Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Snelle scancyclische voltammetrie voor ex vivo opname van dopamineafgifte

493 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69790

⸱

17 maart 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Snel-scan cyclische voltammetrie (FCV) meet snelle dopaminedynamiek met een resolutie van minder dan een seconde met behulp van koolstofvezelmicro-elektroden. Dit protocol beschrijft FCV in acute hersenslices van muizen, inclusief elektrodefabricage, slice-voorbereiding, kalibratie en stimulatie-gebaseerde assays om te onderzoeken hoe cholinerge interneuronen de striatale dopamineafgifte reguleren onder fysiologische omstandigheden.

Samenvatting

Fast-Scan Cyclic Voltammetry (FCV) is een elektrochemische techniek die realtime detectie mogelijk maakt van oxideerbare neurotransmitters, waaronder dopamine (DA), noradrenaline en serotonine, met een temporele resolutie onder een seconde. Door een snel scannende driehoekige spanningsgolfvorm toe te passen op een koolstofvezelmicro-elektrode, maakt FCV zeer gevoelige metingen mogelijk van snelle, tijdelijke veranderingen in extracellulaire neurotransmitterconcentraties met uitstekende temporele precisie. Dit maakt FCV bijzonder geschikt voor het opnemen van snelle neuromodulerende signaleringsgebeurtenissen. Dit artikel beschrijft de toepassing van FCV om de afgifte van opgewekte DA te meten in ex vivo hersensneden van muizen. Het protocol beschrijft essentiële stappen voor de fabricage van koolstofvezelmicro-elektroden, de voorbereiding van acute hersensneden, elektrodeconditionering, gegevensverzameling en post-hoc kalibratie om stroomsignalen om te zetten in absolute DA-concentraties. Met behulp van de selectieve β2-bevattende nicotinische acetylcholinereceptor (nAChR) antagonist dihydro-β-erythroidine (DHβE) tonen we aan dat nAChR-activiteit een krachtige modulerende invloed heeft op de afgifte van striatale DA. Samen benadrukt dit werk FCV als een krachtige benadering om monoamine-overdracht tussen hersengebieden te onderzoeken.

Inleiding

Snel-scan cyclische voltammetrie (FCV) is een elektrochemische techniek ontwikkeld om snelle fluctuaties in elektroactieveneurotransmitters te monitoren. In tegenstelling tot traditionele cyclische voltammetrie, die langzame scanfrequenties1 gebruikt, past FCV een driehoekige potentiaalgolfvorm toe met een veel snellere scansnelheid (meestal 400 V/s) via een micrometerschaal koolstofvezelmicro-elektrode, waardoor sub-seconde metingen van neurotransmitterconcentratie2 mogelijk zijn. Deze hoge scansnelheden genereren een grote maar stabiele achtergrondlaadstroom die digitaal kan worden afgetrokken om de faradaïsche stromen te isoleren die worden geproduceerd door oxidatie- en reductiereacties van neurotransmitters 2,3.

FCV maakt realtime meting van extracellulaire neurotransmitterconcentraties in specifieke hersengebieden mogelijk, wat zorgt voor een hoge temporele resolutie en matige chemische selectiviteit4. Deze kenmerken maken FCV zeer geschikt voor het bestuderen van snelle neurochemische signalering in zowel in vivo als ex vivo preparaten, waaronder vrij bewegende of verdoofde dieren en acute hersensneden 5,6,7. Deze techniek biedt verschillende voordelen: (1) gecontroleerde stimulatieprotocollen kunnen worden gebruikt om gedefinieerde dopaminerge reacties op te roepen; (2) de kleine diameter van koolstofvezelmicro-elektroden minimaliseert weefselschade en maakt nauwkeurige ruimtelijke registraties mogelijk; (3) FCV is zeer compatibel met farmacologische manipulaties, waardoor efficiënt onderzoek naar de kinetiek van monoamine-afgifte en -opname mogelijk is; en (4) de combinatie van chemische selectiviteit en hoge temporele resolutie zorgt voor verbeterde detectie in vergelijking met andere elektrochemische methoden, zoals amperometrie, en bemonsteringsmethoden zoals microdialyse, die vaak niet snel genoeg zijn om snelle, tijdelijke neurotransmittergebeurtenissen vast te leggen of uitdagingen ondervinden bij het identificeren en kwantificeren van specifieke moleculen5.

Dopamine (DA) is een belangrijke neuromodulator die betrokken is bij beloning, motivatie, motorische controle en meerdere aspecten van leren en geheugen, en wordt gekenmerkt door snelle en tijdelijke afgiftedynamiek8. Bij FCV wordt herhaaldelijk een driehoekige spanningsgolfvorm, doorgaans van -0,4 V tot +1,2 V, aangelegd op een koolstofvezel-micro-elektrode. Tijdens de anodische (opwaartse) sweep wordt DA nabij het elektrodeoppervlak geoxideerd bij ongeveer +0,6 V, waarbij twee elektronen vrijkomen en dopamine-o-quinon ontstaat. Tijdens de kathodische (neerwaartse) sweep wordt deze verbinding teruggebracht tot DA bij ongeveer -0,2 V, waarbij twee elektronen9 worden opgenomen. De resulterende stroom-spanningssignatuur maakt nauwkeurige detectie en kwantificering van snelle DA-afgifte en -clearance mogelijk met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie, waardoor seconde-tot-seconde fluctuaties in extracellulaire DA-niveaus aan het licht komen. In onze experimenten werden FCV-opnames verzameld bij 10 Hz gedurende 15-30 seconden, wat voldoende was om de door elektrische stimulatie opgewekte DA-afgifte vast te leggen.

Binnen het striatum wordt de afgifte van DA streng gereguleerd door lokale cholinerge interneuronen (ChI's). Hoewel ChI's slechts ~1%-2% van de striatale neuronen uitmaken, begroeien ze een uitgebreide arborise en hebben ze sterke controle over dopaminerge axonen via axo-axonische interacties10,11. Deze regulatie zal waarschijnlijk een cruciale rol spelen bij striataal leren. Tijdens het leren vertonen DA-neuronen in het middenbrein fasisch vuren als reactie op belonings- of beloningsvoorspellende signalen12, terwijl ChI's een sterk gesynchroniseerd, multifasisch excitatie-pauze-terugslagpatroon13 vertonen. De temporele samenloop tussen de ChiI-pauze en de fasische DA-activiteit onderstreept verder het belang van door ChI gemedieerde regulatie van DA-afgifte via nicotinische acetylcholinereceptoren (nAChR's)14,15. Naast het reguleren van DA-afgifte is aangetoond dat deze temporele samenloop noodzakelijk is voor de inductie van leergerelateerde synaptische plasticiteit in het striatum16, wat het belang aangeeft van het verduidelijken van de interacties tussen ChIs- en DA-signalering binnen dit circuit.

ChI's beïnvloeden de afgifte van DA via ten minste twee verschillende mechanismen. Ten eerste kan synchrone activatie van ChIs snelle, korte-latentie DA-afgifte oproepen die onafhankelijk van dopaminerge somatische ontsteking plaatsvindt via activatie van nAChR's op DA-axonen 17,18,19. Deze vorm van axonale DA-afgifte wordt waarschijnlijk gemedieerd door de vorming van ectopische actiepotentialen binnen DA-axonen17. Ten tweede kan ChI-activatie de daaropvolgende DA-afgifte sterk onderdrukken door depolarisatie van DA-axonen20 te voorkomen. Opvallend is dat deze onderdrukking optreedt met zeer korte latentie en kan worden geïnduceerd door relatief lage niveaus van ChI-activiteit die zelf geen detecteerbare DA-afgifte oproepen, wat suggereert dat activatie van nAChR's effectiever is in het onderdrukken van voortdurende DA-afgifte dan in het triggeren van DA-afgifte. Daarom suggereren deze factoren dat ChI's een algehele onderdrukkende invloed kunnen uitoefenen op de afgifte van DA onder fysiologische omstandigheden. Op een fijnere ruimtelijke schaal kan ChIs echter lokaal de axonale afgifte van DA bevorderen.

Gezamenlijk benadrukken deze bevindingen een fijn afgestemde regulerende rol voor Chi's bij het beheersen van striatale DA-signalering20. FCV biedt een krachtige methode om deze Chl-DA-interacties te ontleden, omdat de hoge temporele resolutie nauwkeurige meting mogelijk maakt van zowel de faciliterende als onderdrukkende effecten van ChiI-activiteit op DA-afgifte.

Dit artikel beschrijft de essentiële procedures voor het vervaardigen van koolstofvezelmicro-elektroden en het meten van opgewekte extracellulaire DA-concentraties met FCV in ex vivo preparaten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door de University of Exeter Animal Welfare and Ethical Review Board en uitgevoerd onder de Home Office-vergunning [PP262252]. De reagentia en de gebruikte apparatuur worden vermeld in de Materiaaltabel.

1. Bereiding van koolstofvezelmicro-elektroden

  1. Vul een schoon glazen bakje met aceton. Dompel de glascapillairen volledig onder in de aceton, zodat elke capillair gevuld is.
  2. Met een pincet steek je een enkele koolstofvezel in een met aceton gevulde capillaire structuur. Verwijder de haarvaten uit de aceton en laat ze volledig aan de lucht drogen.
  3. Laad de gedroogde capillairbuis in een verticale microelektrode-trekker, waarbij het midden van de buis in lijn ligt met de verwarmingsfilament.
  4. Activeer de trekker en stel het verwarmingsniveau in op 58,1 om twee koolstofvezelelektroden uit één capillairbuis te produceren. Verzamel de uitgetrokken elektroden voor het trimmen.
    OPMERKING: Er zijn geen universele instellingen voor verwarmingstemperatuur of trekkracht. Deze parameters verschillen per instrument en moeten door trial-and-error worden geoptimaliseerd voor elke laboratoriumopstelling.
  5. Plaats de getrokken elektrode onder een microscoop met een 10× richtkruis. Knip met een scalpel de vezeltip af tot een lengte van ~100 μm (Figuur 1A).
  6. Verwijder ongeveer 1 cm isolatie van elk uiteinde van een geleidende draad. Breng een dunne laag geleidende zilveren inkt aan op één blootgestelde uiteinde.
  7. Steek het zilvergecoate uiteinde van de draad in het achterste uiteinde van de koolstofvezelelektrode, zodat er stevig contact tussen de draad en de vezel wordt gegarandeerd. Sluit de verbinding af met secondelijm en laat het volledig drogen.

2. Voorbereiding van oplossingen

  1. Maak de sucrose-gebaseerde snijoplossing klaar.
    1. Om 1 L sucrose-gebaseerde snijoplossing (pH 7,4, ~300 mOsm/L) te bereiden, los je de volgende componenten op (in mM): 85 NaCl, 25 NaHCO3, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 7 MgCl2, 10 glucose en 65 sucrose.
    2. Breng 200 ml van de sucrose-gebaseerde snijoplossing over in een schone fles. Voeg 200 μL van 1 M CaCl2· toe H2O om een uiteindelijke CaCl2-concentratie van 1 mM te bereiken. Laat de oplossing minstens 30 minuten voor gebruik bellen met een gasmengsel van 95% O2 / 5% CO2 .
  2. Bereid kunstmatig hersenvocht (aCSF, pH 7,4, 300 mOsm/L) voor voor opname.
    1. Bereid een 10× aCSF-bouillon voor door het volgende op te lossen in 1 L gedestilleerd water: 1300 mM NaCl, 250 mM NaHCO3, 25 mM KCl en 12,5 mM NaH2PO4. Bewaar de bouillonoplossing op 4 °C.
    2. Om 1× aCSF te bereiden, combineer je 100 mL van de 10× aCSF-voorraadoplossing met 52 mL van 0,5 M NaHCO3. Verdun het mengsel tot 1 liter met gedestilleerd water. Voeg 2 mL van 1 M CaCl2· toe H2O om een uiteindelijke concentratie van 2 mM CaCl2 te verkrijgen. Laat de oplossing minstens 30 minuten bellen met 95% O2/5% CO voor gebruik.
  3. Bereid 2,5 mM DA standaard standaardoplossing voor kalibratie voor
    1. Bereid 0,1 mM perchloorzuur voor door 20 μL 0,1 M perchloorzuur te verdunnen tot 20 mL gedestilleerd water. Meng grondig om volledige verdunning te garanderen.
    2. Weeg 9,48 mg DA-hydrochloridepoeder en los dit op in het hierboven bereide 0,1 mM perchloorzuur om een eindconcentratie van 2,5 mM te verkrijgen. Bewaar de oplossing op 4 °C en bescherm deze tegen licht om oxidatie te voorkomen.

3. Voorbereiding van hersensnede

  1. Euthanaer de dieren, haal vervolgens snel de hersenen eruit en plaats deze direct in een ijskoude snede op basis van sucrose.
  2. Bevestig de hersenen op het vibratoomplatform en snijd 300 μm coronale sneden tussen +1,5 mm en +0,5 mm ten opzichte van bregma met een snijsnelheid van 0,34 mm/s.
  3. Breng de plakjes over naar een terugwinningskamer met aCSF op 32 °C. Broed de plakjes 30-40 minuten uit.
  4. Na het herstel bewaar je de plakjes op kamertemperatuur in een continu geoxygeneerde aCSF tot verder gebruik.

4. Installatie van de installatie en elektrodeconditionering

  1. Zet het perfusiesysteem aan. Perfuseer het hele platform met gedestilleerd water gedurende minstens 10 minuten. Zet het verwarmingssysteem aan en stel de temperatuur in op 32 °C.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de temperatuursensor volledig in de oplossing is ondergedompeld voordat je de verwarming activeert.
  2. Zet de stimulusgeneratorsoftware, camera, micromanipulator en achtergrondverlichting van de microscoop aan.
  3. Open de HDCV-software voor FCV-gegevensverzameling. Stel de spanningsparameters in op een driehoekige golfvorm die van -0,4 V tot +1,2 V sweept met een scansnelheid van 400 V/s, toegepast bij 10 Hz.
  4. Plaats het hersenschijfje in het midden van de sneekamer en zet het vast met een harp.
  5. Met behulp van de micromanipulator brengt u de elektrodepunt in het gezichtsveld van de microscoop.
  6. Controleer de elektrodetip onder de microscoop om te bevestigen dat deze intact is en niet gebroken.
  7. Begin met het verzamelen van gegevens en controleer de stroom-spanningsgrafiek.
  8. Conditioneer de nieuwe elektrode door deze in corticaal weefsel te plaatsen en een driehoekige golfvorm minstens 30 minuten te laten draaien voordat je opneemt.
    OPMERKING: Een correct cyclisch voltammogram moet een karakteristieke laadcurve tonen (Figuur 1B). Vervang de elektrode als het voltammogram vervormd is (Figuur 1C-E) of als de achtergrondstroom onstabiel is. Als de instabiliteit aanhoudt, controleer dan de aardingsverbinding.

5. Meting van de extracellulaire DA-concentratie

  1. Met behulp van de micromanipulator verplaats je de opname-elektrode van de conditioneringsplaats naar de doelopnamelocatie binnen de hersensnee.
  2. Plaats een concentrische bipolaire stimulerende elektrode op de gewenste opnameplaats. Plaats de opname-elektrode ongeveer 50 μm van de stimulatie-elektrode (Figuur 2A,B).
  3. Geef enkelpuls elektrische stimulatie bij 0,65 mA met een pulsbreedte van 200 μs en een interstimulusinterval van 150 s. Controleer dat de oxidatie- en reductiepieken optreden bij de verwachte spanningen (Figuur 2C) en dat de DA-transiënt typische release- en clearancekinetiek vertoont (Figuur 2D).
  4. Neem 10 baseline DA-signalen op en bekijk de laatste drie baseline traces. Bevestig dat de variatie tussen deze signalen minder dan 5% is.
    OPMERKING: Als de signaalamplitude laag is of blijft afnemen, controleer dan de carbogenvoorraad, temperatuurstabiliteit en de osmolariteit en pH van de aCSF.
  5. Geef stimulatiepulsen met behulp van een pseudogerandomiseerde sequentie die zowel enkelpuls (1p) als vierpuls (4p, 100 Hz) paradigma's omvat.
    OPMERKING: De 4p 100 Hz stimulatie bootst de natuurlijke hoogfrequente vuur van DA-neuronen11 na en wordt vaak gebruikt om de maximale omvang van ChiI-afhankelijke depressie te beoordelen, die optreedt ongeveer 7-8 ms na ChI-activatie20. Wissel stimulatiepatronen af gedurende de opname om sequentiebias te minimaliseren.
  6. Los het gewenste farmacologische agens op in aCSF en laat de oplossing bellen met 95% O2/5%CO gedurende minstens 10 minuten.
  7. Breng het medicijn toe in de badkamer en incubeer tot het volledige farmacologische effect is bereikt (bijvoorbeeld 10-15 minuten voor DHβE). Herhaal de stimulatie- en opnameprocedures onder medicatiebehandelingen.

6. Kalibratie

  1. Bereid een kalibratieoplossing van 2 μM DA voor door 20 μL van de 2,5 mM DA-voorraad te verdunnen tot 25 mL zuurstofhoudende aCSF.
  2. Plaats de elektrode dicht bij de inlaat. Stel de microscoopfocus aan om de boven- en onderranden van de inlaat duidelijk te visualiseren. Focus opnieuw op het midden van de inlaatbuis en stel de micromanipulator aan (omhoog of omlaag) totdat de elektrodepunt duidelijk zichtbaar is.
  3. Perfusie de elektrode met zuurstofhoudende aCSF met een snelle stroom gedurende ongeveer 10 seconden om het oppervlak van de elektrode te wassen. Terwijl je de schakelaar onder de microscoop observeert, verander je de perfusielijn van aCSF naar de DA-kalibratieoplossing.
  4. Houd de perfusie met de DA-oplossing 30-60 seconden aan de gang. Zet de slanging weer over op aCSF en blijf perfusie gebruiken om de DA eruit te spoelen. Herhaal de volledige kalibratieprocedure drie keer.
  5. Bereken de kalibratiefactor (nA/μM) met behulp van de gemiddelde stroomrespons (ΔI) van de drie DA-toepassingen (Figuur 2E). Voor elke toepassing bereken je ΔI met: ΔI = IDApeak− IDAbase. Gemiddeld de ΔI-waarden en deel door de bekende DA-concentratie (2 μM) om de kalibratiefactor van de elektrode te verkrijgen.
  6. Label de elektrode met de experimentdatum en bewaar alle kalibratiegegevens voor toekomstig verhaal.
    OPMERKING: Elke opname-elektrode wordt aan het einde van de experimentele dag gekalibreerd en wordt niet hergebruikt voor latere opnames om optimale gevoeligheid en nauwkeurigheid te waarborgen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

DA-release-amplitudes werden gekwantificeerd uit achtergrond-afgetrokken FCV-opnames. Voor elke proef werd het achtergrondsignaal gegenereerd door het gemiddelde van vijf stabiele pre-stimulatie voltammogrammen te nemen, waardoor de oxidatiepiek duidelijk werd geïsoleerd. De DA-afgifte werd gemeten als de piekoxidatiestroom van ongeveer +0,6 V. Aan het einde van elk experiment werden elektroden gekalibreerd en werden piekoxidatiestromen omgezet naar DA-concentraties met behulp van de ele...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft de fundamentele procedures voor het meten van opgewekte DA-afgifte met FCV in acute hersensneden van muizen en biedt een uitgebreide gids voor de essentiële workflow. Naast DA-specifieke toepassingen kan FCV ook worden gebruikt om andere neurotransmitters, zoals noradrenaline en serotonine, zowel in ex vivo als in vivo preparaten te detecteren 21,22,23. ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Yan-Feng Zhang is de oprichter van Oxbio.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door een subsidie (SBF009\1125) van de Academy of Medical Sciences Springboard Award, ondersteund door de British Heart Foundation, Diabetes UK, het Government Department for Science, Innovation and Technology (DSIT) en Wellcome to Y. -F. Z.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AcetoneSigma-Aldrich534064-500ml
Calcium ChlorideSigma-Aldrich21115-100ml1M oplossing
Carbon FiberGoodfellow Cambridge LimitedLS596012 APB
Concentric Bipolar ElectrodeFHC300197Stimulus Electrode
Dihydro-β-erythroidine hydrobromideTocris Biosciences12A/295293
Dopamine HClapexbtB1482
Fast Scan Cyclic Voltammetry Potentiostat SystemWaveNeuroAF01FSCV1
Glass Capillaries Harvard apparatusGC200F-10
GlucoseSigma-AldrichSLCQ7550
Halogen Power SupplyOlympus TH4
Isolated Current StimulatorDigitimerDS3
Magnesium chloride hexahyrateSigma-AldrichM2670
Multicore Cable Multicomp Pro3372784
Perchloric acidFisher scienceUN29200.1M in glazuur azijnzuur
Peristaltic PumpsGilson MINIPLUS 3
Potassium chlorideSigma-AldrichP9541
Prime BSI ExpressTeledyne01-PRIME-BSI-EXP
Silver Conductive PaintRS ComponentsRS 186-3600
Silver/Silver Chloride ReferenceWorld Precision Instruments0226EReference Electrode
SliceScopeScientificaPro 2000
Sodium bicarbonateSigma-AldrichS5761
Sodium chlorideFisher science2402665
Sodium phosphate monobasicSigma-AldrichS5011
Stimulus GeneratorMultichannel systemsSTG5 
SucroseMillipore84100
Vertical microelectrode puller NarishigePC-100

Referenties

  1. Roberts, J. G., Sombers, L. A. Fast-scan cyclic voltammetry: Chemical sensing in the brain and beyond. Anal Chem. 90 (1), 490-504 (2018).
  2. Venton, B. J., Cao, Q. Fundamentals of fast-scan cyclic voltammetry for dopamine detection. Analyst. 145 (4), 1158-1168 (2020).
  3. Movassaghi, C. S., et al. Maximizing electrochemical information: A perspective on background-inclusive fast voltammetry. Anal Chem. 96 (16), 6097-6105 (2024).
  4. Zhao, S., Piatkevich, K. D. Techniques for in vivo serotonin detection in the brain: State of the art. J Neurochem. 166 (3), 453-480 (2023).
  5. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker's guide to voltammetry: Acute and chronic electrodes for in vivo fast-scan cyclic voltammetry. ACS Chem Neurosci. 8 (2), 221-234 (2017).
  6. Wickham, R. J., Park, J., Nunes, E. J., Addy, N. A. Examination of rapid dopamine dynamics with fast scan cyclic voltammetry during intra-oral tastant administration in awake rats. J Vis Exp. (102), e52468(2015).
  7. Maina, F. K., Khalid, M., Apawu, A. K., Mathews, T. A. Presynaptic dopamine dynamics in striatal brain slices with fast-scan cyclic voltammetry. J Vis Exp. (59), e3464(2012).
  8. Klein, M. O., et al. Dopamine: Functions, signaling, and association with neurological diseases. Cell Mol Neurobiol. 39 (1), 31-59 (2019).
  9. Clark, P. J., España, R. A. In dopaminergic system function and dysfunction: Experimental approaches. Fuentealba-Evans, J. A., Henny, P. , Springer US. New York, NY. 249-281 (2023).
  10. Zhang, Y. -F., Cragg, S. J. Pauses in striatal cholinergic interneurons: What is revealed by their common themes and variations. Front Syst Neurosci. 11, 80(2017).
  11. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nat Neurosci. 7 (6), 583-584 (2004).
  12. Schultz, W., Dayan, P., Montague, P. R. A neural substrate of prediction and reward. Science. 275 (5306), 1593-1599 (1997).
  13. Aosaki, T., et al. Responses of tonically active neurons in the primate's striatum undergo systematic changes during behavioral sensorimotor conditioning. J Neurosci. 14 (6), 3969-3984 (1994).
  14. Joshua, M., Adler, A., Mitelman, R., Vaadia, E., Bergman, H. Midbrain dopaminergic neurons and striatal cholinergic interneurons encode the difference between reward and aversive events at different epochs of probabilistic classical conditioning trials. J Neurosci. 28 (45), 11673-11684 (2008).
  15. Morris, G., Arkadir, D., Nevet, A., Vaadia, E., Bergman, H. Coincident but distinct messages of midbrain dopamine and striatal tonically active neurons. Neuron. 43 (1), 133-143 (2004).
  16. Reynolds, J. N. J., et al. Coincidence of cholinergic pauses, dopaminergic activation and depolarisation of spiny projection neurons drives synaptic plasticity in the striatum. Nat Commun. 13 (1), 1296(2022).
  17. Liu, C., et al. An action potential initiation mechanism in distal axons for the control of dopamine release. Science. 375 (6587), 1378-1385 (2022).
  18. Threlfell, S., et al. Striatal dopamine release is triggered by synchronized activity in cholinergic interneurons. Neuron. 75 (1), 58-64 (2012).
  19. Cachope, R., et al. Selective activation of cholinergic interneurons enhances accumbal phasic dopamine release: Setting the tone for reward processing. Cell Rep. 2 (1), 33-41 (2012).
  20. Zhang, Y. -F., et al. An axonal brake on striatal dopamine output by cholinergic interneurons. Nat Neurosci. 28 (4), 783-794 (2025).
  21. Nguyen, M. D., Venton, B. J. Fast-scan cyclic voltammetry for the characterization of rapid adenosine release. Comput Struct Biotechnol J. 13, 47-54 (2015).
  22. Dunham, K. E., Venton, B. J. Improving serotonin fast-scan cyclic voltammetry detection: New waveforms to reduce electrode fouling. Analyst. 145 (22), 7437-7446 (2020).
  23. Rafi, H., Zestos, A. G. Recent advances in FSCV detection of neurochemicals via waveform and carbon microelectrode modification. J Electrochem Soc. 168 (5), 057520(2021).
  24. Salinas, A. G., et al. Distinct sub-second dopamine signaling in dorsolateral striatum measured by a genetically-encoded fluorescent sensor. Nat Commun. 14 (1), 5915(2023).
  25. Schmidt, K. T., McElligott, Z. A. Dissecting the catecholamines: How new approaches will facilitate the distinction between noradrenergic and dopaminergic systems. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1872-1874 (2019).
  26. Farassat, N., et al. In vivo functional diversity of midbrain dopamine neurons within identified axonal projections. Elife. 8, 48408(2019).
  27. John, C. E., Jones, S. R. In electrochemical methods for neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis Taylor & Francis Group, LLC. Boca Raton. (2007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Koolstofvezel-microelektrodepreparatie van hersenplakjesneurotransmitterdetectieconditionering van elektrodendata-acquisitiemonoamine-transmissienicotinische acetylcholinereceptor

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.