Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Standaardisatie van het Rat Intraluminal MCAO-model: Een gedetailleerd protocol met kwaliteitscontrolemaatregelen

122 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69573

⸱

7 augustus 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Xuanwu Hospital, Capital Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol demonstreert een geoptimaliseerde 60-minuten middelste cerebrale arterie occlusie (MCAO) techniek bij ratten. Het protocol wordt gevalideerd met multimodale benaderingen, met een succespercentage van 87,5% en minimale sterfte, wat reproduceerbare infarcten en gedragsuitkomsten voor beroerteonderzoek oplevert.

Samenvatting

Het rat middle cerebrale artery occlusion (MCAO)-model blijft de referentiestandaard voor het ontrafelen van de pathofysiologie van ischemische beroerte en het valideren van neuroprotectieve therapieën. Subtiele chirurgische afwijkingen kunnen echter het infarctvolume en de gedragsuitkomsten ingrijpend veranderen. Met behulp van een "visual-then-systematise"-kader hebben we elke stap van modelopbouw en validatie opnieuw onderzocht. Gedetailleerde fotografische documentatie van belangrijke chirurgische herkenningspunten en kritieke stappen werd uitgevoerd om anatomische oriëntatie en filamentplaatsing te standaardiseren. 2,3,5-Trifenyltetrazoliumchloride (TTC) kleuring werd gebruikt om het volume en de topologie van infarcten nauwkeurig in kaart te brengen bij 24 uur en 72 uur na reperfusie. Neurologische tekorten werden beoordeeld met de Zea-Longa, Bederson en aangepaste Garcia-schalen. Vierentwintig mannelijke Sprague-Dawley-ratten ondergingen 60 minuten tijdelijke MCAO; Infarctvolume en neurologische scores werden beoordeeld op 24 uur en 72 uur. Ongeveer 87,50% van de dieren behaalde een succesvolle cerebrale bloedstroomblokkade (Zea-Longa ≥ 1 en een ondubbelzinnig TTC-gedefinieerd infarct), met een totale sterfte van 12,50%, wat getuigt van de hoge trouwheid van het model. Dit gestandaardiseerde protocol biedt een technisch verfijnde, reproduceerbare basis voor preklinisch beroerteonderzoek, waardoor interlaboratoriumconsistentie in studies naar beroertepathofysiologie en therapeutische interventies mogelijk is.

Inleiding

Beroerte is de op één na belangrijkste doodsoorzaak en de derde belangrijkste oorzaak van invaliditeit wereldwijd 1,2. Beroerte treft onevenredig veel lage- en middeninkomenslanden, waar het gemiddeld 15 jaar eerder voorkomt dan in hoge-inkomenslanden1. De twee hoofdtypen zijn ischemische beroerte (85%) en intracerebrale bloeding (15%). Ischemische beroerte, die verantwoordelijk is voor het overgrote deel van de beroertes, ontstaat door een blokkade van de cerebrale bloedtoevoer, wat leidt tot celdood en herseninfarct4. De ischemische cascade omvat meerdere biochemische gebeurtenissen, waaronder significante pro-oxidatieve processen 5,6.

Ondanks uitgebreide preklinische en klinische inspanningen zijn slechts een handvol therapieën—met name intraveneuze trombolyse met weefselplasminogenactivator en mechanische trombectomie—effectief gebleken, en deze behandelingen worden beperkt door smalle therapeutische vensters en strikte selectiecriteria voor patiënten. Daarom is er een dringende behoefte om de cellulaire en moleculaire mechanismen achter ischemisch letsel, neurovasculaire reparatie en herstel na een beroerte te verduidelijken. Een reproduceerbaar, klinisch relevant diermodel is onmisbaar om dit doel te bereiken.

Het midden-cerebrale arterie occlusie (MCAO) model wordt breed gebruikt om ischemische beroerte bij knaagdierente onderzoeken 7,8. De intraluminale filamentocclusiemethode is een van de meest klassieke en meest gebruikte MCAO-technieken9. Deze techniek kan zowel permanente als tijdelijke occlusies modelleren zonder craniectomie te hoeven doen. Een nieuwere transfemorale techniek met endovasculaire draden heeft veelbelovend gebleken voor het induceren van tijdelijke MCAO bij ratten, wat consistentere resultaten biedt10. Dit model houdt in dat de middelste cerebrale arterie wordt geblokkeerd, meestal met behulp van een intraluminale filamenttechniek11. MCAO veroorzaakt focale cerebrale hypoperfusie, wat leidt tot ischemie en reperfusieletsel12.

Hoewel MCAO waardevol is voor het onderzoeken van de pathofysiologie van beroertes en mogelijke behandelingen, kan het variabele laesievolumes7 veroorzaken. Daarom kunnen verbeteringen aan het MCAO-model—zoals het verfijnen van reperfusietechnieken, het opstellen van gestandaardiseerde bedrijfsprotocollen en het ontwikkelen van uniforme evaluatiecriteria—de variabiliteit in infarctlocatie en -volume verminderen, waardoor het nut ervan in ischemisch beroerteonderzoek wordt vergroot.

Dit protocol vereist een leercurve van ongeveer 10–15 operaties om consistenteresultaten te behalen. De slagingspercentages kunnen variëren afhankelijk van de ervaring van de gebruiker en rattenstam14. Het model is geschikt voor het bestuderen van acute ischemische beroerte, maar kan mogelijk niet volledig menselijke comorbiditeiten zoals hypertensie of diabetes15 repliceren. Daarom wilden we een geoptimaliseerd MCAO-protocol ontwikkelen en rigoureus valideren dat tot doel heeft experimentele variabiliteit te verminderen door middel van gestandaardiseerde procedures en strenge kwaliteitscontrolemaatregelen. Vier complementaire innovaties werden geïntegreerd om dubbele verbeteringen in standaardisatie en databetrouwbaarheid te bereiken: (1) Dual-time-point longitudinale beoordeling—neurologische scores van de Zea-Longa, Bederson en Modified Garcia schalen werden parallel verkregen met 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC)-afgeleide infarctvolumes bij 24 uur en 72 uur na reperfusie, waarmee de temporele relatie tussen oedeemoplossing en functioneel herstel werd afgebakend; (2) Drievoudige kruisvalidatie—geblindeerde, dubbele onderzoekerscoring met geïntegreerde tri-schaal kalibratie verhoogde de gevoeligheid en precisie van gedragsevaluatie significant; (3) Volledige hypothermische rapid-sectioning—een standaardprocedure (SOP) van "90 s ijsbadextractie gevolgd door enkelstaps 2-mm coronale snijden in voorgekoelde mallen" werd vastgesteld om autolyse en menselijke fouten te minimaliseren, zodat hoge volumemetrische metingen werden gegarandeerd; (4) Geïntegreerd kwaliteitscontrolekader — een uitgebreide SOP die preoperatief vasten, anesthesiedieptecontrole, preoperatieve thermoregulatie en kruisbesmettingspreventie omvat, werd opgesteld om een reproduceerbare en gemakkelijk overdraagbare MCAO-standaardprocedure te leveren, waarmee een solide basis werd gelegd voor consistentie tussen laboratoriums en kruisstudievergelijkbaarheid.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experiment werd goedgekeurd en begeleid door de Institutional Animal Experiments and Experimental Animal Welfare Committee van de Capital Medical University. Alle protocollen voldoen aan de NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publ. 80-23, 1996 rev.), en steriele apparatuur en aseptische technieken zijn vereist.

1. Dierselectie

  1. Gebruik mannelijke Sprague-Dawley-ratten (6–8 weken oud, 240–270 g) verkregen van een gecertificeerde leverancier van laboratoriumdieren (vergunning nr. SCXK (Beijing) 2021-0011) om een model van MCAO op te stellen.
  2. De dieren conventioneel te huisvesten met ad libitum voedsel en water; alle procedures volgden de Internationale Ethische Code.
  3. Gebruik de volgende criteria op basis van het lichaamsgewicht van het dier voor de keuze van filamentgrootte om consistente occlusie te garanderen:
    - 220–250 g: 0,33–0,35 mm diameter
    - 250–280 g: 0,35–0,38 mm diameter
    - 280–310 g: 0,38–0,40 mm diameter
    OPMERKING: Deze specificaties houden rekening met leeftijdsgebonden toename in vatdiameter en verminderen de incidentie van SAH of incomplete occlusie13.

2. Steekproefgrootte

  1. Bereken de steekproefgrootte met behulp van een steekproefgrootte-berekeningssoftware. Op basis van voorlopige gegevens die een verwacht infarctvolume van 35% ± 10% (gemiddelde ± SD) in de MCAO-groep laten zien tegenover 0% ± 2% in de SAM-groep, schat een effectgrootte (Cohen's d). Voor een tweezijdige Mann-Whitney U-test (niet-parametrisch alternatief voor de t-test), met α = 0,05 en vermogen (1-β) = 0,80, bereken een minimale steekproefgrootte.
    OPMERKING: De effectgrootte werd geschat op 3,5 en de minimale steekproefgrootte was 6 dieren per groep.
  2. Om rekening te houden met de verwachte sterfte (12,5%) en het uitsluitingspercentage (5–10%), worden 24 ratten in de MCAO-groep en 6 ratten in de SAM-groep opgenomen, wat voldoende vermogen (>0,90) biedt voor het primaire eindpunt (infarctvolume bij 24 uur).

3. Inclusie- en uitsluitingscriteria

  1. Neem de dieren mee als ze aan de volgende criteria voldeden: (1) mannelijke Sprague-Dawley ratten, 240–270 g, 6–8 weken oud; (2) afwezigheid van reeds bestaande neurologische tekorten (preoperatieve neurologische score = 0); (3) succesvolle inleiding van anesthesie zonder complicaties.
  2. Sluit dieren uit van de analyse als ze het volgende vertoonden: (1) subarachnoïdale bloeding (SAH) zichtbaar bij de necropsie; (2) vroegtijdige dood (<24 uur na reperfusie) niet gerelateerd aan experimentele interventie; (3) mislukte occlusie (neurologische score = 0 en afwezigheid van door TTC gedefinieerde infarct); (4) technische chirurgische falen (bijv. CCA-ruptuur).
    OPMERKING: Deze criteria waren vooraf vastgesteld vóór de start van het onderzoek om selectiebias te minimaliseren.
  3. Dierenvervangingsbeleid: Vervang alleen dieren die zijn uitgesloten vanwege technische chirurgische fouten of intraoperatieve dood om de statistische kracht te behouden. Vervang dieren niet door mislukte modellering (mislukte occlusie), maar rapporteer ze als onderdeel van de berekening van het succespercentage om te voorkomen dat de variabiliteit kunstmatig wordt verminderd.

4. Pre-operatieve voorbereidingen

  1. Bereid autoclaved gereedschap, steriel filament en een gedrapeerd veld voor.
  2. Er is geen routinevast vereist; Beperk indien nodig de vastenduur tot 2–4 uur. Induceer anesthesie met isoflurane (3–4%) en houd deze tijdens de procedure op 1,5–2% in 30–40% O₂. Bevestig de diepte van de anesthesie door het verlies van de rechtstaande reflex en de teenknelling.
  3. Houd de lichaamstemperatuur op 37 ± 0,5 °C met een feedbackgestuurde verwarmingsmat met rectale temperatuurmonitoring.
  4. Scheer de nek en hoofdhuid, maak het gebied schoon met povidonjodium, gevolgd door 70% ethanol.
  5. Dien buprenorfine (0,05 mg/kg, subcutaan) 30 minuten voor de operatie toe en elke 12 uur postoperatief gedurende 48 uur, of meloxicam (1 mg/kg, subcutaan) eenmaal dagelijks gedurende 3 dagen16. Beoordeel pijn door het verzorgingsgedrag, houding en spontane activiteit te monitoren; Geef extra pijnstillende middelen als de tekenen van ongemak aanhouden.

5. Occlusie van de MCA

  1. Plaats de rat in dorsale rust met het hoofd voorzichtig uitgestrekt om de ventrale nek bloot te leggen.
  2. Maak een middenlijn cervicale incisie (1,5–2,0 cm) met een irisschaar.
  3. Scheid stomp de sternomastoideus en omohyoïdale spieren met behulp van gebogen pincet om de bifurcatie van de linker arteria carotis (CCA) bloot te leggen.
  4. Ligaer de arteria carotis (ECA) distaal met een permanente 4-0 zijdehechting en proximaal met een tijdelijke ligatuur. Maak een kleine incisie tussen de twee ECA-ligaturen met behulp van een microschaar.
  5. Sluit tijdelijk de CCA en de interne halsslagader (ICA) af met microvasculaire klemmen (60 g druk).
  6. Steek een 4-0 siliconengecoate monofilament (0,35–0,40 mm diameter) door de ECA-incisie. Zet het achteraf in de CCA en leid het vervolgens om naar de ICA voorbij de CCA-bifurcatie.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het filament de ICA binnenkomt richting de schedelbasis, niet naar de arteria pterygopalatine (PPA) die lateraal vertakt. Als er weerstand wordt gevonden op <10 mm, trek dan het filament terug, draai de kop van het dier 30° naar de contralaterale zijde en beweeg je weer naar voren om voorbij de oorsprong van de PPA te leiden.
  7. Schuif het filament 18–20 mm verder vanaf de CCA-bifurcatie totdat lichte weerstand wijst op occlusie van de MCA-oorsprong. Controleer de diepte met behulp van de vooraf gemarkeerde referentielijn op het filament (geplaatst 2 mm proximaal van de siliconen stop), gemeten met een remklauw vanaf het ECA-stronkeninzetpunt. Maak de CCA-klem los zodra het filament op zijn plek zit.

6. Reperfusie

  1. Na 60 minuten occlusie, open de incisie weer en maak je de tijdelijke ECA-ligatuur los.
  2. Trek het filament voorzichtig terug totdat de punt de ECA-stomp bereikt, waardoor de bloedstroom wordt hersteld. Plaats onmiddellijk een permanente ligatuur proximaal aan de stomp om terugbloeding te voorkomen. Sluit de wond in lagen.
  3. Breng de rat over in een verwarmde herstelkooi voor continue monitoring.

7. Schijnoperatie

  1. Bereid het dier voor volgens dezelfde hierboven beschreven procedure voor MCAO (nuchteren, anesthesie, temperatuurbeheersing, steriel afhangen).
  2. Voer een cervicale incisie en CCA-bifurcatie uit zoals hierboven.
  3. Ontleed en ontbloot het vat. Steek het filament niet in.
  4. Laat de slagaders open blijven; Induceer geen cerebrale ischemie.
  5. Sluit de incisie in lagen na 10 minuten blootstelling. Breng het dier naar een verwarmde herstelkooi voor monitoring.

8. Postoperatieve neurologische scores

  1. Evalueer 24 uur en 72 uur na reperfusie, direct voor het opofferen voor het infarctvolume.
  2. Laat het dier 30 minuten wennen aan een rustige kamer, 25 °C.
  3. Laat twee onafhankelijke onderzoekers blind zijn voor groepstoewijzing. Laat elke onderzoeker scores op aparte bladen noteren zonder overleg; elk verschil tussen beoordelaars ≥1 punt triggert herbeoordeling.
  4. Schalen (in volgorde van toediening): Voer Zea-Longa17 uit (Tabel 1), Bederson18 (Tabel 2) en Modified Garcia19 (Tabel 3) scores, volgens de laatst gepubliceerde protocollen voor consistente criteria.
  5. Gebruik het gemiddelde van de twee waarnemers voor statistische analyse. Sluit gegevens van elk dier uit als de gemiddelde scores met >10% verschillen en vervang door een nieuw proefpersoon.

9. Meting van het volume van herseninfarcten

  1. Na 24 en 72 uur na reperfusie doof je ratten diep met 5% isofluran. Bevestig diepe anesthesie door verlies van de rechtstaande reflex en de teenknyprespons, samen met stabiele ademhaling, voordat je verder gaat.
  2. Verwijder de hersenen snel binnen 90 seconden na diepe verdoving, spoel met ijskoude PBS en snijd in 2 mm coronale sneetjes met behulp van een gekoelde rattenhersenmatrix. Houd je tijdens het snijden aan de volgende voorzorgsmaatregelen
    1. Houd de hele procedure op ijs op 0–4 °C; Oogst de hersenen binnen 90 seconden en plaats ze plat in een voorgekoelde matrix.
    2. Gebruik een scherp mes om enkele, schone sneden te maken voor precieze 2 mm coronale doorsneden, waarbij elke snee in rostro-caudale volgorde wordt verzameld in ijskoude PBS.
    3. Maak de matrix en het mes direct schoon met 75% ethanol tussen de dieren om kruisbesmetting te voorkomen.
  3. Na het voorverwarmen van 2% TTC tot 37 °C, dompel je de plakjes helemaal onder en laat je ze 20 minuten in het donker incuberen, waarbij je zachtjes elke 5 minuten draait op 20 minuten.
  4. Stop de reactie direct door drie keer te spoelen met 4 °C PBS. Daarna 4% paraformaldehyde 's nachts bij 4 °C aanbrengen.
  5. Bij 300 dpi fotografeer je beide kanten van elke plak één keer.
    1. Gebruik vaste verlichting tegen een witte achtergrond om schaduwen en reflecties te elimineren.
    2. Leg sneden plat zonder overlapping, en voeg een schaalbalk en ID-label toe in elk frame. Houd de camera loodrecht op de secties en houd de brandpuntsafstand en witbalans constant gedurende de hele foto.
  6. Kwantificeer het infarctvolume met behulp van ImageJ.
    1. Importeer de 300 dpi afbeelding (RGB-formaat) en zet deze om naar 8-bit grijswaarden (afbeelding > Type > 8-bit).
    2. Pas Otsu's automatische drempel toe (Afbeelding > Aanpassen > automatische drempel > selecteer Otsu) om het infarct (wit) te scheiden van levensvatbaar weefsel (rood).
    3. Gebruik het Freehand-selectiegereedschap om de ipsilaterale hemisfeergrens te omlijnen.
    4. Meet het gebied (Analyze > Measure) en registreer het aantal pixels.
    5. Bereken infarctvolume: Σ (infarctoppervlak × snitdikte [2 mm]) × (contralateraal hemisfeervolume/ipsilateraal hemisfeervolume), uitgedrukt als een percentage van het contralaterale hemisfeer.

10. Statistische analyse

  1. Presenteer de gegevens als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD) of mediaan [interkwartielbereik] indien van toepassing.
  2. Voer vergelijkingen tussen groepen uit met behulp van de ongepaarde Student's t-test of de Mann-Whitney U-test voor niet-normaal verdeelde gegevens.
  3. Stel statistische significantie in op P < 0,05. Voer alle analyses uit met een geschikte statistische analysesoftware.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Dieren werden willekeurig toegewezen aan ofwel 24 uur (n = 10) of 72 uur (n = 10) post-reperfusie overlevingsgroepen voor terminale TTC-kleuring. Nog eens 4 ratten ondergingen MCAO, maar stierven vóór het geplande eindpunt (sterftecijfer 12,5%). De SAM-groep bestond uit n = 6. Het totale aantal gebruikte dieren was dus 30 (24 MCAO + 6 SHAM).

Ratten ondergingen 60 minuten MCAO om cerebrale ischemie op te wekken (Figuur 1). Reperfus...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het is belangrijk te verduidelijken dat het primaire doel van deze studie methodologische standaardisatie was in plaats van biologische ontdekking. Het ontwikkelen van een gestandaardiseerd MCAO-protocol is essentieel om de variabiliteit tussen laboratoriums te verminderen en de reproduceerbaarheid in ischemisch beroerteonderzoek te vergroten. Dit protocol verbetert de procedurele transparantie door rigoureuze kwaliteitscontrolemaatregelen en pakt veelvoorkomende technische tekortkominge...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Beijing Natural Science Foundation (nr. 7232269) en het Beijing Traditional Chinese Medicine Science and Technology Development Fund Project (nr. JJ-2023-93).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2% TTC-kleuringsoplossingBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.T817025 g/fles, ≥98 % zuiverheid
4% PFABeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.P1110500 mL kant-en-klaar
Absorbeerbare hechtdraadShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.VCP345H5-0 Vicryl
Adson-tangShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-110101×2 tanden, 12 cm
Dumont gebogen tangShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-1105211 cm lengte, 0,05 mm fijne punt
Feedback-verwarmingskussenShenzhen Reward Life Science & Technology Co., Ltd.6900137 ± 0,3 °C gesloten lus
ImageJNational Institutes of Healthversie 1.53k
IrisschaarShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14060Geboogde punt, 10 cm
Micro-vasculaire clipsShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.JD-160101,5 cm gebogen clip
Niet-absorbeerbare zijdeShanghai Pudong Jin-Huan Medical Products Co., Ltd.S-23046-0 Zwarte zijden draad
PASS-software NCSS, LLC, Kaysville, UT, USAversie 15.0 Software voor berekening monstergrootte 
RattenhersenmatrixShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.686102 mm coronale sleuven
Silicone-gecoat nylon filamentShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.60-12500,35 mm OD, 30 mm siliconen punt, EO-steriel
Klein-dier anesthesieapparaatShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.R500IEIsofluraanevaporator, inductiekamer & masker inbegrepen
SPSSIBM Corp., Armonk, NY, USAversie 26.0 Statistische analysesoftware
Vannas micro-schaarShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14058Geboogde punt, 8 cm

Referenties

  1. Walter, J., Oyere, O., Mayowa, O., Sonal, S. Stroke: a global response is needed. Bull World Health Organ. 94 (9), 1816-1834 (2016).
  2. Mira, K., Andreas, L. Global burden of stroke. Semin Neurol. 38 (2), 1649-2211 (2018).
  3. Stephen, J. M., David, J. W. Stroke: causes and clinical features. Medicine (Abingdon). 48 (9), 1561-1566 (2020).
  4. Narayanaswamy, V. Ischemic stroke: new insights from risk factors, mechanisms and outcomes. J Cardiovasc Dev Dis. 10 (12), 472(2023).
  5. Chao, L., Tao, S., Chen, J. Recent advances in nanomedicines for the treatment of ischemic stroke. Acta Pharm Sin B. 11 (7), 1767-1788 (2021).
  6. Marcelo, F., Leonardo, E. V., Brigitta, B., Elisabetta, P., Luciano, S. The nrf2 pathway in ischemic stroke: a review. Molecules. 26 (16), 5001(2021).
  7. Melissa, T. -L., Claire, L. G. A review of experimental models of focal cerebral ischemia focusing on the middle cerebral artery occlusion model. F1000Res. 10, 51752(2021).
  8. Lang, Z., et al. Animal models of ischemic stroke with different forms of middle cerebral artery occlusion. Brain Sci. 13 (7), 1007(2023).
  9. Rosalia, C., Rosanna, D. P., Emanuela, E., Salvatore, C. Middle cerebral artery occlusion by an intraluminal suture method. Methods Mol Biol. 1727, 1393-1401 (2018).
  10. Afshin, A. D., et al. Transfemoral approach to induce transient middle cerebral artery occlusion in rats: the use of commercially available endovascular wires. Neurocrit Care. 32 (2), 575-585 (2020).
  11. Seunghoon, L., et al. Middle cerebral artery occlusion methods in rat versus mouse models of transient focal cerebral ischemic stroke. Neural Regen Res. 9 (7), 1315-1318 (2014).
  12. Kitti, T., Nipon, C., Siripron, C. C. The effects of hyperbaric oxygen therapy on the brain with middle cerebral artery occlusion. J Cell Physiol. 236 (3), 21677-21694 (2021).
  13. Gary, P. M., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the longa and koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLoS One. 11 (2), e0148503(2016).
  14. J, S., et al. Strain differences in intraluminal thread model of middle cerebral artery occlusion in rats. Physiol Res. 68 (1), 933937-933948 (2019).
  15. Chang, L., Xiaoqing, W., Yueru, Z., Songli, Y., Xiangshi, T. Study on the efficacy and pharmacological mechanism of innate immune sting pathway regulators in the treatment of ischemic brain injury. Pharmaceuticals. 18 (12), 1775(2025).
  16. Pei-Kang, L., et al. Neuroprotective effects of low-dose G-CSF plus meloxicam in a rat model of anterior ischemic optic neuropathy. Sci Rep. 10 (1), 66977(2020).
  17. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 1184-1191 (1989).
  18. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 1472-1476 (1986).
  19. David, W. H., et al. Different strokes for different folks: the rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 30 (8), 1412-1431 (2010).
  20. Kudret, T., Raghu, V., Kurt, A. S., Robert, J. D. Ideal suture diameter is critical for consistent middle cerebral artery occlusion in mice. Neurosurgery. 56 (1 Suppl), 196-200 (2005).
  21. Ilya, L. G., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 12417-12425 (2018).
  22. Nathalie, P. D. S., et al. The IMPROVE guidelines (Ischaemia models: procedural refinements of in vivo experiments). J Cereb Blood Flow Metab. 37 (11), 17703488-17703517 (2017).
  23. Chintamani, N. J., Swatantra, K. J., Puvvada, S. R. M. An optimized triphenyltetrazolium chloride method for identification of cerebral infarcts. Brain Res Protoc. 13 (1), 1011-1017 (2004).
  24. Huaxin, S., Lihong, D., Xuan, L., Zhong, Y., Wei, Y. A modified transcranial middle cerebral artery occlusion model to study stroke outcomes in aged mice. J Vis Exp. (195), e65345(2023).
  25. Maria, S., et al. Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation. J Neurosci Methods. 358, 109179(2021).
  26. Clemens, J. S. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  27. Bharti, M., Louise, D. M. Sexual dimorphism in ischemic stroke: lessons from the laboratory. Womens Health (Lond). 7 (3), 2222-2239 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

NeurowetenschappenEditie 234Editie 234Deze maand in JoVEEditieTrefwoorden Ischemisch infarctocclusie van de arteria cerebri mediaReperfusieintraluminaal filamentintraluminale hechtdraad
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.