Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met vastgestelde institutionele normen voor de humane zorg en het gebruik van proefdieren en werden formeel goedgekeurd door de institutionele Animal Ethics Committee. Er werden maatregelen genomen om het ongemak en de stress van de dieren waar mogelijk te verminderen.
Werk met chemische verbindingen, kleurstoffen en biologische monsters volgde de gevestigde bioveiligheidspraktijken om potentiële risico's te beperken. Potentieel gevaarlijke stoffen – waaronder paraformaldehyde, koperhoudende reagentia en DHE – werden behandeld met passende persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder handschoenen, mondkapjes en veiligheidsbrillen. Alle afvalmaterialen, zoals gebruikte reagentia en besmette wegwerpartikelen, werden gescheiden in aangewezen biohazard-containers en vervolgens behandeld door erkende diensten voor gevaarlijk afvalbeheer in overeenstemming met institutionele en milieuveiligheidsvoorschriften. Het algemene experimentele ontwerp is weergegeven in Figuur 1.

Figuur 1: De workflow van deze studie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Celcultuur en groepering
Normale menselijke hersenastrocyten (NHA) en glioblastoomcellijnen A172, U251, LN229 en SHG-44 (zie Materiaaltabel) werden gekweekt in DMEM-medium met 10% foetaal rundereserum (FBS) en gehouden in een broedmachine op 3 °C met 5% CO₂. Het medium werd om de dag verwisseld en cellen werden doorgevoerd wanneer ze ongeveer 80% confluentie bereikten. De juiste dosis en blootstellingstijd voor CUM werden bepaald met behulp van de MTT-assay. NHA-, A172-, U251-, LN229- en SHG-44-cellen werden behandeld met verschillende concentraties (0, 2,5, 5, 10, 20 en 4 μM) CUM gedurende respectievelijk 24, 48 en 7 uur,23. Vervolgens werd 2 μL MTT-oplossing toegevoegd. Na h werd 15 μL dimethylsulfoxide aan elke put toegevoegd en zachtjes gemengd. Optische dichtheid (OD) bij 45 nm werd gemeten met een microplaatlezer. Onbehandelde cellen (controlegroep) werden in alle experimenten als negatieve controles gebruikt.
A172- en U251-cellen werden gezaaid en verdeeld in groepen: Controle, CUM lage dosis (1 μM), CUM hoge dosis (2 μM), AKT-remmer (MK-2206), AKT remmer + Wnt remmer (MK-2206 + LGK974) en Elsm-Cu (Elesclomol + CuCl₂), gebaseerd op behandelvoorwaarden. Cellen in de CUM-groepen werden behandeld met 10 of 2 μM CUM gedurende 4 uur. Cellen in de MK-2206 groep ontvingen 1 μM MK-2206 gedurende 2 uur. Cellen in de MK-2206 + LGK974 groep werden behandeld met μM LGK974 voor h na blootstelling aan MK-2206. Elsm-Cu groepcellen werden behandeld met 100 nM Elesclomol en μM CuCl₂ gedurende 4 uuren 14.
Flowcytometrie
Gekweekte A172- en U251-cellen in elke groep werden 1 minuut lang geïncubeerd met PBS met 1 μg/mL PI-kleuringsoplossing. Cellen werden vervolgens behandeld met 0,25% trypsine en verzameld door centrifugatie (20 × g, min, kamertemperatuur). PI-positieve cellen werden gedetecteerd met een flowcytometer met een PE-kanaal (excitatie bij 488 nm), en het celsterftecijfer werd berekendop 27.
Carboxyfluoresceine succinimidyl aminoester (CFSE) assay
A172- en U251-cellen werden 1 minuut in het donker geïncubeerd met μmol/L CellTrace CFSE-kleurstof bij 3 °C. Het medium werd vervolgens geneutraliseerd en cellen werden gecentrifugeerd op 20 × g voor een minuut bij kamertemperatuur. Na de verzameling werden de cellen gekweekt en behandeld volgens hun groepering. De fluorescentieintensiteit van CFSE werd geanalyseerd met behulp van flowcytometrie (excitatie bij 488 nm)27.
Celklonvormingsassay
Gekweekte A172- en U251-cellen werden verteerd, opnieuw opgehangen en geteld. Twee milliliter van de voorbereide celophanging werd toegevoegd. Na zacht mengen werden de cellen ongeveer 14 dagen geïncubeerd. Cellen werden vervolgens 3 minuten gefixeerd met 4% paraformaldehyde, waarna het fixatiemiddel werd weggegooid. Na het beitsen met 0,1% kristalviolet. Er werden koloniebeelden vastgelegd en het kloonvormingspercentage werd berekendop 14.
Celkrastest
A172- en U251-cellen (1 × 106 cellen/put) werden gekweekt totdat ze 90% confluentie bereikten. De celmonolaag werd eenmaal bekrabd met een steriele 2 μL tip om een wond te creëren en vervolgens behandeld met verschillende concentraties CUM voor h en 48 uur. Beelden werden vastgelegd met een microscoop. De genezingssnelheid van de kras werd geëvalueerd met behulp van ImageJ-software. Afbeeldingen werden omgezet naar 8-bits formaat, een uniforme drempel werd ingesteld om het krasgebied van het cellenoppervlak te onderscheiden, en de krasgebieden op 0 uur en 48 uur werden berekend met de functie Deeltjes Analyseren . Krasgenezingssnelheid (%) = (0 uur afstand − 48 uur afstand) / 0 uur afstand × 100%23.
Transwell-experiment
A172- en U251-cellen werden blootgesteld aan de gespecificeerde behandelingen, vervolgens enzymatisch losgekoppeld en gecentrifugeerd op 200 × g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. De cellen werden opnieuw opgehangen in een serumvrij medium. Matrigel werd verdund in een verhouding van 1:8 in serumvrij medium, grondig gemengd, en 5 μL werd aangebracht in de bovenste kamer van een Transwell-insert, gevolgd door een incubatie van 4 uur. In totaal werden 5 × 10 4-cellen per put toegevoegd aan de bovenkamer, terwijl 60 μL medium aangevuld met 20% FBS in de onderste kamer werd geplaatst. Na 48 uur incubatie werden de cellen gefixeerd met paraformaldehyde en gekleurd met kristalviolet. Vijf gezichtsvelden werden geselecteerd uit het midden en de periferie van elke put. Cellen werden onder een microscoop geobserveerd en in beeld genomen. Invasieve cellen werden berekend met behulp van ImageJ. Beelden werden omgezet naar 8-bits formaat, drempels werden toegepast om gekleurde cellen van de achtergrond te onderscheiden, en de functie Deeltjes analyseren telde cellen die door het membraan23 waren gemigreerd.
Detectie van mitochondriaal membraanpotentiaal (MMP)
Gekweekte A172- en U251-cellen in elke groep werden 30 minuten in het donker geïncubeerd met mL JC-1 werkoplossing. Cellen werden voorzichtig gewassen met voorgekoelde JC-1 buffer, waargenomen en gefotografeerd met een fluorescentiemicroscoop. Met 488 nm excitatie werden JC-1 polymeer- en monomeersignalen verzameld met respectievelijk 590 nm en 530 nm emissiefilters. De rood/groene fluorescentieverhouding (JC-1 aggregaten tot monomeren) werd geanalyseerd met ImageJ-software om MMP-veranderingen28 te evalueren. Beelden van rode en groene kanalen werden afzonderlijk geëxtraheerd en de gemiddelde fluorescentieintensiteit in hetzelfde gebied werd gekwantificeerd.
Detectie van zuurstofverbruikssnelheid (OCR)
Gekweekte A172- en U251-cellen werden gezaaid. De plaat werd in een voorverwarmde analyzer geplaatst bij 3 °C ter aanpassing. Na aanpassing werd het bepalingsmedium toegevoegd. Na automatische kalibratie werd de plaat 15-2 minuten in evenwicht gebracht bij 3 °C zonderCO2. De basislijn OCR werd gemeten en het assayprogramma werd ingesteld om mitochondriale OCR op bepaalde intervallen te registreren. Gegevens werden geëxporteerd voor latere analyse28.
MitoSOX fluorescentieprobe detectie van reactieve zuurstofsoorten (ROS)
A172- en U251-cellen werden aangepast naar een dichtheid van 1 × 104 cellen/mL, en 1 mL per put werd in een confoce schotel geplant, waarna de medicatieinterventie werd uitgevoerd. De celsupernatant werd weggegooid en 1 mL verdunde MitoSOX-probe (1:1.000) werd toegevoegd. Cellen werden in het donker geïncubeerd bij 3 °C gedurende 1 minuut. Het fluorescentiesignaal werd vastgelegd met een fluorescentiemicroscoop (excitatie/emissie: 510/580 nm) om mitochondriale ROS-niveaus29 te beoordelen.
Immunofluorescentie
Dekfolies zijn één keer gewassen met DMEM-kweekmedium. Vervolgens werden ze geplaatst in zes-put platen voor celzaaiing en medicijninterventie. Na 24 uur werden de cellen vastgesteld in 4% paraformaldehyde en vervolgens 30 minuten geblokkeerd met 5% bovin serumalbumine (BSA). De blokkerende oplossing werd verwijderd en verdunde primaire antilichamen gericht op dihydrolipoamide acetyltransferase (DLAT) en β-catenine werden toegepast, gevolgd door een nachtelijke incubatie bij °C30. Fluorescentie-gelabelde secundaire antilichamen werden vervolgens geïntroduceerd en 30 minuten geïncubeerd bij 3 °C. Celkernen werden tegengekleurd met DAPI en de glaasjes werden gemonteerd met een antifade-reagens. Fluorescentiebeelden werden vastgelegd met een fluorescentiemicroscoop en de signaalintensiteit werd gekwantificeerd met ImageJ-software. Beelden werden omgezet naar 8-bits formaat en er werd een consistente drempel toegepast om doelsignalen van achtergrondruis te onderscheiden. Het rechthoekgereedschap werd gebruikt om de gewenste celgebieden te selecteren, en de gemiddelde fluorescentieintensiteit werdgemeten tot 27. Om mitochondriën te visualiseren, werden cellen behandeld met 20 nM MitoTracker Red CMXRos gedurende 30 minuten en vervolgens gefixeerd met paraformaldehyde30.
TCF/LEF1 luciferase verslaggever kit
De activatie van Wnt/β-catenine binnen A172- en U251-cellen werd beoordeeld met behulp van een TCF/LEF1 luciferase-rapportagekit. De TCF/LEF reportervector bevat een TATA-box en T-celfactor/lymfoïde versterkerfactor (TCF/LEF) responselementen, waardoor indirecte detectie van β-catenine transcriptieactiviteit via de expressie van groen fluorescerend eiwit (GFP) mogelijk is. Gekweekte A172- en U251-cellen werden omgekeerd getransfecteerd met 5 ng TCF/LEF-rapportagevector. Zestien uur na transfectie werd de fluorescentieintensiteit geregistreerd met een microplaatlezer met excitatie- en emissieinstellingen van respectievelijk488 en 51 nm.
Tumordragende muizen
Tien mannelijke BALB/c naakte muizen (7 weken oud, 2 ± 2 g) werden onder specifieke ziekteverwekkervrije omstandigheden (2 °C, 65% luchtvochtigheid) onderhouden met onbeperkte toegang tot standaard voedsel en water. Alle procedures zijn goedgekeurd door de Ethische Beoordelingscommissie van het Eerste Aangesloten Ziekenhuis van de Yangtze Universiteit (nr. 2023092; goedkeuringsdatum: 18-10-2023).
Om een GBM-xenograftmodel vast te stellen, werden A172-cellen (4 × 106 cellen/mL) opgehangen in serumvrij medium, en 0,1 mL werd subcutaan in de rechterflank van elke muis geïnjecteerd. Dieren werden willekeurig toegewezen aan een controlegroep of een CUM-behandelgroep (n = 5 per groep). De CUM-groep kreeg dagelijks 60 mg/kg curcumine via orale gavage, terwijl de controlegroep een gelijke hoeveelheid zoutoplossing kreeg. De tumordiameters werden elke 7 dagen geregistreerd met een vernierremklauw, en het tumorvolume werd berekend met de formule 1/2 × lengte × breedte2 (mm3). Na 5 weken werden muizen geëuthanaseerd door cervicale dislocatie, en werden tumoren onder steriele omstandigheden geoogst voor gewichtsmeting32.
TUNEL-assay
Tumorweefsels werden 24 uur gefixeerd in 4% paraformaldehyde, gedehydrateerd in ethanol, ingebed in paraffine en gesneden op μm-dikte. Secties werden ontwaxd en gerehydrateerd, afgespoeld met PBS, behandeld met proteïnase K gedurende 50 minuten voor antigeenextractie, en geïncubeerd met 3% waterstofperoxide. TUNEL-reactiemengsel werd 1 uur aangebracht, gevolgd door een montage met een antifade-reagens. Fluorescentiebeelden werden met microscopie gemaakt en TUNEL-positieve cellen per veld werden gekwantificeerd met behulp van ImageJ-software.
Immunohistochemie
Paraffine-ingebedde tumorsecties werden gebakken op 6 °C, gedewaxed in xyleen en gerehydrateerd via een gegradueerde ethanolreeks. Antigeenwinning werd uitgevoerd met behulp van een verwarmde EDTA-buffer, gevolgd door het afkoelen van endogene peroxidaseactiviteit. De preparaten werden 's nachts geïncubeerd met het primaire antilichaam van het anti-Ki-67 bij °C. Na 20 minuten incubatie met een secundair antilichaam werden secties 5 minuten gekleurd met diaminobenzidine (DAB) en tegengekleurd met hematoxyline. Na dehydratie en montage met neutrale hars werden de glaasjes onder een microscoop gefotografeerd. Positieve kleuring werd vastgesteld met bruin-gele precipitaat, en Ki-67-positieve cellen werden gekwantificeerd met behulp van ImageJ27.
Dihydroethidium (DHE) fluorescentiekleuring
ROS-niveaus werden beoordeeld met DHE-fluorescentiekleuring. Bevroren tumorweefselsecties werden uitgespoeld met PBS. Achtergrondfluorescentie werd afgekoeld en μM DHE werd aan elke sectie toegevoegd gedurende 3 minuten. Na het wassen van PBS werden de delen in het donker verzegeld. Fluorescentie werd waargenomen met een microscoop (excitatie/emissie: 518/605 nm), en er werden vijf willekeurige beelden per groep verzameld. ImageJ werd gebruikt om ROS-niveaus te kwantificeren.
Cu2+ inhouddetectie
De concentratie Cu2+ in GBM-cellen en tumorweefsels werd beoordeeld met behulp van een colorimetrische detectiekit. A172- en U251-cellen werden na de behandeling geoogst en gecentrifugeerd bij 1.500 × g gedurende 10 minuten bij °C. Celpellets werden opnieuw opgehangen in 0. mL gedestilleerd water, gesoniceerd op ijs en opnieuw gecentrifugeerd. Tumorweefsels werden gehomogeniseerd in gedestilleerd water en op vergelijkbare wijze gecentrifugeerd bij 4 °C gedurende 10 minuten. Supernatanten (1 μL) werden overgebracht naar een 96-wellplaat, gemengd met 23 μL chromogeen reagens, verzegeld en 5 minuten geïncubeerd. Optische dichtheid (OD) werd gemeten op 58 nm met een microplaatlezer, en Cu2+ niveaus werden berekendop 14.
Westelijke Vlek (WB)
Eiwitten werden geïsoleerd uit gekweekte cellen en tumorweefsels. Supernatanten werden verkregen via centrifugatie bij 12.000 × g gedurende 15 minuten bij 4 °C, en eiwitconcentraties werden gekwantificeerd met een BCA-assay. Na denaturatie werden de monsters gescheiden door SDS-PAGE, overgebracht naar PVDF-membranen en 1 uur geblokkeerd met 5% magere melk. De membranen werden gewassen in TBST en 's nachts geïncubeerd bij °C met primaire antilichamen tegen FDX1, LIAS, DLAT, DLD, AKT, p-AKT, Wnt3a, GSK-3β, p-GSK-3β, β-catenine, p-β-catenine en β-actine (zie de Materiaaltabel)14,33. Na aanvullende TBST-wasbeurten werden membranen 1 uur geïncubeerd met HRP-geconjugeerde secundaire antilichamen, ontwikkeld met ECL-reagens en visualiseerd door chemiluminescentie. ImageJ-software werd gebruikt om signaalintensiteit te kwantificeren met behulp van de Rectangle-selectietool en de Gels-analysefunctie. Relatieve eiwitexpressie werd berekend als de verhouding van de grijze waarde van de doelband tot de interne controle (GAPDH). Nucleaire extracten uit A172- en U251-cellen werden bereid met een nucleaire eiwitextractiekit. De expressie van β-catenine en Lamin B1 werd beoordeeld, waarbij Lamin B1 diende als nucleaire belastingsregeling34.
Statistische analyse
Kwantitatieve resultaten weerspiegelen het gemiddelde van drie onafhankelijke replicata. Alle gegevens werden beoordeeld op normale verdeling en homogeniteit van variantie. Eenrichtings-ANOVA gevolgd door Tukey's post hoc-test werd gebruikt voor vergelijkingen tussen meerdere groepen. De gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Een P-waarde van minder dan 0,05 werd als statistisch significant beschouwd. Deze procedures werden gebruikt om datarobuustheid te waarborgen en de betrouwbaarheid van conclusies te ondersteunen.