Methodenartikel

Tekenbloed dat via een kunstmatig membraan op een 3D-geprinte kamer in Ixodid Tick Research wordt gevoed

796 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69606

⸱

20 maart 2026

 , 
1Department of Entomology, University of Arizona, 2Department of Entomology, Kansas State University

In dit artikel

Samenvatting

Deze methode schetst de ontwikkeling van een in vitro teken bloedvoedingssysteem met een 3D-geprinte kamer en een in het laboratorium vervaardigd siliconenmembraan. Het systeem maakt kunstmatige voeding van teken mogelijk, waardoor bemonstering in verschillende voedingsfasen eenvoudig is en er weinig bloed wordt gebruikt, wat een onschatbaar hulpmiddel biedt voor het bestuderen van ixodidteken.

Samenvatting

Dit werk presenteert een gedetailleerd protocol voor een tekenvoedingssysteem via een kunstmatig siliconenmembraan met gebruik van een 3D-geprinte kamer gemaakt van hoge-resolutie fotopolymeerhars. De methode omvat het ontwerp van de voedingskamer, de voorbereiding van het siliconenmembraan, de assemblage van het systeem en geoptimaliseerde voorwaarden voor het voeren van teken. Teken zijn een van de belangrijkste ziektevectoren in de Verenigde Staten en wereldwijd. Tekenonderzoek is essentieel voor het ontwikkelen van effectieve strategieën om door teken overgedragen ziekten te voorkomen en te verminderen. Als obligate hematofage ectopasieten moeten teken zich voeden met bloed om te overleven en zo ziekten over te dragen, waardoor bloedvoeding een fundamenteel proces is bij het onderzoeken van vector-gastheerinteracties, overdracht van ziekteverwekkers en de biologie, fysiologie en anatomische morfologie van teken. Tekenvoedingssystemen met een siliconenmembraan zijn de afgelopen decennia veel gebruikt en verfijnd. Veel bestaande systemen zijn echter afgestemd op één tekensoort, levensstadium of specifieke omstandigheden. Het in dit protocol beschreven tekenvoedingssysteem is met succes gebruikt om zowel gedeeltelijk gevoede als volledig opgezwollen exemplaren te verkrijgen van verschillende van de belangrijkste tekenvectorsoorten in de Verenigde Staten, waaronder Amblyomma americanum, A. maculatum, Ixodes scapularis en Rhipicephalus sanguineus volwassen . Het systeem heeft succes getoond bij het starten van voeding van volwassen Dermacentor variabilis en nimf A. americanum, met de hoogste voedingspercentages (>85%) waargenomen bij volwassen A. americanum. Daardoor is de voedingskamer die in deze studie is ontwikkeld, aanpasbaar voor gebruik met een laag volume van verschillend bloed, tot 100 μL, wat cruciaal is bij pathogene overdracht en toxicologische studies. Het transparante deksel met minimale hoogte van de kamer maakte het observeren van teken gedurende de duur van tekenvoeding mogelijk.

Inleiding

Teken zijn obligate, bloedvoedende ectoparasieten die een breed scala aan ziekteverwekkers kunnen dragen en overdragen, waaronder bacteriën, virussen en parasieten die wereldwijd ziekten veroorzaken bij dieren en mensen 1,2,3,4. Als de belangrijkste ziektevector in de Verenigde Staten, alleen muggen overtroffen in de rest van de wereld 2,3,5, kunnen verschillende tekensoorten ziekten overdragen die aan ziekteverwekkers geassocieerd zijn, terwijl andere soorten ook bekend staan om het veroorzaken van niet-overdraagbare ziekten zoals het alfa-gal syndroom (AGS, ook bekend als roodvleesallergie), dat de afgelopen jaren wereldwijd steeds vaker is gemeld 6, 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. Onderzoek gericht op het begrijpen van tekenbiologie, fysiologie, genetica en vectorcompetentie is essentieel voor het ontwikkelen van strategieën om de economische en volksgezondheidslast van zowel overdraagbare als niet-overdraagbare tekenoverdraagbare ziekten te verminderen. Het bestuderen van teken-gastheerinteracties vereist vaak gedeeltelijk gevoede of volledig opgezwollen teken om specifieke onderzoeksvragen te beantwoorden. Dit kan worden bereikt door levende dieren te voeden, waardoor teken hun volledige levenscycluskunnen voltooien. Hoewel het gebruik van levende dieren voor tekenvoeding zeer effectief is voor het ontwikkelen en onderhouden van tekenkolonies 18,19, kan het lastig zijn om te implementeren en is het mogelijk niet toepasbaar op elke onderzoekshypothese vanwege beperkingen in de beschikbaarheid van gastheer en faciliteitsregels. Het belangrijkste is dat de succesvolle implementatie van in-vitro tekenvoedingssystemen helpt het gebruik van levende dieren te verminderen, wat een belangrijk doel is in onderzoek onder het "Animal Use Alternative (3Rs)"-kader (vervangen, verminderen, verfijnen)20.

Er zijn talloze voordelen aan het gebruik van kunstmatige membraan-tekenvoedingssystemen in onderzoek, omdat ze brede mogelijkheden bieden om een breed scala aan wetenschappelijke vragen te behandelen. Deze kunnen globaal worden samengevat in drie groepen; (1) beoordeling van het effect op gastheerbloedvariatie en vector-host interacties, met verschillende bloedbronnen, zoals de productie van teken alfa-gal tijdens voeding21, (2) evaluatie van acaricide toxiciteit door aflevering van verbindingen met het bloed22 en het terugvinden van tekenafgescheiden verbindingen tijdens bloedvoeding23, (3) evaluatie van vectorcompetentie door natuurlijke inname van pathogenen tijdens bloedvoeding24, 25, 26, 27, onder andere. Bovendien maakt de aard van het kunstmatige membraanvoersysteem grootschalige tests van verschillende behandelingen en concentraties mogelijk zonder gastheergerelateerde variaties te introduceren, op kleine schaal en in kleine hoeveelheden, waardoor de behoefte aan levende dieren afneemt.

Tekenvoedingssystemen via kunstmatige membranen zijn veelvuldig gebruikt in onderzoek en ter ondersteuning van de grootmaak van tekenkolonies 19,28,29, waardoor in sommige gevallen de lange levenscyclus van de teekvoltooid kan worden 30,31. Er zijn veel protocollen gerapporteerd voor verschillende tekensoortenover de optimalisatie van de eetsystemen en hun materialen. Desalniettemin is het algemeen bekend dat in vitro tekenvoeding sterk kan variëren, afhankelijk van systeemomstandigheden, de gebruikte materialen en, het belangrijkste, tekensoorten en stadia34. Bovendien zijn veel systemen afhankelijk van grote hoeveelheden bloed, zoals continue stroom systemen27, die zeer effectief zijn maar kostbaar kunnen zijn vanwege de aanzienlijke benodigde bloedvolumes. Dit protocol beschrijft een kunstmatig membraanvoer van teken dat succesvol is aangetoond bij de volwassen stadia van vijf verschillende tekenziektevectoren in de Verenigde Staten. Dit omvat Amblyomma americanum, A. maculatum, Ixodes scapularis, Rhipicephalus sanguineus en Dermacentor variabilis.

Protocol

Tekenvoedingsexperimenten werden uitgevoerd met commercieel verkrijgbaar gedefibrineerd rundvleesbloed (Hemostat Laboratories, CA, VS) en gedefibrineerd menselijk bloed (Bioivt, CA, VS), dat bloed verzamelt en verwerkt in overeenstemming met door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en de Institutional Review Board (IRB) goedgekeurde protocollen en richtlijnen. In deze studie werden geen levende gewervelde dieren gebruikt voor tekenvoeding. Alle teken die in dit protocol worden gebruikt, zijn gekocht bij de tekenfokfaciliteit van Oklahoma State University. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Tekenvoedingskamers

  1. Ontwerp de kamers met behulp van een gratis 3D-ontwerpsoftware zodat ze op een petrischaal van 35 mm x 10 mm passen. De afmetingen van de gedrukte onderdelen (Figuur 1A) zijn als volgt: kamerlichaam (deel i) 25 mm (binnendiameter) x 20 mm (hoog), met 3 mm wanddikte aan de basis en 6 mm wanddikte bij de bovenste dekselring (deel ii) 30 mm (binnendiameter) x 5 mm (hoog) en 3,5 mm wanddikte en buitenring (deel iii), 31 mm (binnendiameter) x 5 mm (hoog) en 3 mm wanddikte.
    OPMERKING: De dekselring bevat vier ronde openingen van 3 mm (diameter) x 2 mm (hoogte) aan de bovenkant om magneten te plaatsen. De bovenkant van de kamer heeft ook openingen van dezelfde grootte om de magneten aan te bevestigen (Figuur 1B). Het 3D-modelontwerp moet worden opgeslagen als een .stl-bestand , het meest gebruikte 3D-printbestandsformaat. Bestanden met het 3D-ontwerp dat in dit protocol wordt gebruikt, worden op verzoek verstrekt.
  2. Printkamers met een 10" 14K LCD 3D-printer met grijze of witte fotopolymeerharsen (Figuur 1A) of een andere hoogresolutie 3D-printer/diensten die 3D-modellen printen vanuit een .stl-bestand.
    OPMERKING: Dit protocol maakte gebruik van de drukdiensten en harsen van de Universiteit van Arizona. Het gebruik van hoge-resolutie harsen zorgt voor het creëren van gedetailleerde en duurzame kamers.
  3. Met handschoenen zorg je ervoor dat er geen harsresten op de onderdelen zitten voordat je ze in elkaar zet, door te wassen en, indien nodig, voorzichtig te schuren met fijn schuurpapier (korrel 180 tot 200). Zorg ervoor dat de vlakke onderkant van deel i (Figuur 1A) glad is. Dit zorgt voor een goede hechting van het siliconenmembraan, waardoor het risico op lekkage wordt verminderd.
  4. Blootstel alle droge stukken 10 minuten aan UV-licht om een volledige harspolymerisatie te garanderen.
    OPMERKING: De meeste 3D-printdiensten die giftige harsen gebruiken voor het printen gebruiken UV-licht om de hars uit te harden (de modellen te verharden en de harstoxiciteit te verwijderen); toch blijft het soms "niet volledig uitgehard". Een niet-volledig uitgehard model blijft licht plakkerig aanvoelen en kan ongepolariseerde hars bevatten, wat giftig kan zijn of irritatie kan veroorzaken bij het hanteren. Extra UV-lichtblootstelling zorgt voor volledige harsuitharding.
  5. Lijm de 3 mm x 2 mm ronde magneten op de spleten bovenop de kamers en dekselringen met doorzichtige epoxylijm. Laat het een nacht drogen op kamertemperatuur (20–25 °C/minimaal 16 uur). Zorg ervoor dat de polen van de magneten in één richting wijzen om de aantrekkingskracht van de polen op de magneten in het bovenste deel van de dekselring te overeenkomen (Figuur 1A, deel ii).
  6. Assembleer alle onderdelen voor het model om een goede pasvorm van alle componenten te garanderen, zoals weergegeven in Figuur 1A–C.

2. Membraanvoorbereiding

  1. Leg een stuk plasticfolie van 30 cm x 30 cm op een schoon oppervlak en zorg dat het kreukvrij is door het op een vlakke ondergrond te spannen en de randen vast te zetten met tape (Figuur 2Ai).
  2. Leg 4–5 losse vellen lensreinigingspapier over een verlengd stuk plastic/huishoudfolie met een afstand van 5 cm (Figuur 2Aii).
  3. Bereid het siliconenmembraan voor met behulp van de onderstaande componenten en hoeveelheden.
    OPMERKING: De hoeveelheden zijn voldoende om 4–5 (7 cm × 12 cm) membranen te bereiden, elk met plaats voor maximaal 5–6 voedingskamers, voor een totaal van 20–30 kamers.
  4. Bereid het siliconenmengsel door 15 g siliconen transparante kit (20–25 Shore A hardheid) te mengen en 4,5 g siliconenolie (30% van het totale siliconen) en 2,9 g hexaan (19,3% van het totale siliconen) toe te voegen. Plaats de ingrediënten in een plastic weegboot en meng voorzichtig met een spatel (Figuur 2Aiii).
    OPMERKING: Zorg voor minimale bubbelvorming door ingrediënten voorzichtig te mengen.
  5. Leg 2–3 g siliconenmengsel langs de kleinere rand van het lenspapier om het aan de plasticfolie vast te maken. Laat 5–10 seconden het siliconen door het lenspapier heen trekken (Figuur 2Aiv).
  6. Verspreid het siliconenmengsel gelijkmatig over het lenspapier met een recht instrument zoals een deksel, liniaal of spatel. Zorg ervoor dat het gebruikte object het volledige oppervlak van het lenspapier bedekt (Figuur 2Av). Dit zorgt voor siliconendekking in één enkele streek, waardoor membraanruisen en rimpelingen aan de rand van het object worden voorkomen.
  7. Zorg ervoor dat alle siliconenmengsels in het membraan worden gebruikt door het spreidgereedschap terug te brengen naar de startpositie voor het verspreiden. Omdat er wat siliconenmengsel op het spreidingsgereedschap blijft zitten, zorgt het terugplaatsen van het gereedschap om het op te vangen ervoor dat alle siliconen worden gebruikt om openingen te voorkomen (Figuur 2Avi).
    OPMERKING: Het membraan moet uniform doorschijnend lijken zonder rimpelingen (Figuur 2B).
  8. Bereid membranen van verschillende diktes eerst voor door meer of minder siliconenmengsel toe te voegen, omdat de dikte pas gemeten kan worden als de membranen droog zijn.
  9. Laat de membranen een nacht aan de lucht drogen bij kamertemperatuur (20–25 °C/minimaal 16 uur).
  10. Meet de membraandikte met een digitale buitenmicrometer-meetinstrument. Verschillende membraandiktes worden gebruikt voor verschillende volwassen tekensoorten, variërend van korte monddelen (70 μm membraandikte) tot langere monddelen (200 μm membraandikte).
  11. Verwijder alle onderdelen uit eerder gemonteerde kamers en breng siliconenlijm aan op de onderste rand van de kamers. Voor precieze lijmplaatsing gebruik je een spuit van 1 ml en vul je deze met siliconenlijm (Figuur 2Ci).
  12. Plaats een pipetpunt van 200 μL op de punt van de spuit (in plaats van de naald) voor lijmaanbreng (Figuur 2Cii) en schroef deze aan het uiteinde van de spuit, zoals bij een naaldpunt (Figuur 2Ciii). Dit maakt fijnlijmaanbreng mogelijk op de onderste rand van elke kamer (Figuur 2Civ).
  13. Plaats de kamer boven het membraan (Figuur 1, deel i) met een verzwaard object om bezinking te garanderen. Laat het 's nachts op kamertemperatuur staan (20–25 °C/minimaal 16 uur) (Figuur 2D,E).
    OPMERKING: Gebruik elk plat gewogen object. Dit protocol gebruikte een stuk acryl van 2,5 kg (Figuur 2E).
  14. Knip het membraanovertollige materiaal uit de kamers met een gebogen schaar (Figuur 3A).
  15. Verwijder voordat je de kamer gebruikt voor het voeren van teken, eventuele resterende plasticfolie (waar het membraan wordt voorbereid (stap 2.1) (Figuur 3B)).
  16. Zet de kameronderdelen weer in elkaar, voeg een petrischaal van 35 mm x 10 mm aan de onderkant toe, en gebruik de deksels van de schalen als deksels van de kamers door ze om te keren en tussen de magneten te plaatsen (Figuur 3C,D).
    OPMERKING: Gebruik de deksels omgekeerd, aangezien de ring van de dekselhouder exact past bij het deksel als het omgekeerd is (zie onderdelenbeschrijvingen in Figuur 3C,D).
  17. Week het kamermembraan in gedestilleerd water met het onderste deel van 35 mm x 10 mm petrischalen. Laat het membraan een nacht in water staan op kamertemperatuur (20–25 °C/minimaal 16 uur). Omdat het membraan aanvankelijk hydrofoob is, helpt het weken in water voordat je bloed toevoegt om de vorming van gevangen belletjes te verminderen.
    OPMERKING: Het ontbreken van bellen bevestigt dat hydrofobiciteit is verwijderd.

3. Tekenvoeding en bloedvoorbereiding

  1. Maak 2–3 kleine ademgaten in de deksels van elke kamer (van de 35 mm x 10 mm petrischalen) (deel iv in Figuur 1A) genoemd in stap 2.16 (Figuur 3E). Gebruik een verwarmde metalen scalpel of een dunne metalen spatel om de ademgaten in het deksel te prikken.
    OPMERKING: Ademgaten maken het mogelijk om vocht in de kamerbehuizing te internaliseren.
  2. Vul het bloed aan met gentamicinesulfaat bij een uiteindelijke concentratie van 50 μg/mL. Voeg antibiotica alleen toe aan het bloed dat binnen 1 week bedoeld is en bewaar bij 4 °C. Houd rundvleesbloed (of ander dierlijk bloed) op 4 °C voor en na het toevoegen van antibiotica.
  3. Plaats 2–3 ml bloed in een schoon petrischaaltje van 35 mm x 10 mm en plaats vervolgens de kamer erop. Pas de kamerhoogte aan om de hoeveelheid bloed per kamer te verhogen of te verminderen door de afstelring te draaien (deel iii uit Figuur 1A). Pas de kamerhoogte aan, waarbij er een ruimte van 1–2 mm overblijft van de onderkant van de Petrischaal tot het membraan. Zie magenta pijlen in Figuur 4A voor referentie.
    OPMERKING: Het ontwerp van de verstelring van de kamers maakt het mogelijk om het volume van het gebruikte bloed te regelen. Dat wil zeggen, een grotere ruimte tussen de bodem van de petrischaal en het membraan vereist een groter volume om de ruimte te vullen.
  4. Plaats ongevoede teken in kamers met gelijke aantallen mannetjes en vrouwtjes. Zorg ervoor dat beide geslachten altijd in de kamer aanwezig zijn, omdat dit de voedingssnelheid kan beïnvloeden (Figuur 4B toont 4 mannetjes en 4 vrouwtjes van volwassen A. americanum in de kamer). Er wordt maximaal 10–15 teken per kamer gebruikt (voor het volwassen stadium) voor gemakkelijker hanteren.
    OPMERKING: Bij het werken met onvolwassen stadia is het aantal teken hoger (20–50 nimfen per kamer, niet aanwezig in dit protocol).
  5. Plaats kamers in overdekte droge baden bij 37 °C ± 1 °C met een vochtige bron (d.w.z. waterbekers) die een relatieve luchtvochtigheid van 63% ± 2% (Figuur 4C) handhaaft onder een licht-donker fotoperiode van 12:12 uur.
    OPMERKING: Deze eisen kunnen variëren afhankelijk van de tekensoort en laboratoriumomstandigheden; Probeer indien nodig andere luchtvochtigheidsinstellingen en beoordeel de beste opstelling voor het laboratorium.

4. Bloed en kamers vervangen

  1. Bereid twee spuitflesjes voor met de oplossingen die gebruikt worden om het membraan tussen bloedverversingen door te spoelen. Voeg in één fles 0,005% nystatine-oplossing toe aan gedestilleerd water; Voeg in de tweede fles gedestilleerd water toe.
  2. Na 12–16 uur bereid je nieuwe Petrischalen met vers bloed en plaats je ze in het droge bad op 37 °C voordat je de kamer plaatst.
  3. Terwijl het verse bloed opwarmt, verwijder je de kamer van het gebruikte bloed en spoel je de onderkant van het membraan 3–5 seconden met gedestilleerd water, daarna 3–5 seconden met 0,005% nystatine-oplossing om schimmelbesmetting te voorkomen. Spoel het membraan opnieuw met gedestilleerd water om eventuele resterende nystatineresten te verwijderen.
    OPMERKING: Dit proces duurt minder dan 5 minuten en beïnvloedt het voeden van teken die aan het membraan aan de bovenkant zijn bevestigd niet.
  4. Gooi al het gebruikte bloed en spoelwater weg in een container met 0,5% natriumhypochlorietoplossing (10% bleekmiddel). Bloedafval wordt afgevoerd volgens het institutionele veiligheidsprotocol.
  5. Na het spoelen plaats je de kamer in de nieuwe Petrischaal met bloed.
    OPMERKING: Gebruik kamers tot 2–3 maanden voor het wassen, mits er geen besmetting is en geen lekkages zijn. Kamers en membranen worden vuil en lopen meer dan 3 maanden gebruik zonder wassen het risico op besmetting. Dit resulteert in minder voer van teken. Hergebruik de kamers tot 1,5 jaar (~10 wascycli).
  6. Hergebruik kamers door ze tot 30 minuten in een oplossing van 0,5% natriumhypochloriet (10% bleekmiddel) te doen, en daarna af te wassen met afwasmiddel. Bon de kamers niet langdurig aan bleekmiddel (>30 minuten), omdat de geur de hechtingssnelheid vermindert en de integriteit van de hars na verloop van tijd kan verzwakken.
    OPMERKING: Langdurige blootstelling aan bleekmiddel maakt de kamer flexibel wanneer nat en bros bij het drogen, wat leidt tot breuk. Hierdoor gaat de kamer niet langer dan 4–5 wascycli mee, gebaseerd op herhaalde observaties. Continu gebruik van dezelfde kamer zonder wassen (tot 3 maanden) resulteert in een snellere hechting van teken (1–3 dagen na plaatsing in de kamer) vergeleken met een recent gewassen kamer (vaak >7 dagen om te bevestigen). Dit komt waarschijnlijk door de geur van frass en andere aggregatieferomonen van teken die in de kamer eten, wat het eten van teken kan stimuleren35,36.

Resultaten

Membraandikte voor elke tekensoort.
De hoogste eetpercentages van teken werden waargenomen bij de volgende membraandiktespecificaties voor elke volwassen tekensoort: Amblyomma americanum 100–200 μm; A. maculatum 100–250 μm; Rhipicephalus sanguineus 70–100 μm; Ixodes scapularis <150 μm, Dermacentor variabilis <150 μm. Alle tekensoorten werden tijdens het voeren onder dezelfde luchtvochtigheid en temperatuur gehouden (63% RH en 37 °C) (Tabel 1).

Teken en bloedbronnen die in dit protocol worden gebruikt
Alle teken zijn verkregen bij de tekenkweekfaciliteit van Oklahoma State University en gehandhaafd op >90% relatieve luchtvochtigheid bij 20 °C, onder een licht-donker fotoperiode van 12:12 uur. Alle teken werden gevoed met gedefibrineerd rundvlees of menselijk bloed als onderdeel van een onderzoeksproject dat alfa-gal (αGal) niveaus in verschillende tekensoorten onderzocht. Deze studie vergeleek de effecten van voeding op verschillende bloedbronnen binnen een breder project van alfa-gal syndroom (AGS) uitgevoerd door de onderzoeksgroep. De meeste hier beschreven tekenmonsters zijn vóór volledige opswelling ontleed om αGal-kwantificatieanalyses uit te voeren bij gedeeltelijk gevoede teken (2–5 dagen voeden). Alleen een subset van Amblyomma americanum-teken (die niet nodig zijn voor αGal-kwantificatie) mocht tot repletie worden gevoed. Hoewel gedetailleerde vergelijkingen tussen door runderen en mensen gevoerde tekenvoedersnelheden hier niet worden gepresenteerd, is het opmerkelijk dat volledige opzwelling (d.w.z. voedingssucces) meer werd bereikt bij teken die met rundvleesbloed werden gevoed. Van de teken die langere tijd in de voederbakken mochten blijven (n = 35), bereikten 15 volledige opzwelling, wat een voedingssuccespercentage van 42,8% vertegenwoordigt. Hiervan kregen 9 rundvlees en 6 menselijk bloed (60% rundvlees gevoerd tegenover 40% mensgevoerd).

Tekenvoerpercentages versus slagingspercentages bij tekenvoeding
De voersnelheid van teken in deze studie werd bepaald op basis van het verkrijgen van gedeeltelijk gevoede teken (2–5 dagen voeding), terwijl het voedingssucces werd gedefinieerd als volledige opzwelling, meestal aangegeven door een verandering in de alloscutum-kleuring van het vrouwtje (gegevens alleen beschikbaar voor Amblyomma americanum). Mannelijke voedingshoeveelheden werden gedefinieerd als continu voeden van meer dan 2 dagen (2–5 dagen). De totale voedingspercentages werden berekend door gegevens te combineren van teken die werden gevoed met rundvlees- en menselijk bloed en het berekenen van percentages teken die 2–5 dagen voeden of volledige opswelling bereikten uit teken die in de kamers werden geplaatst. Teken die zich niet hechtten of stierven na <2 dagen hechting, werden meegenomen voor de berekeningen van de voedersnelheden. Hoewel kwantitatieve gegevens over de invloed van de bloedbron op tekenvoedingsraten niet worden gepresenteerd, suggereert dit observationele bewijs dat bij de meeste tekensoorten hechting en voedingssnelheid niet wezenlijk verschillen tussen rundvlees- en mensbloed tijdens de voedingsperiode van 2–5 dagen. Een uitzondering werd waargenomen voor Rhipicephalus sanguineus, die tussen dag 3 en 5 lagere voedingspercentages op menselijk bloed vertoonde vergeleken met rundvleesbloed. De voedingspercentages voor alle tekensoorten die gedeeltelijk voeden en volledige opzwelling bereikten met dit in vitro tekenvoersysteem, worden samengevat in Tabel 1.

Amblyomma americanum vrouwelijke gewichts- en voedingsfaseclassificatie
Gedeeltelijk gevoede vrouwtjes A. americanum werden op basis van voedingsdagen geclassificeerd als: (1) ongevoed, (2) 2–3 dagen gedeeltelijk gevoed, (3) 4–5 dagen gedeeltelijk gevoed, en (4) opgezwollen (Figuur 5). De opgezwollen voedingsfase omvatte teken aan het begin van de snelle opzwellingsfase (met gewichten variërend van 48,9 mg tot 109 mg) en volledig opgezwollen teken (met gewichten variërend van 272,7 mg tot 348,7 mg).

figure-results-1
Figuur 1: Tick-voedingskamer - 3D-model en geprinte assemblage met membraan. Explodeerd 3D-model en eindgemonteerde kamer met afzonderlijke componenten: (i) kamerlichaam (tick-behuizing), (ii) dekselhouderring, (iii) hoogteverstelring, (iv) 40 mm x 10 mm petrischaaldeksel, en (v) 40 mm x 10 mm petrischaalbodem met bloed (A). Assemblage van het 3D-geprinte model en individuele onderdelenmaten weergegeven in mm (B). Geassembleerde kamer geprint in grijze 8K-resolutie resin (C). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Voorbereiding van het siliconenmembraan en de kamerassemblage. (i) Een plastic folie van 30 cm × 30 cm, vastgezet met tape, zodat geen zichtbare kreukels voorkomen, (ii) individuele vellen lensreinigingspapier op de wrap gelegd, ongeveer 5 cm uit elkaar, (iii) voorzichtig mengen van de siliconen componenten met een spatel met cirkelvormige bewegingen, (iv) elk vel lenspapier wordt vastgezet door 1–2 g van het siliconenmengsel langs de randen aan te brengen, (v) het siliconenmengsel gelijkmatig over het lenspapier verdeeld met een recht instrument dat groter is dan het papier (afbeelding toont de rand van een glazen deksel), (vi) merk de verminderde hoeveelheid siliconenmengsel op tijdens het smeren, het vastgehouden siliconen op het gereedschap wordt teruggebracht en herverdeeld om een uniforme dekking te garanderen (A). Correct verspreide membranen toonden geen luchtbellen of openingen (B). Voorbereiding van de spuit voor lijmtoepassing: (i) een 1 mL spuit gevuld met siliconenlijm, (ii) een pipettip van 200 μL in de spuitpunt, (iii) de pipettip vastgeschroefd om een lekvrije afdichting te garanderen, en (iv) het plaatsen van lijm op de onderrand van deel i (C). De kamer wordt geplaatst op het gedroogde membraan (D), en een verzwaard object (een dik acrylblok van 2,5 kg; magenta pijl) wordt erop geplaatst om stevige hechting te garanderen (E). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Laatste stappen in de voorbereiding van kamer en membraan vóór gebruik. Het bijsnijden van de randen van het membraan rondom de kamer met een gebogen kleine schaar (A), verwijderen van plasticfolie voordat de kamer wordt gebruikt (B), eindmontage van het model (C), plaatsing van de kamer in een 40 mm x 10 cm Petrischaal met water, en het gebruik van de Petrischaal als kamerdeksel (D) (de cijfers i-v geven onderdelen aan zoals gespecificeerd in Figuur 1A), en kamerdeksels met ademgaten (aangegeven door magenta pijlpunten) (E). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Bloedvoedingsopstelling en tekenplaatsing. De kamer geplaatst in een met bloed gevulde schaal, met de hoogteverstelring gemarkeerd (magenta pijlen) (A). Interieuraanzicht van de kamerbehuizing met een gelijk aantal mannelijke en vrouwelijke teken (B). Tekenkamers geplaatst in droge baden met een luchtvochtigheidsbron, waarbij 63% ± 2% relatieve luchtvochtigheid (RH) en een temperatuur van 37 °C ± 1 °C (C) wordt gehandhaafd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Variatie in grootte en gewicht van Amblyomma americanum tijdens voeding. De grootte van de niet-gevoede teken en het gemiddelde gewicht van gedeeltelijk gevoede teken worden weergegeven. De afbeeldingen zijn typische voorbeelden die overeenkomen met het gemiddelde gewicht dat bij elk voedingsinterval wordt geregistreerd. De bijgevoegde tabel toont gemiddelde gewichten, standaarddeviaducten, het aantal geanalyseerde tekens, mediaan en kwartielen 1 en 3 voor elk voedertijdpunt. Teken die 2–3 dagen werden gevoed, vertoonden een gewichtsvariatie van 7,4 mg (minimum) tot 19,2 mg (maximaal). Teken die 4–5 dagen werden gevoed, varieerden van 20,6 mg tot 44,8 mg. Teken bij het begin van de snelle opzwellingfase en volledig opgezwollen teken woog tussen de 48,9 mg en 348,7 mg. Afbeelding van aangehechte vrouwtjes van A. americanum die 4-5 dagen gevoed zijn (gele pijlpunt), en volledig opgezwollen vrouwtje (magenta pijlpunt). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tekensoorten en geslachtAantal teken gevoed / Totaal aantal teken geplaatst in kamers (Aantal teken dood)Voedingssnelheid (teken toegevoegd 2-5 dagen)Gemiddeld gewicht (mg) (SD)Gebruikte membraandikte (μm)
A. americanum vrouwtjes85/97 (12)87.60%37.3 (54.40)*100 - 200
A. americanum mannetjes19/22 (2)86.30%Niet opgenomen100 - 200
Vrouwtjes van A. maculatum45/66 (21)68.20%122.4 (141.65)100 - 250
A. maculatum mannetjes36/47 (11)76.60%Niet opgenomenNiet opgenomen
R. sanguineus vrouwtjes34/60 (26)56.60%Niet opgenomen70 - 100
I. scapularis vrouwtjes15/23 (8)65.20%Niet opgenomen<150
*Het voedingssuccespercentage geëvalueerd in een subset van runderen gevoerde Aa-teken is (n=35) was 42,8%

Tabel 1: Teekvoedingssnelheden en gemiddelde gewichten.

Aanvullende Figuur 1: Laagvolume (100 μL) voeding van de individuele teken die al aan een plek van de 3D-kamer zijn bevestigd. Een kleine PCR-buis die met siliconenlijm aan de onderkant van het kunstmatige membraan is bevestigd, wordt gevuld met 100 μL bloed. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Discussie

Voer met tekenmembraan zijn zeer effectieve hulpmiddelen voor tekenonderzoek en worden in veel onderzoekslaboratoria uitgebreid gebruikt als levensvatbare alternatieven voor levende diervoeding 28,29. De belangrijkste waarde van deze systemen ligt in hun vermogen om verschillende agentia via de bloedmeel af te geven of terug te winnen, waaronder pathogenen, acariciden, tekenafgeleide verbindingen en andere modulerende moleculen 22,23,25,27. De optimalisatie van kunstmatige membraanvoedingssystemen zou de ontwikkeling van duurzame teekkoloniefokkerij kunnen bevorderen, waardoor de afhankelijkheid van levende dieren wordt verminderd.

Het in vitro tekenvoedingssysteem zoals beschreven in dit protocol is bijzonder succesvol geweest bij volwassen Amblyomma americanum en Ixodes scapularis. Het slagen van het voeren van teken wordt gedefinieerd als het aandeel (of percentage) teken dat het voeden succesvol voltooit tot volledige opzet. Toch zijn gedeeltelijk gevoede teken (meestal 3–4 dagen na het starten van het voeden) vaak voldoende om specifieke experimentele hypothesen te behandelen voor de meeste tekenonderzoekslaboratoria die de tekenbiologie of fysiologie bestuderen. In dit protocol voor kunstmatig membraanvoersysteem, en om specifieke onderzoeksdoelstellingen in het alpha-Gal (αGal) project te adresseren, werden de termen "tekenvoedingssnelheid" gebruikt om te verwijzen naar het verkrijgen van gedeeltelijk gevoede teken (2–5 dagen voeding) en "tekenvoedingssucces" om volledige opzwelling in A. americanum aan te duiden. De hoogste voedingspercentages waren bij A. americanum-vrouwtjes (87,6%), gevolgd door A. americanum-mannetjes (86,3%), A. maculatum-vrouwtjes (68,2%), A. maculatum-mannetjes (76,6%), I. scapularis-vrouwtjes (65,2%) en R. sanguineus-vrouwtjes (56,6%), terwijl het voedingssucces van A. americanum 42,8% was (Tabel 1). Gedeeltelijk gevoede vrouwelijke A. americanum werden op basis van voedingsdagen ingedeeld in 4 categorieën (voedingsfasen), aangepast ten opzichte van eerdere publicatiesals volgt: (1) ongevoed, (2) 2–3 dagen gedeeltelijk gevoed, (3) 4–5 dagen gedeeltelijk gevoed, en (4) opgezwollen (Figuur 5). De opgezwollen voedingsfase omvatte teken aan het begin van de snelle opzetfase (met gewichten variërend van 48,9 mg tot 109 mg) en volledig opgezwollen teken (met gewichten variërend van 272,7 mg tot 348,7 mg) (Figuur 5). Dit kunstmatige membraan-tekenvoersysteem heeft meerdere studies binnen dezelfde onderzoeksgroep en samenwerkingspartners mogelijk gemaakt door de generatie van gedeeltelijk gevoede teken op rundvleesbloed mogelijk te maken, die vervolgens werden gebruikt om muizen te besmetten en de transmissiehypothese van het alfa-gal-syndroom (AGS), een door tekenbeten veroorzaakte roodvleesallergie, te testen, en voor een N-glycomics-studie11,21, 37. Het gemak van de individuele opstelling maakte het mogelijk om verschillende bloedbronnen te gebruiken, en het heldere deksel en de minimale hoogte van de kamer maakten het mogelijk om de teken tijdens de voedingsperiode onder een stereomicroscoop met voldoende werkafstand te visualiseren.

Recente veranderingen in luchtvochtigheid (van waterbad, 90% RH, naar droog bad, 63% ±% RH), temperatuur (van 37 °C tot 35 °C en weer terug naar 37 °C) en membraandikte (Tabel 1) hebben het mogelijk gemaakt om meerdere tekensoorten succesvol te voeden. Hoewel temperatuur en relatieve luchtvochtigheid (RH) belangrijke variabelen zijn om in vitro tekenvoeding te beheersen, zijn membraandikte en -sterkte cruciale factoren om succesvol te voeden bij verschillende tekensoorten33,38. Het is belangrijk te beseffen dat teken met korte monddelen, zoals Rhipicephalus sanguineus en Dermacentor variabilis, dunnere membranen nodig hebben dan die met lange monddelen(39), zoals Amblyomma spp en Ixodes spp. De hoogste eetpercentages van teken waren bij Amblyomma americanum en A. maculatum met een membraandikte van 100–200 μm; Rhipicephalus sanguineus met diktes tussen 70–100 μm; Ixodes scapularis met diktes <150 μm, en Dermacentor variabilis <150 μm (Tabel 1). Een belangrijke factor bij het voeden met kunstmatige membraanteken is dat er nog steeds schommelingen in de voedingssnelheden optreden. In dit systeem verhoogt een lichte temperatuurverandering, dat wil zeggen van 37 °C naar 35 °C en na een paar dagen weer terug naar 37 °C, vaak de eetsnelheid van teken. Bovendien levert de overstap van droog bad naar waterbad vergelijkbare resultaten op voor Amblyomma-soorten en Ixodes scapularis, maar dit effect werd niet waargenomen bij Rhipicephalus sanguineus, die effectiever voedt met 63% ± 2% RH in droge baden.

Andere kunstmatige tekenvoedingssystemen, zoals die aangepast van het vijfdelige continue stroomsysteem ontwikkeld door Ueti, M. et al. (USDA-ARS) en later aangepast voor extra tekensoorten door Yamasaki, Y. et al., hebben een hoge efficiëntie aangetoond en leveren consequent hoge succespercentages bij tekenvoedingop 27,40. Studies die frequente toegang tot het systeem vereisen voor de dissectie van gedeeltelijk gevoede teken maken deze opstellingen echter minder geschikt, omdat het herhaaldelijk openen en sluiten van de tekenhuiskamer omslachtig kan zijn. De 3D-geprinte kamer die in dit protocol wordt beschreven, beschikt over een magnetisch sluitdeksel en individuele petrischalen, waardoor het hanteren en visuele inspectie van tekenvoeding eenvoudig is zonder de opstelling te verstoren. Het transparante deksel maakt visuele monitoring mogelijk zonder verstoring en wordt stevig aan de kamer bevestigd via ingebedde magneten, in tegenstelling tot de meest voorkomende tekenvoedingssystemen, zoals die geoptimaliseerd door het oorspronkelijke ontwerp van Kröber en Guerin22,29, waarbij individuele visualisatie niet mogelijk is zonder de voedingskamer uit het bloed te halen, aangezien alle voederunits in één plaat zijn geïntegreerd en de methoden om teek te voorkomen ontsnappen worden gebruikt Sta geen visualisatie toe. Bovendien kan dit in vitro tekenvoedingssysteem verder worden verfijnd om kleinere, locatie-specifieke hoeveelheden bloed te leveren. Bijvoorbeeld, zodra vrouwelijke teken op bepaalde voedingsplaatsen zijn bevestigd, kan de onderste petrischaal worden vervangen door miniatuurreservoirs, zoals het bovenste deel van een 100 μL PCR-buis, met minder dan 100 μL bloed direct onder het aanhechtingsgebied (Aanvullende Figuur 1). Deze laagvolume-voedingsaanpak zou gedetailleerde studies mogelijk maken naar de acquisitie en overdracht van pathogeen, evenals onderzoek naar de effecten van tekentoxines en van de gastheer afgeleide antilichamen. Dit protocol is aangetoond succesvol te zijn bij het verkrijgen van gedeeltelijk gevoede teken van verschillende volwassen tekensoorten. Voor deze studie werden de eierleg- en volledige opzetpercentages niet geëvalueerd in dit protocol; er wordt echter verdere optimalisatie uitgevoerd met als doel het verkrijgen van tekennakomelingen, wat op basis van voorlopige observaties mogelijk is met Amblyomma americanum en Ixodes scapularis. Misschien wel de meest innovatieve eigenschap van dit systeem is de flexibiliteit voor kleinschalige experimentele manipulaties, waardoor gecontroleerde variatie van behandelingen en omgevingsomstandigheden mogelijk is, terwijl het ook toepassingen voor koloniefokdoeleinden ondersteunt.

In vitro tekenvoeding is een waardevol hulpmiddel voor onderzoekers die tekenbiologie, fysiologie en vectorcompetentie bestuderen. Het voeden met kunstmatige membraanteken is echter een tijdrovende en inspanningsvolle taak. Dit protocol, met een 3D-geprinte kamer met een sure-lock systeem en een eenvoudig laboratoriummembraan, biedt een eenvoudige opstelling zodra de kamers zijn geprint en membranen zijn voorbereid, waardoor langdurig gebruik mogelijk is. Daarnaast kan het systeem door het aanpassen van de membraandikte effectief worden aangepast aan verschillende tekensoorten. Verdere optimalisatie, waaronder kamergrootte en membraandikte, kan toepassing maken over verschillende levensstadia van teken.

Openbaarmakingen

De auteurs geven geen materiële financiële belangen aan die betrekking hebben op het in dit artikel beschreven onderzoek.

Dankbetuigingen

De auteurs willen het ijverige werk erkennen van de bachelorstudenten en medewerkers, Kara Golden, Sydney Ingham en Omayma Jaddou Najma, die hielpen bij het voeden van teken en het opzetten van de tekenkamer en het membraan.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1mL Luer-Lok SyringeBD309628Luer-Lok Tip
Advanced Clear Silicone General Electric2810435Heldere siliconenkit. Deze kit vormt een waterdichte barrière na uitharding.
Clear Epoxy glueJB Weld-Clear‎B009EU5ZM0Amazon productnummer
Clear food wrap (cling seal)GladCLO00020
Defibrinated Bovine bloodHemostat LaboratoriesDBB100
Defibrinated Human bloodBioIVT
Disposable spatulasLevGo, Inc.17211Amazon productnummer
Dry bath incubatorsONiLAB ScientificHB120-SAmazon productnummer. Verwarmingsblok is omgekeerd om een vlakke oppervlakte te verkrijgen.
Gentamicin sulfate saltMillipore SigmaG3632-5G
Lens Cleaning PaperTiffenEK1546027T
Micropipette tips, 200 μL Biotix uTIP63300057Voor spuit. Siliconenkit applicator
Nitrile glovesInspireCOBALT-OGAmazon productnummer
NystatinFisher BioReagentsBP2949-5
Petri dish 35 mm x 10 mmFalcon351008
Phrozen Sonic MEGA 8K V2 Resin PrinterPhrozenB0F9NBXVVTBouwvolume van 320 x 175 x 300 mm. Kan worden gekocht via Amazon als in-house afdrukken wordt geprefereerd
Pro 8K photopolymer  Resin Aqua GrayPhrozenVia University of ArizonaLage krimp. Hoge kwaliteit & uiterst gedetailleerde 3D-modellen met 8K resolutie.
Round magnets 3mm x 2 mmMealosB08NZTN426Amazon productnummer
RPG photopolymer Resin Smoke WhitePhrozenVia University of ArizonaHoge kwaliteit & uiterst gedetailleerde 3D-modellen Grote flexibiliteit met indrukwekkende buiging.
Silicone oilMillipore Sigma378321-250ml
Tinkercad free 3D software designTinkercadN/Ahttps://www.tinkercad.com
Weighing boats (100 mL capacity)Pura Pontamdo-azoc-1030

Referenties

  1. De La Fuente, J., Estrada-Pena, A., Venzal, J. M., Kocan, K. M., Sonenshine, D. E. Overview: Ticks as vectors of pathogens that cause disease in humans and animals. Front Biosci. 13, 6938-6946 (2008).
  2. Gubler, D. J. In vector biology, ecology and control. Atkinson, P. W. , Springer. Netherlands, Dordrecht. 39-62 (2010).
  3. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. In biology of ticks. 1, Oxford University Press. Cary. 3-17 (2013).
  4. A global brief on vector-borne diseases. , World Health Organization. 1-54 (2014).
  5. Mullen, G. R., Durden, L. A. In medical and veterinary entomology. , Academic Press. Amsterdam. 517-558 (2002).
  6. Choudhary, S. K., et al. Tick salivary gland extract induces alpha-gal syndrome in alpha-gal deficient mice. Immun Inflamm Dis. 9 (3), 984-990 (2021).
  7. Van Nunen, S. A., O'Connor, L. R., Clarke, L. R., Boyle, R. X., Fernando, S. L. An association between tick bite reactions and red meat allergy in humans. Med J Aust. 190 (9), 510-511 (2009).
  8. Fischer, J., et al. Spatial distribution of alpha-gal in Ixodes ricinus – A histological study. Ticks Tick Borne Dis. 11 (5), 101506(2020).
  9. Hamsten, C., et al. Identification of galactose-α-1,3-galactose in the gastrointestinal tract of the tick Ixodes ricinus; possible relationship with red meat allergy. Allergy. 68 (4), 549-552 (2013).
  10. Chinuki, Y., Ishiwata, K., Yamaji, K., Takahashi, H., Morita, E. Haemaphysalis longicornis tick bites are a possible cause of red meat allergy in Japan. Allergy. 71 (3), 421-425 (2016).
  11. Maldonado-Ruiz, L. P., Boorgula, G. D., Kim, D., Fleming, S. D., Park, Y. Tick intrastadial feeding and its role on IgE production in the murine model of alpha-gal syndrome: The tick “transmission” hypothesis. Front Immunol. 13, 1-11 (2022).
  12. Commins, S. P., et al. Delayed anaphylaxis, angioedema, or urticaria after consumption of red meat in patients with IgE antibodies specific for galactose-α-1,3-galactose. J Allergy Clin Immunol. 123 (2), 426-433 (2009).
  13. Commins, S. P., Jerath, M. R., Cox, K., Erickson, L. D., Platts-Mills, T. Delayed anaphylaxis to alpha-gal, an oligosaccharide in mammalian meat. Allergol Int. 65 (1), 16-20 (2016).
  14. Crispell, G., et al. Discovery of alpha-gal-containing antigens in North American tick species believed to induce red meat allergy. Front Immunol. 10, 1056(2019).
  15. Park, Y., et al. Alpha-gal and cross-reactive carbohydrate determinants in the N-glycans of salivary glands in the lone star tick, Amblyomma americanum. Vaccines. 8 (1), 95(2020).
  16. Sharma, S. R., Karim, S. Tick saliva and the alpha-gal syndrome: Finding a needle in a haystack. Front Cell Infect Microbiol. 11, 680264(2021).
  17. Sonenshine, D. E. In biology of ticks. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. Vol 1, New York. 51-66 (1991).
  18. Narasimhan, S., et al. Laboratory management of mammalian hosts for Ixodes scapularis host–pathogen interaction studies. Comp Med. 74 (4), 235-245 (2024).
  19. Allan, S. A. Tick rearing and in vitro. feeding. Biology of ticks. Sonenshine, D. E., Roe, R. M. , Oxford University Press. New York. 445-473 (2013).
  20. Costa-Da-Silva, A. L., Carvalho, D. O., Kojin, B. B., Capurro, M. L. Implementation of artificial feeders in hematophagous arthropod research cooperates with the vertebrate animal use replacement, reduction and refinement (3Rs) principle. J Clin Res Bioeth. 5 (2), 1-3 (2014).
  21. Maldonado-Ruiz, L. P., et al. High levels of alpha-gal with large variation in the salivary glands of lone star ticks fed on human blood. Sci Rep. 13 (1), 21409(2023).
  22. Kröber, T., Guerin, P. M. An in vitro. feeding assay to test acaricides for control of hard ticks. Pest Manag Sci. 63 (1), 17-22 (2007).
  23. Stone, B. F., Commins, M. A., Kemp, D. H. Artificial feeding of the Australian paralysis tick, Ixodes holocyclus, and collection of paralysing toxin. Int J Parasitol. 13 (5), 447-454 (1983).
  24. Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: a tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
  25. Oliver, J. D., et al. Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae.) by membrane feeding. J Med Entomol. 53 (2), 409-415 (2015).
  26. Vimonish, R., et al. Isolation of infectious Theileria parva sporozoites secreted by infected Rhipicephalus appendiculatus ticks into an in vitro. tick feeding system. Parasit Vectors. 14 (1), 616(2021).
  27. Vimonish, R., et al. Quantitative analysis of Anaplasma marginale acquisition and transmission by Dermacentor andersoni fed in vitro. Sci Rep. 10 (1), 470(2020).
  28. Kröber, T., Guerin, P. The tick blood meal: From a living animal or from a silicone membrane. Altex. 24, 39-41 (2007).
  29. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).
  30. Waladde, S. M., Ochieng, S. A., Gichuhi, P. M. Artificial-membrane feeding of the ixodid tick, Rhipicephalus appendiculatus, to repletion. Exp Appl Acarol. 11 (4), 297-306 (1991).
  31. Khoo, B., Cull, B., Oliver, J. D. Tick artificial membrane feeding for Ixodes scapularis. J Vis Exp. (189), e64553(2022).
  32. Krull, C., Böhme, B., Clausen, P. H., Nijhof, A. M. Optimization of an artificial tick feeding assay for Dermacentor reticulatus. Parasit Vectors. 10 (1), 60(2017).
  33. Garcia Guizzo, M., et al. Optimizing tick artificial membrane feeding for Ixodes scapularis. Sci Rep. 13 (1), 16170(2023).
  34. Rochlin, I., et al. Optimization of artificial membrane feeding system for lone star ticks, Amblyomma americanum (Acari: Ixodidae), and experimental infection with Rickettsia amblyommatis (Rickettsiales: Rickettsiaceae). J Med Entomol. 61 (2), 442-453 (2023).
  35. Barré, N., Garris, G., Lorvelec, O. Field sampling of the tick Amblyomma variegatum (Acari: Ixodidae.) on pastures in Guadeloupe: Attraction of CO and/or tick pheromones and conditions of use. Exp Appl Acarol. 21 (2), 95-108 (1997).
  36. Norval, R., Peter, T., Sonenshine, D., Burridge, M. Responses of the ticks Amblyomma hebraeum and A. variegatum. to known or potential components of the aggregation-attachment pheromone. III Aggregation. Exp Appl Acarol. 16 (3), 237-245 (1992).
  37. Park, Y., et al. Alpha-gal and cross-reactive carbohydrate determinants in the N-glycans of salivary glands in the lone star tick, Amblyomma americanum. Vaccines. 8 (1), 1-18 (2020).
  38. Trentelman, J. J., Kleuskens, J. A., Van De Crommert, J., Schetters, T. P. A new method for in vitro feeding of Rhipicephalus australis (formerly Rhipicephalus microplus.) larvae: A valuable tool for tick vaccine development. Parasit Vectors. 10 (1), 153(2017).
  39. Kemp, D. H., Stone, B. F., Binnington, K. C. In physiology of ticks. Obenchain, F. D., Galun, R. , Pergamon. 119-168 (1982).
  40. Yamasaki, Y., Singh, P., Vimonish, R., Ueti, M., Bankhead, T. Development and application of an in vitro. tick feeding system to identify Ixodes tick environment-induced genes of the Lyme disease agent, Borrelia burgdorferi. Pathogens. 13 (6), 1-13 (2024).

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Kunstmatig membraanvoeden3D geprinte kamersiliconen membraantekenvoedingssysteemharde tekenvector gastheerinteractiepathogenentransmissietekengebonden ziektenhematofage ectoparasieten
Tekenbloed dat via een kunstmatig membraan op een 3D-geprinte kamer in Ixodid Tick Research wordt gevoed
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.