa 568).
  2. Tijdens het incuberen van eierstokken met primaire antilichamen, incubeer je het verdund secundaire antilichaam met een snufje embryopoeder in 500 μL PT + 5% BSA O/N bij 4 °C op nutator (bedekt met folie) om de niet-specifieke binding van het secundaire antilichaam te verminderen. Centrifugeer het secundaire antilichaam op 6000 x g gedurende 30 seconden om het residupoeder onderaan op te vangen. Zorg ervoor dat je dit residu niet optrekt bij het secundair overbrengen naar de monsterbuis.
    OPMERKING: Verdunning hangt af van het antilichaam. Representatieve gegevens hier zijn gelabeld met geitenanti-konijn Alexa 488 verdund 1:200.
  3. Incubeer met voorgeabsorbeerde fluorescerende secundaire antistof (gemaakt in stap 2.2) gedurende 2–4 uur bij RT op nutator. Vanaf dit punt bedek je met folie. Was drie keer in 1 mL PT + 1% BSA, gedurende 30 minuten op RT op een nutator.

3. Kernen labelen met DAPI en het monteren van eierstokken op een dia.

  1. Incubeer in DAPI 1:1000 in PBS gedurende 90 minuten bij RT. Was één keer met 1 mL 1x PBS.
  2. Overbreng eierstokken naar een microscoopglaasje met een brede 200 μL micropipettip. Verwijder overtollig PBS met naald/spuit. Voeg 3 druppels montagemateriaal toe aan de eierstokken.
  3. Breng voorzichtig een deklaag aan bovenop de eierstokken, zodat het bevestigingsmateriaal zich verspreidt tot aan de randen van de dekfolie. Sluit de randen van de deklaag af met nagellak en laat de nagellak drogen, bewaar dan bij -20 °C.

4. Bereiding van embryopoeder

  1. Homogeniseer ~ E 12.5–E 14.5 muisembryo's in een minimaal volume ijskoude 1x PBS. Voeg 4 volumes ijskoud aceton toe, meng en laat het 30 minuten op ijs incuberen.
    VOORZICHTIG: Aceton is brandbaar en irriteert oog en huid. Gebruik in een afzuigkap of goed geventileerde ruimte. Draag handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding om huid- en oogcontact te voorkomen. Gooi het weg als gevaarlijk afval.
  2. Centrifugeer op 10.000 x g gedurende 10 minuten, verwijder het supernatant, was de pellet met ijskoud aceton en laat het opnieuw draaien.
  3. Verspreid de pellet over een vel filterpapier, plaats het in een plastic bakje en laat O/N drogen in een chemische kap. Maal tot een fijn poeder, laat volledig aan de lucht drogen en bewaar bij -20 °C.

5. Analyse van eiwitexpressie door confocale microscopie

  1. Na labeling van het eiwit van interesse, visualiseer het met confocale microscopie. Voor het onderzoeken van eiwitexpressie gebruiken we doorgaans 3–4 dieren (6–8 eierstokken) en maken we meerdere afbeeldingen van elke eierstok.
    OPMERKING: De beelden beschreven in de sectie met representatieve resultaten zijn verkregen met ofwel een draaiende schijf confocale microscoop of een confocale laserscanningmicroscoop. De gebruikte parameters worden beschreven in het gedeelte over representatieve resultaten en variëren afhankelijk van de gebruikte microscoop.

6. Analyse van de vorming en ontwikkeling van primordiale follikels door confocale microscopie

  1. Na het labelen van eierstokken voor een cytoplasmatische oocytenmarker zoals DDX4, wijst je voor elke eierstok willekeurig twee gebieden of "kernen" toe voor visualisatie.
    OPMERKING: Een kern bestaat uit 4 hoofdoptische secties van 212 × 212 μm en elk gescheiden zijn door een diepte van 15–20 μm. De 4 optische secties beslaan zowel de cortex als de medulla om ervoor te zorgen dat alle gebieden van de eierstok worden onderzocht. Voor elke eierstok zijn er 2 kernen met 4 optische secties, wat in totaal 8 secties betekent (zie Figuur 2).
  2. Na het beelden van het hoofdoptische gedeelte voor analyse, neem je een Z-stack van 5 beelden boven en 5 beelden onder het hoofdgedeelte, elk 1 μm uit elkaar. Voor elke hoofdsectie telt je het totale aantal oöcyten in de sectie
  3. Bepaal vervolgens voor elke oocyt in het hoofdgedeelte of deze geassocieerd is met een andere oocyt door het hoofdgedeelte en ook de stapel secties te onderzoeken om te bepalen of de eicellen in het hoofdgedeelte geassocieerd waren met oocyten boven of onder het focusvlak. Tot slot bepaal je voor elke enkele oocyt welk stadium van follikelontwikkeling het is (primordial, primair of secundair).
    OPMERKING: Het wordt aanbevolen om ten minste 4 dieren (8 eierstokken) te analyseren om statistisch significante gegevens te verkrijgen.

7. Gebruik van propidiumjodide als alternatieve nucleaire marker

  1. Na stap 2.3 incubeer je 30 minuten in 0,1 mg/ml RNase A (10 μL van 10 mg/ml in 1 mL PT + 1% BSA). Verwijder RNase A en incubeer in 10 μg/mL propidiumjodide (10 μL van 1 mg/mL in 1 mL PT + 1% BSA) gedurende 20 minuten bij RT op een nutator. Bedek de buis vanaf dit punt met folie.
    VOORZICHTIG: Propidiumjodide is giftig en mutagen. Gebruik in een afzuigkap of goed geventileerde ruimte. Draag handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding om huid- en oogcontact te voorkomen. Gooi het weg als gevaarlijk afval.
    OPMERKING: Toto-3 kan ook worden gebruikt als nucleaire marker.
  2. Verwijder propidiumjodide en was 30 minuten in 1 mL PT + 1% BSA. Sla stap 3.1 (DAPI-kleuring) over.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Typische resultaten van de hier beschreven immunokleuringsmethode worden getoond. Beelden in Figuur 3, Figuur 4, Figuur 5 en Figuur 6 zijn genomen met een draaiende schijf confocale microscoop met een 40x olie-objectief, NA 1,3, met een belichtingstijd tussen 100–250 ms en laservermogen tussen 0,01 en 0,1%. In Figuur 3 zijn...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit rapport beschrijft een methode om hele eierstokken fluorescentief-labeld te labelen voor eiwitten van interesse. Deze procedure is uitgebreid gebruikt om de expressie van eiwitten tijdens de vorming van primordiale follikels te bepalen en ook om veranderingen in follikelvorming onder verschillende omstandigheden te karakteriseren 4,5,6,7,8,9,10,11.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De beeldvorming werd uitgevoerd in het Blatt Imaging Center van de Syracuse University. De beelden in Figuur 7 zijn verkregen van een Zeiss LSM980 met Airyscan2, ondersteund door NIH S10 OD026946-01A1. Dit werk werd ondersteund door subsidies R03 HD102016 en R21 HD112756 van de NIH (aan MEP).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
anti Human VASA (gemaakt in geit)R&DAF2030
anti-DDX4/MVH (gemaakt in konijn)Abcamab13840
anti-GCNA1/TRA98 (gemaakt in rat)Abcamab82527
Bovine Serum Albumine (BSA)FisherBP-1600
Dekglasjes 22 x 22 #1.5Warner Instruments64-0721
DAPI (poeder)Sigma AldrichD-9542maak een oplossing van 5 mg/ml in dH2O
Dissectie microscoop
Donkey anti-Goat Alexa 568InvitrogenA11057
Donkey anti-Mouse Alexa 488InvitrogenA21202
Donkey anti-Rabbit Alexa 568InvitrogenA10042
Donkey anti-Rabbit Alexa 647InvitrogenA31573
Donkey anti-Rat Alexa 488InvitrogenA21208
Ethanol 200 proofPharmco111000200
Fijne schaar - scherpFine Science Tools14060-09voor fijn werk om eierstok te verwijderen en overtollig weefsel te trimmen
Forceps (Dumont pincet, Style 5)Electron Microscopy Science72705-01 (0209-5-PO)
Goat anti-Rabbit Alexa 488InvitrogenA11008
Microcentrifugebuisjes 1,5 mLThermo Scientific3451PK
MicroscoopglaasjesFisherbrand12-550-123
Roterende mixerLabNetS0500
Paraformaldehyde 16%Electron Microscopy Science15710
Petri-schalen 100 x 15 mmBioplast Manufacturing940-10774
Fosfaatgebufferde zoutoplossing 1X(Fisher) S271-1;             (Sigma) P9541-500G; (Fisher) BP332-500; (Fisher) P285-500800 mL MQ H2O                     80 g NaCl                          2,0 van KCl                            14,4 g Na2HPO4          2,4 g KH2PO4          Pas de pH aan tot 7,4 met HCl; eindvolume 1 L Verdun vervolgens van 10X naar 1X voor gebruik
PinhouderFine Science Tools26016-12om een rechte naald in een lichte curve gebogen vast te houden
PipetfiltertipsOneTip(10uL) 1121-3810;             (20 uL) 1120-1810;          (200 uL) 1120-8810;        (1000 uL XL) 1122-1830
PipettipsOneTIp(10 uL) 1111-3800;          (200 uL) 1111-1800;     (1250 uL) 1112-1820
Pipetten 0,2-2, 2-20, 20-200, 100-1000Gilson(0,1-2 uL) F144054M;    (2-20 uL) F144056M;   (20-200 uL) F144058M;    (100-1000 uL) F144059M
Propidiumjodide, 1mg/ml in dH2OInvitrogenP3566
RNase A poederSigma AldrichRG513-50mgmaak een oplossing van 10 mg/ml in 0,1 M natriumacetaat (pH 5,2). Verhit gedurende 15 min. op 100 oC. Afkoelen tot RT en pas de pH aan door 0,1 volume van 1 M Tris-Cl (pH 7,4) toe te voegen
Rechte naaldrechte naald gebogen in een curve voor het afsnijden van overtollig weefsel van de eierstok
Triton X-100Thermo ScientificX100-100ML
Tuberculin spuit 28G x 1/2Tyco/Healthcare Kendall Monoject1180128012
VectashieldVector LabratoriesH-1900
Wagner schaarFine Science Tools14068-12Voor onthoofding en grotere sneden
Pipettip met brede boring 20 ulLabCon1026-965-008-9

Referenties

  1. Wong, F. C. K. Whole-mount immunofluorescence staining of early mouse embryos. Methods Mol Biol. 2214, 143-155 (2021).
  2. Monk, M., McLaren, A. X-chromosome activity in foetal germ cells of the mouse. J Embryol Exp Morphol. 63, 75-84 (1981).
  3. Pepling, M. E., Spradling, A. C. Female mouse germ cells form synchronously dividing cysts. Development. 125, 3323-3328 (1998).
  4. Pepling, M. E., Spradling, A. C. Mouse ovarian germ cell cysts undergo programmed breakdown to form primordial follicles. Dev Biol. 234 (2), 339-351 (2001).
  5. Burks, D. M., et al. Molecular analysis of the effects of steroid hormones on mouse meiotic prophase I progression. Reprod Biol Endocrinol. 17 (1), 105(2019).
  6. Chen, Y., Breen, K., Pepling, M. E. Estrogen regulates oocyte cyst breakdown and primordial follicle assembly via multiple pathways in the neonatal mouse ovary. J Endocrinol. 202 (3), 407-417 (2009).
  7. Dutta, S., Mark-Kappeler, C. J., Hoyer, P. B., Pepling, M. E. The steroid hormone environment during primordial follicle formation in perinatal mouse ovaries. Biol Reprod. 91 (3), 68(2014).
  8. Jones, R. L., Pepling, M. E. Kit signaling regulates primordial follicle formation in the neonatal mouse ovary. Dev Biol. 382 (1), 186-197 (2013).
  9. Murphy, K., Carvajal, L., Medico, L., Pepling, M. E. Expression of STAT3 in germ cells of developing and adult mouse ovaries and testes. Gene Expr Patterns. 5 (4), 475-482 (2005).
  10. Chen, Y., Jefferson, W. N., Newbold, R. R., Padilla-Banks, E., Pepling, M. E. Estradiol, progesterone, and genistein inhibit oocyte nest breakdown and primordial follicle assembly. Endocrinology. 148 (8), 3580-3590 (2007).
  11. Pepling, M. E., et al. Differences in oocyte development and estradiol sensitivity among mouse strains. Reproduction. 139 (2), 349-357 (2010).
  12. Burton, J. J. N., Luke, A. J., Pepling, M. E. Regulation of mouse primordial follicle formation by PI3K signaling. Biol Reprod. 106 (3), 515-525 (2022).
  13. Burry, R. W. Controls for immunocytochemistry: An update. J Histochem Cytochem. 59 (1), 6-12 (2011).
  14. Pina, R., et al. Ten approaches that improve immunostaining: advances in immunofluorescence optimization. Int J Mol Sci. 23 (3), 1426(2022).
  15. Yau, C. N., et al. Principles of deep immunohistochemistry for 3D histology. Cell Rep Methods. 3 (5), 100458(2023).
  16. Buchwalow, I. B., Böcker, W. Immunohistochemistry: Basics and Methods. , Springer-Verlag. (2010).
  17. Ino, H. Antigen retrieval by heating for double-label fluorescent immunohistochemistry with identical species-derived antibodies. J Histochem Cytochem. 52 (9), 1209-1217 (2004).
  18. Myers, M., Britt, K. L., Wreford, N. G., Ebling, F. J., Kerr, J. B. Methods for quantifying follicular numbers within the mouse ovary. Reproduction. 127 (5), 569-580 (2004).
  19. Boateng, R., et al. Whole ovary immunofluorescence, clearing, and multiphoton microscopy for 3D analysis of the ovarian reserve in mouse. J Vis Exp. (175), e62972(2021).
  20. Folts, L., et al. Oocount: A machine-learning-based approach to mouse ovarian follicle counting and classification. Biol Reprod. 113 (5), 1083-1101 (2025).
  21. Rinaldi, V. D., Bloom, J. C., Schimenti, J. C. Whole-mount immunofluorescence and follicle quantification of cultured mouse ovaries. J Vis Exp. (135), e57593(2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Primordiale follikelskiemcelcystenoocytmarkerssomatische celmarkersconfocale microscopiefoetale muiseierstokkenfollikelvorming

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.