Gegevensverzameling en voorverwerking
Alle gegevens die in deze studie zijn geanalyseerd, zijn verkregen uit de openbaar toegankelijke TCGA-database die in de Materiaaltabel is vermeld. Deze studie hield zich strikt aan het National Institutes of Health (NIH) Genomic Data Sharing Policy en de publicatierichtlijnen van TCGA. Omdat de datasets bestaan uit gedeïdentificeerde, publiek beschikbare klinische en multi-omics gegevens, was deze studie vrijgesteld van verdere goedkeuring door de Institutional Review Board (IRB). Transcriptomgegevens en bijbehorende klinische informatie voor LUSC werden gedownload uit de Cancer Genome Atlas (TCGA) database. Aanvankelijk bestond de cohort uit 551 monsters (502 tumoren en 49 normal). Om de robuustheid van dit prognostische model te waarborgen, werden patiënten zonder volledige algehele overlevingsdata (OS), overlevingsstatus of essentiële klinische kenmerken uitgesloten van de downstream survivalanalyse. Na dit strikte filterproces werd een laatste analytische cohort van 470 LUSC-patiënten opgericht. Deze 470 patiënten werden vervolgens willekeurig verdeeld in een trainingsset (n = 235) en een testset (n = 235) voor de opbouw en validatie van risicomodellen. In totaal werden 792 genen gerelateerd aan oxidatieve stress verzameld via de GeneCards-database, vermeld in de Table of Materials, waarbij een inclusiecriterium van een relevantiescore ≥ 7 werd gebruikt. Het limma-pakket (versie 3.66.0) werd gebruikt om te screenen op differentieel tot expressie gebrachte oxidatieve stressgenen. Vulkaanplots werden gemaakt met het ggplot2-pakket (versie 4.0.2). Tussen de trainingsgroep en de testgroep was er geen noemenswaardige variatie in klinische kenmerken (p > 0,05). De trainingsset werd gebruikt voor modelbouw, en de testset werd gebruikt voor interne validatie.
Constructie en verificatie van het risicomodel
Om lncRNA's te identificeren die geassocieerd zijn met oxidatieve stress, werd een Pearson co-expressieanalyse uitgevoerd. De auteurs evalueerden de correlatie tussen de expressieprofielen van de geïdentificeerde differentieel tot expressie gebrachte oxidatieve stressgerelateerde genen en alle geannoteerde lncRNA's binnen de TCGA-LUSC-dataset. De correlatiecriteria voor het selecteren van co-expressieve lncRNA's werden vastgesteld op een correlatiecoëfficiënt |R| > 0,4 en een p-waarde < 0,001. Op basis van deze drempels werden in totaal 6.088 kandidaat-oxidatieve stressgerelateerde lncRNA's afgeleid en geëxtraheerd. Vervolgens werden deze 6.088 kandidaat-lncRNA's geëvalueerd via LASSO-regressie en complementaire analytische benaderingen om het prognostisch risicomodel te construeren. Met behulp van de verwerkte gegevens werden patiëntendeelnemers gecategoriseerd in hoog- en laagrisicostrata.
Onafhankelijke factoren en ROC-curves
Univariate en multivariate Cox-regressiemodellen werden gebruikt om onafhankelijke prognostische variabelen te identificeren. Specifiek, om het familiegewijze foutpercentage tijdens de meervoudige univariate Cox-regressieanalyses (n = 236 tests) te beheersen, werd de Bonferroni-correctie toegepast, waarbij de streng aangepaste significantiedrempel werd vastgesteld op p < 0,00021 (berekend als 0,05 / 236).
Overlevingsanalyse en hoofdcomponentenanalyse
Het survivalpakket (versie 3.8-6) werd gebruikt om de algehele overlevingspercentages (OS) te berekenen, en principal component analysis (PCA) werd gebruikt om de robuustheid van het risicomodel te beoordelen.
Nomogram
De fit-index werd geëvalueerd met behulp van het rms-pakket in R om de betrouwbaarheid van het nomogram te beoordelen. Tumor mutatielast (TMB) werd geëvalueerd en visualiseerd met het maftools-pakket (versie 2.22.0). Algoritmen, waaronder ssGSEA, werden gebruikt om immuuninfiltratie te detecteren. Daarnaast werd het ggpubr-pakket (versie 0.6.3) gebruikt om immuuncontrolepunten tussen risicogroepen te vergelijken. Het ESTIMATE-algoritme werd gebruikt om het tumormicro-milieu (TME) te karakteriseren.
Functionaalanalyse
Het clusterProfiler-pakket (versie 4.14.6) in R werd gebruikt voor verrijkingsanalyse. Om functionele paden verder te onderzoeken, werd GSEA-analyse uitgevoerd. Met behulp van Cytoscape werd een co-expressienetwerk gecreëerd voor observatie.
Experimentele methoden
Cellenkweekcondities en groepering
De NCI-H520 cellijn van menselijke longplaveiselcelcarcinoom (RRID: CVCL_1566; vermeld in de Materiaaltabel) werd gekweekt in RPMI-1640 medium, aangevuld met 10% (v/v) foetaal rundserum en 1% penicilline-streptomycine. Logfasecellen werden gezaaid in 6-put kweekplaten. Na succesvolle naleving werden de cellen willekeurig verdeeld over drie verschillende experimentele groepen: een blanke controlegroep die onder standaard kweekomstandigheden werd onderhouden, een negatieve controlegroep (si-NC) getransfecteerd met niet-doelgericht siRNA, en een experimentele knockdowngroep (si-LINC01615) getransfecteerd met LINC01615-specifiek siRNA.
Celtransfectie
De si-LINC01615 en si-NC reagentia werden ontdooid op ijs. Voor de transfectiecomplexpreparaat werd 95 μL serumvrij RPMI-1640 medium gepipetteerd in steriele centrifugebuizen, gevolgd door de sequentiële toevoeging van 3 μg van het respectievelijke siRNA en 5 μL van het Lipo3000 transfectiereagentia. Dezelfde procedure werd toegepast voor zowel de siLINC01615 - als siNC-groepen. De oplossingen werden voorzichtig gemengd en 5 minuten op kamertemperatuur geïncubeerd om complexvorming te vergemakkelijken, wat resulteerde in een totaal volume van ongeveer 200 μL per buis. Vervolgens werd dit mengsel gelijkmatig verdeeld in de aangewezen kweekputten met 800 μL RPMI-1640 basaal medium. Na een incubatieperiode van 6 uur bij 37 °C werd het transfectiemedium zorgvuldig geaspireerd en vervangen door een vers volledig kweekmedium.
Wondgenezing (scratch) assay
Voor de wondgenezingstest werden logaritmisch groeiende NCI-H520-cellen (RRID: CVCL_1566) in 6-put kweekplaten geplaatst met een dichtheid van 5,6 × 10 5-cellen per put. Bij het bereiken van 95–100% confluentie werd kunstmatig een lineaire wond gecreëerd door de celmonolaag verticaal over het midden van de put te krassen met een steriele pipettip van 200 μL. De putten werden vervolgens drie keer gewassen met PBS om losgekomen cellen en cellulair afval te verwijderen, en vervolgens geïncubeerd in serumvrij RPMI-1640 medium. Beelden van identieke gewonde gebieden werden gemaakt op 0, 24 en 48 uur met behulp van een omgekeerde microscoop. Het wondgenezingsgebied werd gekwantificeerd door de afstand te meten met ImageJ (RRID: SCR_003070; vermeld in de Materiaaltabel), en de migratiesnelheid werd berekend ten opzichte van het initiële wondoppervlak op 0 uur.
Transwell-migratie en invasie-assays
Cellulaire migratie- en invasiecapaciteiten werden geëvalueerd met behulp van 24-put Transwell-kamers uitgerust met polycarbonaatmembraaninserts van 8,0 μm poriegrootte zoals vermeld in de Table of Materials. Voor de invasietest werden de apicale kamers vooraf bedekt met 50 μL Matrigel (verdund 1:8 in serumvrij medium; vermeld in de Materiaaltabel) en 2 uur geïncubeerd bij 37 °C om te polymeriseren, terwijl de migratietest gebruikmaakte van ongecoate inzetstukken. Na celtransfectie en een serum-uithongeringsperiode van 24 uur werden NCI-H520-cellen geoogst, opnieuw opgehangen in serumvrij RPMI-1640-medium en in de apicale kamers gezaaid met een dichtheid van 1,8 × 105-cellen per put in 200 μL. De basale kamers werden gevuld met 600 μL RPMI-1640 medium, aangevuld met 10% FBS als chemoattractant. Na een incubatie van 48 uur bij 37 °C met 5% CO₂ werden de inserts verwijderd en drie keer gewassen met PBS. Cellen die op het apicale oppervlak van het membraan achterbleven werden voorzichtig weggeveegd met een natte wattenstaafje. De cellen die het basolaterale oppervlak waren gemigreerd of binnengedrongen, werden 20 minuten vastgezet met 4% paraformaldehyde en 30 minuten bij kamertemperatuur gekleurd met Giemsa-oplossing zoals vermeld in de Table of Materials . De gemigrerde en geïnvaderde cellen werden gevisualiseerd en opgesomd over drie willekeurig geselecteerde optische velden per insert met een omgekeerde microscoop met 40x vergroting.
Statistische analyse
Alle statistische analyses en datavisualisaties werden uitgevoerd met R-software (versie 4.1.2; RRID: SCR_001905; vermeld in de Materiaallijst). De specifieke versienummers voor alle R-pakketten die in deze studie zijn gebruikt, zijn expliciet gedetailleerd in hun respectievelijke methodologische subsecties. Een significante waarde werd conventioneel gedefinieerd als p < 0,05, tenzij anders vermeld. Waar meerdere vergelijkingen werden uitgevoerd (bijvoorbeeld de meervoudige univariate Cox-regressies), werd de Bonferroni-methode streng toegepast om het familiegewijze foutpercentage (FWER) te handhaven, waarbij de exacte aangepaste drempel (bijv. p < 0,00021) werd beschreven in de betreffende methodologische subsectie. Kwantitatieve in vitro gegevens werden uitgedrukt als gemiddelde ± standaarddeviatie en geanalyseerd met behulp van Student's t-test of eenrichtings-ANOVA indien passend.