Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ontwikkeling van een neonataal rattenmodel voor brachiale plexusgeboortebeschadiging

932 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69536

⸱

27 maart 2026

 ,  , 
1Division of Hand and Microvascular Surgery, Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Department of Plastic-, Reconstructive- and Hand Surgery, Radboud University Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol biedt een stapsgewijze instructie om een neonatale brachiale plexusletsel bij ratten te creëren, dat als model wordt gebruikt in onderzoek naar brachiale plexus-geboorteletsel.

Samenvatting

Het bestuderen van brachiale plexusgeboorteletsels (BPBI) is een uitdaging geweest vanwege heterogene klinische presentaties en beperkte betrouwbare diermodellen. Daartoe hebben we een chirurgisch protocol ontwikkeld dat reproduceerbaar een pan-plexaal neonatale brachiale plexusletsel induceert bij 5 dagen oude Sprague-Dawley rattenpups. In dit artikel worden stapsgewijze instructies gegeven voor het benaderen van de plexus brachialis bij een rattenjong. De techniek werd uitgevoerd op 15 Sprague Dawley rattenpups. Met behulp van een dorsale benadering onder operatieve microscopie werd een dorsale incisie van 5 mm gemaakt, beginnend aan de basis van de schedel richting het niveau van de C7-T1 wervelovergang. Stomp dissectie wordt doorgevoerd naar de trapeziusspier, gevolgd door dissectie via de onderliggende rhomboide- en levator scapulae-spieren. Na het identificeren van anatomische herkenningspunten zoals de wervelkolom en het schouderblad, werd de bovenste hoek van het schouderblad voorzichtig teruggetrokken om de plexus brachiale te visualiseren. De plexus brachiale was gelokaliseerd en dichtgebrand, wat blijkt uit waarneembare spiertrekkingen in het bovenste ledemate. Om zenuwregeneratie te voorkomen, werd een klein blok van een opneembare gelatinespons geplaatst tussen het proximale en distale uiteinde van de beschadigde zenuwen. Deze procedure werd succesvol uitgevoerd bij alle 15 rattenjongen met 87% overleving. Postoperatief en bij opoffering vertoonden alle overlevende ratten volledige panplexale verwondingen, waarmee dit model werd gevalideerd als effectief en reproduceerbaar voor onderzoek naar brachiale plexusgeboorteletsels.

Inleiding

Brachiale plexus geboorteletsel (BPBI) is een traumatische zenuwbeschadiging die optreedt tijdens de bevalling. Tractiekrachten tijdens een ingewikkelde bevalling, vaak als gevolg van schouderdystocie, langdurige bevalling of foetale macrosomie, leiden tot zwakte of verlamming in de aangedane arm1. De incidentie varieert van 1-2 per 1.000 levendgeborenen 2,3,4. Hoewel de meeste baby's hun volledige functie herstellen, heeft 30% blijvende symptomen naarmate ze volwassen worden, zoals functionele beperkingen, ongelijkheden in ledematenlengte, misvormingen en gewrichtscontracturen 5,6,7,8.

Het BPBI-model toont verschillende letselpatronen met implicaties voor behandeling en prognose. Bovenste plexusletsels (C5-C6, Erb-parese) komen het meest voor en bestaan voornamelijk uit ruptuur in plaats van avulsies9. Daarentegen vertonen pan-plexale letsels (C5-T1) vaak een gemengd patroon van schedelwortelrupturen en caudale avulsies10. Avulsies zijn preganglionaire verwondingen die het dorsale wortelganglion verstoren zonder mogelijkheid tot spontaneherstel.

De huidige klinische beheerstrategieën variëren van conservatieve fysiotherapie tot vroege microchirurgische zenuwreconstructie, afhankelijk van de ernst van het letsel12,13. Patiënten hebben vaak secundaire operaties nodig, waaronder loslating van zachte weefsels, peestransplantaties en osteotomieën, om de motorische functie, levenskwaliteit en secundaire musculoskeletale gevolgen verder te verbeteren. De effectiviteit van deze vroege en late interventies varieertechter tussen 14, 15, 16. Bovendien draagt de veranderde musculoskeletale ontwikkeling bij aan functionele beperkingen, ongelijkheden in ledematenlengte en andere misvormingen die momenteel niet behandelbaar zijn, wat de noodzaak van verder onderzoek benadrukt17,18. Daarom blijft er een dringende behoefte aan een betrouwbaar, haalbaar en reproduceerbaar diermodel om deze verwondingen te onderzoeken.

Knaagdiermodellen worden vaak gebruikt in brachiale plexusletselmodellen, waarbij muizen de meest voorkomende keuze zijn vanwege hun kosteneffectiviteit en eenvoudige hantering. Het creëren van een reproduceerbare neonatale plexusletsel aan de brachiale plexus kan echter anatomisch lastig zijn vanwege hun kleine formaat. Grote diermodellen zoals konijnen, varkens en primaten bieden verschillende voordelen voor modelcreatie, maar tegen een aanzienlijkhogere kosten. Ratten daarentegen zijn groter en genetisch meer op mensen dan muizen, terwijl ze aanzienlijk kosteneffectiever en toegankelijker zijn dan grotere diermodellen. Daarom blijft er behoefte aan een haalbaar en reproduceerbaar dier om BPBI te onderzoeken. Deze studie beschrijft een stapsgewijs panplexaal BPBI-creatiemodel bij neonatale ratten dat kan worden gebruikt om blessuremechanismen, behandelingsinterventies en korte- en langetermijngevolgen te bestuderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd met goedkeuring van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A0007335). De techniek werd uitgevoerd bij 15 Sprague-Dawley rattenjongen om haalbaarheid en langetermijnfunctionele uitkomsten te beoordelen.

1. Veeteelt

  1. Huisvest een meerporige, drachtige Sprague Dawley-rat (draagtijd: 14 dagen) in een fokbak (1354 cm2) met cellulose-papiergebaseerd beddengoed, verrijkt met nestmateriaal en kooiverrijkingen; Houd de kamertemperatuur aan op 21 °C met een relatieve luchtvochtigheid van 28% en een licht/donker cyclus van 12:12 uur. Geef rattenvoer en water ad libitum.
  2. Maak wekelijks kooien schoon; Laat de kooi 48 uur ongestoord na de bevalling van de pups. Om gewenning te bevorderen en stress te verminderen, bied auditieve geruststelling door zacht omgaan en spreken. Zorg er tijdens de late zwangerschap voor dat de dam gewend is aan de onderzoeker door dagelijks voorzichtig hanteren en geurconditionering door ethanol- en betadinegeurende wattenbolletjes in de kooi van de dam te plaatsen.
  3. Na de bevalling van de jongen plaats je traktaties in de kooi zonder de moeder te verstoren gedurende 48 uur of de kooi te openen.

2. Materiaalvoorbereiding

  1. Zorg ervoor dat alle benodigde chirurgische instrumenten voorbereid zijn vóór de operatie (zie de Materiaaltabel). Steriliseer alle chirurgische benodigdheden met een stoomautoclaaf bij 121 °C gedurende 1 uur.
  2. Maak een chirurgisch bed van uitgezet polystyreen. (Figuur 1)

3. Chirurgische voorbereiding

  1. Voer operaties uit bij rattenjongen op 5 dagen oud [variërend tussen 3 en 9 dagen].
  2. Induceer anesthesie door de rat in een inductiekamer te plaatsen met 2% isoflurane in 2 L/min zuurstof totdat de middelmatige tot diepe anesthesiefase is bereikt. Bevestig voldoende verdoving met een zachte knijp in de teen met een tang. Leg de rattenpup op een vooropgewarmde warmtemat. Houd de anesthesie op 1,5-2% isoflurane in zuurstof en monitor continu de ademhalingsfrequentie.
  3. Bepaal de juiste dosering van de pijnstiller op basis van het gewicht van de pup. Dien buprenorfine met verlengde afgifte toe (1 mg/kg s.c.) om de pijn te beheersen.
  4. Bereid een aseptische operatieplek voor door afwisselend drie scrubs betadine en ethanol toe te passen.
  5. Plaats de verdoofde pup in een buikligging op het kant-en-klaar chirurgische bed met neus en mond stevig in de neuskegel van de isoflurane verdamper (Figuur 1B).
  6. Om beweging tijdens de procedure te minimaliseren, plak je het hoofd van het rattenjong op de isoflurane-vaporizer en bedek je het onderste deel van het lichaam, net onder de bovenste ledematen, met folie.

4. Chirurgische benadering van de plexus brachiale

  1. Maak een incisie van 5 mm met een No. 11 mes, beginnend bij de basis van de schedel en caudaal doorlopend tot de C7-T1 wervelovergang (Figuur 1C).
  2. Dicht oppervlakkige slagaders zorgvuldig dicht terwijl je huidranden vermijdt.
  3. Voer een stomp dissectie uit totdat de trapeziusspier is bereikt.
  4. Dissectie de trapezius en de onderliggende ruit- en levator schouderbladspieren met behulp van cauterisatie. Plaats de cauteristpincet loodrecht op het weefsel om thermische schade aan de huidranden te voorkomen.
  5. Trek voorzichtig de bovenste hoek van het schouderblad in om de plexus brachiale te onthullen. Identificeer en isoleer de plexus brachiale via een stomp dissectie (Figuur 1D en Figuur 2A).
  6. Dicht de geïdentificeerde zenuwen van de plexus brachiale cauteratie met een bipolaire elektrocauterisatie ingesteld op 15, en bevestig succesvolle schade door spiertrekkingen in de bovenste ledematen te observeren.
  7. Plaats een klein stukje van een opneembare gelatinespons (ongeveer 2 mm bij 2 mm) tussen de proximale en distale segmenten van de plexus brachiale om zenuwregeneratie te voorkomen (Figuur 2B).
  8. Sluit de huid met een 7-0 absorberbare hechting in een continu hechtpatroon en breng een veterinaire weefsellijm aan om wonddehiscence te voorkomen (Figuur 3).

5. Postoperatief beheer

  1. Plaats het rattenjong op een verwarmingskussen met nestmateriaal uit de kooi van de rattendam (Figuur 4). Monitor de ademhalingsfrequentie en bewegingen van de rattenjong totdat deze terugkeert naar normale ademhalingspatronen.
  2. Om afstoting door de moeder te voorkomen, wrijf je de rattenjongen voorzichtig met het nestmateriaal van de thuiskooi voordat je hem terugzet bij de dam.
  3. Controleer de rattenpup drie keer per dag gedurende de eerste 48 uur na de operatie. Als er tekenen van pijn of het ontbreken van een melkvlek worden waargenomen, dien dan aanvullende analgesie toe (buprenorfine 0,05 mg/kg s.c.).
  4. Houd nauwlettend in de gaten op postoperatieve complicaties, waaronder wonddehiscentie, wondinfectie, verminderd gevoel in ledematen met mogelijke automutilatie, en kannibalisme van de moeder.
  5. Weeg de rattenpup dagelijks. Als de rattenjongen twee dagen lang gewichtsverlies vertoont of geen gewichtstoename vertoont, beschouw dit dan als een mislukking om te gedijen en ga door met euthanasie door een injectie van pentobarbital (390 mg/mL) intraperitoneaal.
  6. Beoordeel de motorische functie 1 dag na de operatie en volg wekelijks de motorische functie op met behulp van een schaal voor ledemaatbewegingen: 0 = afwezige functie, 1 = gedeeltelijke functie, 2 = normale symmetrische functie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De effectiviteit van de chirurgische techniek kan worden beoordeeld aan de hand van het ontbreken van beweging in het aangedane ledemaat, de aanwezigheid van contracturen, een verminderde bewegingsvrijheid en, bij opoffering, de mate van spieratrofie, verkorting van ledematen en morfologische bot- en spierverschillen vergeleken met het niet-aangetaste ledemaat. In totaal werden 15 rattenjongen in deze studie opgenomen. Tijdens de overlevingsperiode konden twee van de rattenjongen postope...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft de ontwikkeling van een plexusletsel brachiale plexus bij een neonatale rat om onderzoek te doen naar de korte- en langetermijnuitkomsten van BPBI, behandelopties te verkennen en de gevolgen te begrijpen.

Het gebruik van een niet-invasief knaagdiermodel om het plexusletsel brachiaal te bestuderen is eerder beschreven; Deze modellen zijn echter niet specifiek aangepast om een specifiek type zenuwletsel te repliceren21,2...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hoeven geen belangenconflicten aan te geven.

Dankbetuigingen

We erkennen Dr. Felicia Boynton, DVM, en Dr. Chris Gow, DVM, dankbaar voor hun deskundige begeleiding bij het omgaan met rattenjongen en rattendamen, perioperatieve en postoperatieve zorg van de rattenjongen, die aanzienlijk hebben bijgedragen aan de optimalisatie van dit protocol.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL Syringe Luer-Lok Tip BD 309628
7-0 Coated Vicryl (Polyglactin 910)EthiconJ576G
70% isopropylalcoholVet-One13985-598-01
Absorable gelatin sponge Surgifoam ETH1972
Betadine Solution 5% Povidone-Iodine Antiseptic Microbicide PBS Animal Health 11205
Nesting material Bed 'r NestBRN8SR
Bipolar CordsASSI ASSI.ATK26426
Buprenorphine (Base 0.5 mg/mL) Extended Release Wedgewood connect49426-0517-1
Cage enrichmentsTwist 'n Rich10003949
Cellulose based bedding Alpha DriNC2193839
Expanded polystyrene (Styrofoam)Fisher 22-130-407
FREER skin hookFreerMI2152
Gillies Skin Hook Semi-sharpDTRGHB2001
Isoflurane Auto-Flow Anesthesia MachineE-Z Systems EZ-190F
Isoflurane, USP Patterson Veterinary 1403-704-06
Jewelers Bipolar Forceps Non-Stick, 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm, tip diameterASSI ASSI.BPNS11223
Micro Scissors Bayonet StyleASSI ASSI.SNS21
Microscope (surgical) Leica M525 F40
Microsurgical Dumont #4 forceps Dumont Swiss made 1708-4TM-POAmbler Surgical 31-906
Microsurgical needle holder ASSI B-14-8
Nose Cone, 9mm, Mouse, length 2cmVetEquip921609
Pentobarbital-euthanasia vial (390 mg/mL) 250 mLFatal plus9373
Plastic food wrap foilPress 'n Seal Press'n-70-1-no3
Single-use Needles, 30 GBD 14-821-13A
Small Animal Heated Operating table (adjustable)Peco Services Ltd 69023
Stainless Steel Blade No. 11 Bard Parker371211
Sterile towel drape Dynarex Corporation 4410
Tissue adhesiveVetbond 3MNC9259532
Wood Handled Cotton Swabs and ApplicatorsFisher 22-363-157

Referenties

  1. Johnson, G. J., Denning, S., Clark, S. L., Davidson, C. Pathophysiologic origins of brachial plexus injury. Obstet Gynecol. 136 (4), 725-730 (2020).
  2. Abzug, J. M., Mehlman, C. T., Ying, J. Assessment of current epidemiology and risk factors surrounding brachial plexus birth palsy. J Hand Surg Am. 44 (6), e1-e515 (2019).
  3. Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. J Bone Joint Surg Am. 90 (6), 1258-1264 (2008).
  4. Walsh, J. M., et al. Neonatal brachial plexus injury: Comparison of incidence and antecedents between 2 decades. Am J Obstet Gynecol. 204 (4), e1-e324 (2011).
  5. Pondaag, W., Malessy, M. J., van Dijk, J. G., Thomeer, R. T. Natural history of obstetric brachial plexus palsy: A systematic review. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 138-144 (2004).
  6. Foad, S. L., Mehlman, C. T., Foad, M. B., Lippert, W. C. Prognosis following neonatal brachial plexus palsy: An evidence-based review. J Child Orthop. 3 (6), 459-463 (2009).
  7. Hoeksma, A. F., ter Steeg, A. M., Nelissen, R. G., van Ouwerkerk, W. J., Lankhorst, G. J., de Jong, B. A. Neurological recovery in obstetric brachial plexus injuries: An historical cohort study. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 76-83 (2004).
  8. Pondaag, W., Malessy, M. J. The evidence for nerve repair in obstetric brachial plexus palsy revisited. Biomed Res Int. 2014, 434619(2014).
  9. Executive SHORT ABSTRACT: Neonatal brachial plexus palsy. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Brachial Plexus Palsy. Obstet Gynecol. 123 (4), 902-904 (2014).
  10. Zlotolow, D. A., Chen, C. J., Crowe, C. S., Park, E., Kozin, S. H. A novel intraoperative classification for brachial plexus birth injury based on operative findings in 162 patients. J Hand Surg Eur Vol. , (2025).
  11. Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-Replacing old paradigms: A review. JAMA Pediatr. 172 (6), 585-591 (2018).
  12. Bauer, A. S., et al. Microsurgery for brachial plexus injury before versus after 6 months of age: Results of the multicenter treatment and outcomes of brachial plexus injury (TOBI) study. J Bone Joint Surg Am. 102 (3), 194-204 (2020).
  13. Muhlestein, W. E., et al. Impact of timing of primary nerve surgery on shoulder, forearm, and elbow recovery in neonatal brachial plexus palsy. Neurosurgery. , (2023).
  14. Hulleberg, G., Elvrum, A. K., Brandal, M., Vik, T. Outcome in adolescence of brachial plexus birth palsy: 69 individuals re-examined after 10-20 years. Acta Orthop. 85 (6), 633-640 (2014).
  15. Sarac, C., et al. What range of motion is achieved 5 years after external rotationplasty of the shoulder in infants with an obstetric brachial plexus injury. Clin Orthop Relat Res. 478 (1), 114-123 (2020).
  16. Adidharma, W., et al. Shoulder release and tendon transfer following neonatal brachial plexus palsy: Gains, losses, and midline function. Plast Reconstr Surg. 146 (2), 321-331 (2020).
  17. Ruoff, J. M., van der Sluijs, J. A., van Ouwerkerk, W. J., Jaspers, R. T. Musculoskeletal growth in the upper arm in infants after obstetric brachial plexus lesions and its relation with residual muscle function. Dev Med Child Neurol. 54 (11), 1050-1056 (2012).
  18. Gosk, J., Wnukiewicz, W., Urban, M. The effect of perinatal brachial plexus lesion on upper limb development. BMC Musculoskelet Disord. 15, 116(2014).
  19. Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: A systematic review. Neural Regen Res. 15 (3), 491-502 (2020).
  20. Nikolaou, S., Peterson, E., Kim, A., Wylie, C., Cornwall, R. Impaired growth of denervated muscle contributes to contracture formation following neonatal brachial plexus injury. J Bone Joint Surg Am. 93 (5), 461-470 (2011).
  21. Yang, J., et al. Development of a novel experimental rat model for brachial plexus avulsion injury. Neuroreport. 26 (9), 501-509 (2015).
  22. Spinner, R. J., et al. Model for avulsion injury in the rat brachial plexus using passive acceleration. Microsurgery. 20 (2), 94-97 (2000).
  23. Hayek, A., Kuehn, C. A method for preventing maternal cannibalism after neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 32 (2), 171-172 (1982).
  24. Libbin, R. M., Person, P. Neonatal rat surgery: Avoiding maternal cannibalism. Science. 206 (4414), 66(1979).
  25. Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 42 (5), 508-513 (1992).
  26. Koplovitch, P., Minert, A., Devor, M. Spontaneous pain in partial nerve injury models of neuropathy and the role of nociceptive sensory cover. Exp Neurol. 236 (1), 103-111 (2012).
  27. Zeltser, R., Beilin, B. Z., Zaslansky, R., Seltzer, Z. Comparison of autotomy behavior induced in rats by various clinically-used neurectomy methods. Pain. 89 (1), 19-24 (2000).
  28. Griggs, R. B., Bardo, M. T., Taylor, B. K. Gabapentin alleviates affective pain after traumatic nerve injury. Neuroreport. 26 (9), 522-527 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Letselschade aan de plexus brachialiszenuwbeschadigingsmodelpan-plexale beschadigingchirurgisch protocolSprague Dawley-rattenoperatieve microscopiebotte dissectiezenuwcauterisatiespieratrofie
Ontwikkeling van een neonataal rattenmodel voor brachiale plexusgeboortebeschadiging
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.