Dit protocol beschrijft de experimentele procedures die worden gebruikt om de effecten van circZBTB46-modulatie op inflammatoire signalering, oxidatieve stress en activatie van de ERBB2-AKT-route in HUVEC's te onderzoeken.
Celkweek
De HUVEC-cellen die in deze studie werden gebruikt, zijn afkomstig uit een commerciële bron. HUVEC's werden gebruikt als representatief endotheelcelmodel vanwege hun brede beschikbaarheid, reproduceerbare kweekomstandigheden en hoge transfectie-efficiëntie, die genetische manipulatie en mechanistisch onderzoek van endotheliale signaalroutes onder inflammatoire stressmogelijk maken 15,16. HUVEC's werden gekweekt in DMEM, aangevuld met 10% (v/v) foetaal rundserum en een antibioticum-antimycoticum cocktail in concentratie 1%. Alle celculturen werden onder standaard fysiologische omstandigheden in een bevochtigde kamer (37 °C, 5%CO2) onderhouden, wat een aanhoudende cellulaire proliferatie bevorderde terwijl >95% levensvatbaarheid behouden bleef, zoals bevestigd door de trypan blue exclusion assay. Hoewel endotheel-specifieke media (bijv. EGM-2 of M199 aangevuld met endotheelgroeisupplementen) vaak worden aanbevolen voor langdurig HUVEC-onderhoud, werd DMEM in deze studie gebruikt om consistentie tussen experimentele behandelingen en compatibiliteit met LPS-stimulatie en farmacologische remmer-assays te waarborgen. Voor de AG-825 inhibitor-assays incubeer je HUVEC's met verse DMEM die 10 μM AG-825 bevat gedurende 1 uur. Voeg vervolgens de LPS-oplossing toe aan de putten om een uiteindelijke concentratie van 10 μg/mL te bereiken, en zet de cultuur 24 uur voort. Om potentiële fenotypische drift te minimaliseren, werden HUVEC's gebruikt bij lage doorgangen en blootgesteld aan DMEM-gebaseerde experimentele omstandigheden alleen voor kortetermijntests. Alle functionele experimenten werden uitgevoerd binnen gedefinieerde behandelvensters in plaats van tijdens langdurige kweek.
Celtransfectie
Om de biologische rol van circZBTB46 te verduidelijken, werden overexpressieplasmiden (oe-circZBTB46) en gematchte negatieve controleconstructies (oe-NC) gesynthetiseerd en gevalideerd door GenScript. HUVEC's werden in 6-wellplaten gezaaid met een dichtheid van 1 x 10⁵ cellen/put en 's nachts gekweekt om bij transfectie ~70%-80% confluentie te bereiken. Voor elke put werd 2,5 μg plasmide-DNA (oe-circZBTB46 of oe-NC) verdund in 125 μL gereduzeerd serummedium en gemengd met 2,5 μL P3000-reagens (buis A). Parallel werd 3,75 μL Lipofectamine 3000 verdund in 125 μL gereduceerd serummedium (buis B). Buis A en buis B werden vervolgens gecombineerd, voorzichtig gemengd en 15-20 minuten op kamertemperatuur geïncubeerd om complexvorming mogelijk te maken (eindvolume van het complex: 250 μL/put). De complexen werden druppelgewijs aan de cellen toegevoegd in een antibioticavrij volledig medium. Na 6 uur incubatie bij 37 °C, 5% CO2, werd het transfectiemedium vervangen door een nieuw volledig groeimedium. Cellen werden 48 uur gekweekt voorafgaand aan de volgende assays. Alle procedures volgden de instructies van de fabrikant.
LPS-geïnduceerd model
Om een in vitro SA-AKI model te genereren, werden HUVECs (5 x 105 cellen/put) getransfecteerd met oe-circZBTB46 of NC gezaaid in 96-wellplaten en 24 uur gehandhaafd totdat 80% confluentie was bereikt. Hierna ondergingen deze cellen een behandeling met LPS bij 10 μg/mL gedurende 24 uur. HUVEC's zonder LPS-behandeling dienden als controlegroep.
qRT-PCR
Volledige RNA-extractie uit HUVEC's maakte gebruik van een commercieel reagens. Reverse transcriptie voor cDNA-synthese werd uitgevoerd met de commerciële reagenskit. Kwantitatieve PCR (qPCR) werd driemaal uitgevoerd met behulp van een Real-Time PCR-systeem naast een mastermix. De expressiehoeveelheden van doelgenen werden gekalibreerd tegen U6, met analyse uitgevoerd via de 2−ΔΔCT-methode 17,18. Voor circRNA-expressieanalyse werd U6 small nuclear RNA gebruikt als interne referentie voor normalisatie, omdat het vaak wordt gebruikt voor kwantificering van kleine niet-coderende RNA's en relatief stabiele expressie vertoont tijdens kortetermijn in vitro experimentele omstandigheden. De primersequenties die in deze studie worden toegepast, zijn als volgt vermeld:
circZBTB46-Voor: 5'-CGGCGCTCATGAGTAAGAAC-3'
circZBTB46-Achteruit: 5'-CGCCTCTTCTACAGAGGG-3'
U6-Vooraan: 5'-TGCTATCACTTCAGCAGCA-3'
U6-Achteruit: 5'-GAGGTCATGCTAATCTCTCTCTCTG-3'.
CCK-8 assay
De levensvatbaarheid van HUVEC's werd beoordeeld met CCK-8 die commercieel was aangeschaft. Kort gezegd werden cellen in een 96-well-plaat geplant en ondergingen de cellen een adhesiekweek gedurende 24 uur. Daarna werd 10 μL CCK-8-oplossing aan elke put toegevoegd, en de cellen werden verder geïncubeerd bij 37 °C gedurende 2 uur. Er werd een microplaatlezer gebruikt om de optische dichtheid (OD) te meten bij een golflengte van 450 nm. Voorlopige waarnemingen toonden aan dat 10 μg/mL LPS de levensvatbaarheid van HUVEC's significant verminderde, wat leidde tot de selectie van deze concentratie voor latere experimentele processen.
Flowcytometrie
Aanvankelijk werden HUVECs volgens standaardprocedures met EDTA-vrij trypsine losgekoppeld. In overeenstemming met de richtlijnen van de fabrikant voor de Annexin V-APC/PI Apoptosis Assay Kit werden celsuspensies gecentrifugeerd bij 1.000 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C, na enzymatische dissociatie. De gepelleteerde cellen werden vervolgens 2x gewassen met ijskoude PBS onder identieke omstandigheden en opnieuw opgehangen in 100 μL van 1x bindingsbuffer. Elk monster werd behandeld met 5 μL Annexin V-FITC conjugatie en 5 μL propidiumjodide (PI) kleuringsoplossing, gevolgd door een 10 minuten incubatie in het donker bij kamertemperatuur (20-25 °C). Ten slotte werd 400 μL 1x bindingsbuffer aan alle monsters toegevoegd en werd de apoptose binnen 1 uur geanalyseerd met een flowcytometer. Evenementen werden eerst door FSC/SSC geblokkeerd om puin uit te sluiten. Voor apoptose-analyse werden kwadrantpoorten vervolgens toegepast op de Annexin V-FITC versus PI-grafiek met behulp van passende controles (ongekleurd en enkelkleurig/compensatiecontroles) om levende (Annexin V-/PI-), vroege apoptotische (Annexin V+/PI-), late apoptotische (Annexin V+/PI+) en necrotische (Annexin V-/PI+) populaties te definiëren. Dezelfde gating-sjabloon en drempels werden toegepast op alle monsters.
ELISA-assay
De concentraties van ontstekingsfactoren—tumornecrosefactor-α (TNF-α), interleukine-6 (IL-6) en interleukine-1β (IL-1β)—in de supernatant van gekweekte HUVEC's werden gemeten met commercieel verkrijgbare ELISA-kits. Specifiek werden de Human TNF-α ELISA Kit, Human IL-6 ELISA Kit en Human IL-1β ELISA Kit gebruikt volgens de instructies van de fabrikant. Voor elke assay werd per put 50 μL onverdunde celcultuursupernatant geladen. Standaardkrommen werden gegenereerd met behulp van de meegeleverde seriële verdunningen (TNF-α: 0-1000 pg/mL; IL-6: 0-500 pg/mL; IL-1β: 0-200 pg/mL). Na monster en standaardtoevoeging werden platen 90 minuten geïncubeerd bij 37 °C, gevolgd door vijf wasbeurten met wasfilter. Vervolgens werd biotine-geconjugeerd detectie-antilichaam toegevoegd en 60 minuten geïncubeerd bij 37 °C. Na een andere wasbeurt werd streptavidin-HRP toegevoegd en 30 minuten geïncubeerd bij 37 °C. Na een laatste wasbeurt werd 3,3',5,5'-tetramethylbenzidine (TMB) substraat toegevoegd en 15 minuten in het donker geïncubeerd bij 37 °C. De reactie werd beëindigd met stopoplossing en de absorptie werd onmiddellijk gemeten op 450 nm met een referentiegolflengte van 630 nm. Elke monster en standaard werd dubbel geanalyseerd en alle experimenten bevatten drie onafhankelijke biologische replicatieën. De niveaus van oxidatieve stressmarkers—malondialdehyde (MDA), superoxidedismutase (SOD) en katalase (CAT)—in het supernatant werden respectievelijk geëvalueerd met behulp van de MDA ELISA Kit, SOD ELISA Kit en CAT ELISA Kit, volgens de verstrekte protocollen 19,20,21. Voor MDA- en SOD-assays werd 40 μL supernatant per put gebruikt zonder verdunning; voor CAT werden monsters 1:10 verdund met een assaybuffer voorafgaand aan het laden. Standaardcurves werden voorbereid volgens de bouwpakketspecificaties (MDA: 0-60 nmol/mL; SOD: 0-100 U/mL; KAT: 0-100 U/mL). De incubatiestappen werden als volgt uitgevoerd: MDA - 60 min bij 37 °C; SOD - 60 min bij 37 °C; CAT - 30 min bij 37 °C. De borden werden vier keer gewassen tussen de belangrijkste incubatiestappen. Kleurontwikkeling werd bereikt door de respectievelijke substraten toe te voegen en te incuberen bij 37 °C (MDA: 15 min; SOD: 20 min; KAT: 15 min). De absorptie werd gemeten op 450 nm voor SOD en CAT, en bij 532 nm voor MDA. Alle metingen werden uitgevoerd in dubbele putten en herhaald op drie onafhankelijke biologische replicaten.
RNA-sequencing
Totaal RNA werd uit HUVEC's geëxtraheerd met commerciële reagentia volgens de instructies van de fabrikant. De zuiverheid en concentratie van RNA werden beoordeeld met een spectrofotometer door absorptie te meten bij 260 nm en 280 nm (A260/A280), en de integriteit van RNA werd geëvalueerd met een bioanalyzer. Alleen RNA-monsters met een RNA Integrity Number (RIN) ≥ 7 werden gebruikt voor de daaropvolgende bibliotheekvoorbereiding. Ribosomaal RNA werd verwijderd tijdens de bibliotheekvoorbereiding met behulp van een standaard rRNA-depletieprocedure uitgevoerd door een commercieel bedrijf. Waar geïndiceerd werd RNase R-behandeling toegepast vóór de bibliotheekbouw om lineaire RNA's selectief te verteren en circulaire RNA-soorten te verrijken. RNA-fragmentatie werd vervolgens uitgevoerd onder verhoogde temperatuurcondities volgens het standaardprotocol van de RNA Library Preparation Kit-handleiding om RNA-fragmenten van passende grootte te genereren. Sequencingbibliotheken werden voorbereid met de RNA Library Preparation Kit volgens de instructies van de fabrikant en gesequenced op een Illumina-platform met een paired-end sequencingstrategie en een leeslengte van 150 bp (PE150). De sequencingdiepte was voldoende om transcriptome-brede analyse te ondersteunen. Ruwe sequencing-reads werden verwerkt met standaard kwaliteitscontroleprocedures om adaptersequenties en laagwaardige reads te verwijderen. Schone reads werden afgestemd op het menselijke referentiegenoom en genexpressieniveaus werden dienovereenkomstig gekwantificeerdmet 22,23. Differentieel tot expressie gebrachte genen (DEGs) tussen circZBTB46-overexpressieve HUVECs en NC-behandelde HUVECs onder LPS-stimulatie werden geïdentificeerd met behulp van gevestigde statistische methoden. Genset-verrijkingsanalyse (GSEA) werd uitgevoerd om signaalroutes te identificeren die geassocieerd zijn met circZBTB46-overexpressie. Genen werden gerangschikt op basis van differentiële expressie tussen experimentele groepen. Gecureerde gensets uit de Molecular Signatures Database (MSigDB) werden gebruikt voor verrijkingsanalyse. De verrijkingssignificantie werd geëvalueerd op basis van de genormaliseerde verrijkingsscore (NES) en het valse ontdekkingspercentage (FDR), waarbij FDR < 0,25 als statistisch significant werd beschouwd. CircRNA-sequencing en alle bijbehorende bio-informatische analyses werden uitbesteed.
Identificatie van DEG's
Om LEG's te screenen, werden de expressieniveaus tussen twee verschillende groepen vergeleken met behulp van het DESeq (2012) R-softwarepakket. De drempels voor statistische significantie werden gedefinieerd als p < 0,05 met een |log2FC| Waarde hoger dan 0,58. De heatmap werd gegenereerd door het pheatmap R-pakket, en de vulkaanplot gebruikte het Goplot2 R-pakket voor het tekenen.
Functionele verrijkingsanalyse
GO- en KEGG-verrijkingsanalyses afgeleid van lineaire transcripties werden uitgevoerd met het online platform EnrichR, en de Bubble Chart werd getekend op basis van het GOplot R-pakket. De GSEA-software werd gebruikt, gebaseerd op de expressiematrix- en gensetbestanden die door de MSigDB-database werden geleverd, met analyseparameters (bijv. aantal permutaties en statistische methoden). De verrijking van gensets werd geëvalueerd met behulp van de genormaliseerde verrijkingsscore (NES), P-waarde en FDR-waarde, wat een diepgaande verkenning bood van de functies en potentiële biologische mechanismen van de verschillend tot expressie gebrachte genen.
Westelijk vlek
Het totale eiwit werd geëxtraheerd uit HUVEC's (ongeveer 1 x 10⁶ cellen) met behulp van een RIPA-lysebuffer aangevuld met protease- en fosfataseremmers. De eiwitconcentratie werd bepaald met een BCA Protein Quantification Kit. Gelijke hoeveelheden eiwit (20 μg per baan) werden opgelost door elektroforese op 10% natriumdodecylsulfaat-polyacrylamide gels (SDS-PAGE) bij 80 V gedurende 30 minuten, gevolgd door 120 V gedurende 60 minuten. Vervolgens werden eiwitten overgebracht naar polyvinylidienfluoride (PVDF) membranen met behulp van een nat-overdrachtssysteem bij 100 V gedurende 90 minuten bij 4 °C. Membranen werden geblokkeerd met 5% magere melk in Tris-gebufferde zoutoplossing met 0,1% Tween-20 (TBST) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur, gevolgd door incubatie met primaire antilichamen verdund in dezelfde blokkerende buffer (typisch 1:1000 voor doeleiwitten en 1:5000 voor GAPDH) bij 4 °C gedurende de nacht. De belangrijkste gebruikte antilichamen waren als volgt: ERBB2, p-AKT, AKT en GAPDH. Na de incubatie werden membranen 3x (10 minuten per was) gewassen met TBST en vervolgens geïncubeerd met een mierikswortelperoxidase (HRP)-geconjugeerde geitenantikonijn IgG secundair anti-anti-konijn secundair antilichaam (1:5000 in blokkerende buffer) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur. Na drie extra TBST-washes (elk 10 min) werden eiwitbanden gevisualiseerd met een Enhanced Chemiluminescence (ECL) Western Blotting Substrate Kit en gefotografeerd met een beeldvormingssysteem. Bandintensiteiten werden gekwantificeerd met software.
Statistische analyse
Statistische evaluaties werden uitgevoerd met behulp van GraphPad Prism 10. Gegevens worden weergegeven als gemiddelden ± standaardfout van de gemiddelden (SEM's). Er werd een p-waarde < 0,05 gedefinieerd om statistische significantie aan te geven.