Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een atherosclerosemodel bij muizen geïnduceerd door zowel gedeeltelijke carotisligatie als overexpressie van PCSK9

550 weergaven

DOI:

10.3791/69862

27 februari 2026

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Een reproduceerbaar muismodel induceert carotisatherosclerose door het combineren van PCSK9 adeno-geassocieerd virus (PCSK9-AAV) - een vetrijk dieet gemedieerde hypercholesterolemie en gedeeltelijke linker carotisligatie (PCL), waarmee de menselijke pathofysiologie wordt herhaald. Dit maakt snelle inductie van mensachtige carotis-atherosclerotische laesies mogelijk bij wildtype-muizen zonder genomische bewerking, en biedt een gestandaardiseerd hulpmiddel om onderzoek naar carotisatherosclerose te faciliteren.

Samenvatting

Het ontbreken van snelle, reproduceerbare, carotisspecifieke atherosclerosemodellen bij wildtype-muizen beperkt translationele studies van plaquebiologie en therapieën. Dit protocol beschrijft een niet-genomisch bewerkte, tijd-efficiënte methode om reproduceerbare carotis-atherosclerose te induceren bij C57BL/6-muizen door adeno-geassocieerd virus (AAV)-gemedieerde PCSK9-overexpressie , een aterogeen vetrijk dieet en partiële carotidisligatie (PCL) aan de linkerkant te combineren. Het doel is een gestandaardiseerde workflow te bieden die belangrijke pathofysiologische kenmerken van menselijke carotisziekte – hyperlipidemie plus verstoorde stroming – reproduceert zonder genetisch gemodificeerde dieren. Methoden omvatten PCSK9-AAV-dosering en -toediening, perioperatieve voorbereiding, stapsgewijze chirurgische ligatie van de linker halsslagader, postoperatieve zorg, dieet, weefselverzameling en histologische beoordeling inclusief Oil Red O- en Verhoeff-Van Gieson-kleuring. De resultaten wijzen op verhoogde circulerende cholesterol- en laagdichtheidslipoproteïneniveaus vergeleken met referentiewaarden. Uitgesproken atherosclerotische plaques ontwikkelen zich bij de linker geligeerde halsslagader, met significant verhoogde lipidenophoping en significante arteriële intima-media-verdikking ten opzichte van de rechter niet-geligeerde controleslagader. Dit gestandaardiseerde protocol verbetert de reproduceerbaarheid en toegankelijkheid voor onderzoekers die carotisplaque bestuderen, zoals de vorming, progressie, interventiestrategieën en faciliteert laboratoriumoverschrijdende vergelijkingen van experimentele therapieën.

Inleiding

Hart- en vaatziekten (CVD's) blijven de belangrijkste oorzaak van wereldwijde sterfte, waarbij atherosclerose hun gemeenschappelijke pathologischebasis vormt. De halsslagader is een kritieke plek voor atherosclerotische laesies; het bestuderen van carotisatherosclerose is essentieel voor het begrijpen van de pathogenese van CVD's en het ontwikkelen van therapeutische strategieën2. Diermodellen zijn onmisbare hulpmiddelen voor in vivo atheroscleroseonderzoek, maar bestaande modellen hebben vaak beperkingen wat betreft gemak en hun vermogen om menselijke pathofysiologische kenmerken te replicitueren.

In vergelijking met atherosclerose op andere arteriële plaatsen (bijv. aorta, femoralis) wordt de vorming van carotis-atherosclerose sterker beïnvloed door hemodynamica. De halsslagader ondervindt een hoge schuifspanning (10-15 dyn/cm², dynes per vierkante centimeter), alleen de kransslagader (6-45 dyn/cm²)3. Vooral bij de carotisbifurcatie vindt vortexstroming plaats, die wordt gekenmerkt door verstoorde, oscillerende schuifspanning. Deze abnormale hemodynamische omgeving veroorzaakt aanhoudende pro-inflammatoire activatie van lokale endotheelcellen, gekenmerkt door een opgereguleerde expressie van adhesiemoleculen en chemokines die de rekrutering van monocyten en het initiëren van atherosclerose3 bevorderen. Bovendien vertonen hoogrisico menselijke carotis-atherosclerotische laesies vaak een stenosegraad van meer dan 70%, wat wordt gedefinieerd als de procentuele vermindering van de luminale diameter veroorzaakt door plaque4. Daarom zijn diermodellen die ernstige atherosclerotische stenose kunnen induceren belangrijk.

Het model voor partiële carotisligatie (PCL) is een atherosclerosemodel dat wordt geïnduceerd door aanhoudende verstoring van de bloedstroom, wat de voordelen heeft van een korte modelleertijd en ernstige laesies5. Apolipoproteïne E (ApoE) is een belangrijk eiwit dat betrokken is bij de stofwisseling en het verwijderen van circulerend cholesterol en triglyceriderijke lipoproteïnen, en speelt een cruciale rol bij het handhaven van de homeostase van plasmalipiden. Het traditionele PCL-model met ApoE-knockout (ApoE⁻/⁻) muizen is echter moeilijk en kostbaar om5 te maken. Wanneer een doelgen-knockout nodig is, is dubbele gen-knockout (zowel van het doelgen als het ApoE-gen) noodzakelijk, wat het modelleringsproces verder bemoeilijkt. Daarentegen, wanneer alleen wildtype C57BL/6 muizen worden gebruikt voor PCL, ontbreekt het model hypercholesterolemie, een kernrisicofactor voor menselijke atherosclerose, en ontstaat er zelden prominente lipiderijke atherosclerotische laesies 6,7. Andere modellen, zoals ApoE⁻/⁻ of LDLR-knockout (LDLR⁻/⁻) muizen die een vetrijk dieet (HFD) krijgen, worden veel gebruikt in atheroscleroseonderzoek voor het bestuderen van aorta-atherosclerose. Desalniettemin slagen deze modellen er niet in het effect van verstoorde bloedstroom te verwerken en kunnen ze geen ernstige atherosclerose in korte tijd veroorzaken. Eerdere studies hebben aangetoond dat na 3 maanden HFD-voeding ApoE⁻/⁻- of LDLR⁻/⁻-muizen alleen milde atherosclerotische plaques ontwikkelen in de aorta- of brachiocefale arteriegebieden, terwijl er geen duidelijke plaque-laesies ontstaan in de halsslagaders 8,9.

Proproteïne-convertase subtilisine/kexine type 9 (PCSK9) is een belangrijke regelaar van het metabolisme van laagdicht lipoproteïnecholesterol (LDL-C): het bevordert de afbraak van LDL-receptoren, waardoor het serum LDL-C niveau10 stijgt. Recombinant adeno-geassocieerd virus dat PCSK9 (PCSK9-AAV) expressieert, maakt dosiscontroleerbare hypercholesterolemie mogelijk bij WT-muizen zonder genetische modificaties11. Door PCSK9-AAV-geïnduceerde hypercholesterolemie, HFD (die lipidemetabolismestoornissen verder verergert) en PCL (dat lokale hemodynamische verstoring induceert) te combineren, kan een diermodel worden opgebouwd dat twee belangrijke risicofactoren voor atherosclerose bij humane atherosclerose bevat: hypercholesterolemie en stroomverstoring.

Voortbouwend op eerdere onderzoeksvoortgang12, stelt dit protocol een gestandaardiseerde methode vast voor het induceren van carotis-atherosclerose bij C57BL/6-muizen. In vergelijking met bestaande modelprotocollen biedt het drie belangrijke voordelen: (1) Pathofysiologische relevantie: Het recapituleert tegelijkertijd hypercholesterolemie en stroomverstoring, wat resulteert in carotislaesies die kenmerken vertonen die lijken op de midden- tot late fase van menselijke atherosclerose; (2) Reproduceerbaarheid: Gedetailleerde parameterisatie van AAV-dosering, chirurgische procedures en dieetcontrole vermindert de variabiliteit tussen laboratoriums; (3) Tijdigheid: De totale modelleerperiode is 5 weken, wat de tijd die nodig is voor modelopbouw aanzienlijk verkort.

Dit protocol is geschikt voor onderzoekers die de vasculaire wandbiologie bestuderen, de effectiviteit van anti-atherosclerotische medicijnen evalueren en de interactie tussen hemodynamica en lipidmetabolisme bij atherosclerose onderzoeken. Dit protocol is opmerkelijk een carotisgericht model, dat niet alle aspecten van systemische menselijke risicofactoren voor atherosclerose volledig kan repliceren, waaronder maar niet beperkt tot roken, diabetes mellitus, hypertensie en obesitas. Hieronder volgt een stapsgewijze handleiding voor het opzetten van het model en het beoordelen van laesies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures zijn goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van de Commissie Ethiek voor Dierproeven aan het Peking Union Medical College (ACUC-A02-2024-006) en voldoen aan de Gids voor de Verzorging en het Gebruik van Laboratoriumdieren.

1. Experimentele diervoorbereiding

  1. Koop mannelijke C57BL/6 muizen van 6-8 weken oud (lichaamsgewicht: 22-25 g).
  2. Huismuizen in een specifieke ziekteverwekkervrije (SPF) omgeving onder streng gecontroleerde omstandigheden: temperatuur (23 ± 1°C), luchtvochtigheid (50 ± 5%) en een licht/donker cyclus van 12 uur (verlichting: 07:00-19:00).
  3. Geef muizen vóór het experiment een standaard chow-dieet (10% vet-energieverhouding) en steriel water, met vrije toegang tot voedsel en water, gedurende een acclimatisatieperiode van 1 week.

2. Voorbereiding en uitvoering van PCSK9 -AAV

VOORZICHTIG: Behandel AAV als een bioveiligheidsrisico en voer alle procedures uit onder het juiste institutionele bioveiligheidsniveau (meestal BSL-2). Draag dubbele handschoenen, oogbescherming en beschermende kleding. Vermijd de vorming van aerosolen tijdens het hanteren. Decontaminateer met AAV-besmette materialen met geschikte desinfectiemiddelen (bijv. 10% bleekmiddel) en volg duidelijk gedefinieerde verantwoordelijkheids- en incidentresponsprotocollen. Al het met viruss besmette afval moet worden geïnactiveerd door onderdompeling in chloorhoudende desinfectiemiddelen.

  1. Koop recombinant PCSK9-AAV (rAAV8-HCRApoE/hAAT-D377Y-mPCSK9).
  2. Verifieer de AAV-titer met kwantitatieve realtime PCR gericht op de CMV-promotor: de uiteindelijke titer was 6,10×10¹³ vg/mL (vectorgenomen per milliliter). Bewaar AAV bij -80°C en vermijd herhaalde vries-dooicycli (≤3 vries-dooicycli).
  3. Ontdooi AAV op ijs gedurende 15-20 minuten, draai dan de centrifugebuis voorzichtig 3-5 keer om om te mengen (voorkom vortexen).
  4. Verdun PCSK9-AAV met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) tot een uiteindelijke concentratie van 2×10¹¹ vg/200 μL per muis.
  5. Toegediend via staartaderinjectie (infuus): Fixeer de muis met een ader-visualiserende muisstaartinjectiehouder en injecteer langzaam 200 μL verdund AAV met een insulinespuit (injectiesnelheid: 10 μL/s). Het injectietijdstip is 1 week voor PCL (Figuur 1A).

3. Preoperatieve voorbereiding op gedeeltelijke halsslagaderligatie

VOORZICHTIG: Tribromoethanol is een gecontroleerd reagens met een risico op overdosis. Geef het strikt op basis van je lichaamsgewicht, vermijd herhaalde injecties en registreer nauwkeurig de doseringstijd en -dosering. Bewaar in een afgesloten container en zorg ervoor dat de voorbereiding en het gebruik uitsluitend door getraind personeel worden uitgevoerd. Bij vermoedelijke overdosis, start u noodbeheer en documenteer het incident.

  1. Verdoof muizen via intraperitoneale injectie (i.p.) van tribromoethanol (2,5% Avertine, 0,18 mL/10 g) totdat de herstelreflex verdwijnt (ongeveer 2-3 minuten). Vervolgens zet je de muis over op een verwarmingskussen (37 ± 0,5°C). Controleer het verdovingseffect door de tenen te knijpen.
    OPMERKING: Anesthesie is cruciaal voor een succesvolle operatie. Om het risico op anesthesieën te minimaliseren, moeten meerdere anesthesie-injecties worden vermeden. Voorafgaand aan de start van de operatie moet de anesthesiedosering worden bepaald op basis van de verwachte operatieduur. Daarnaast wordt de operatieduur per muis aanbevolen om <30 minuten te bedroegen om de risico's van langdurige ingrepen te beperken.
  2. Controleer tijdens de operatie de ademhalingsfrequentie van de muis (normaal: 40-60 ademhalingen/min) en de plantaire reflex door elke 5 minuten zachtjes met de pincet in de achterpoot te knijpen.
  3. Breng een ontharingscrème grondig aan op de voorste baarmoederhuid van de muis. Na 2-3 minuten verwijder je het voorste baarmoederhalshaar met wattenstaafjes en maak je het resterende haar schoon met gewone zoutoplossing. Desinfecteer de blootgestelde huid drie keer met 5% povidonjodium.
  4. Voer een operatie uit in een bioveiligheidskast in een aseptische muizenkamer. Steriliseer de operatieruimte met ultraviolet licht om asepsis zo veel mogelijk te behouden en autocaaf alle metalen instrumenten.
    OPMERKING: Een aseptische omgeving en grondige desinfectie zijn essentieel voor het waarborgen van de postoperatieve overleving en de fysiologische stabiliteit van de muis.

4. Gedeeltelijke carotisligatie - chirurgische ingreep

  1. Maak een middenlijnincisie (ongeveer 1,0-1,5 cm lang) in de nek van de muis met behulp van een steriele chirurgische schaar; Apart subcutane weefsels en de sternocleidomastoïdeus spier met een stompe pincet om de linker arteria common carotis (LCCA) bloot te leggen.
    OPMERKING: Het operatiegebied moet continu worden bevochtigd met verwarmde normale zoutoplossing om extra trauma door vasculaire of weefseluitdroging te voorkomen.
  2. Scheid de LCCA bot van de nervus vagus (gelegen naast de slagader) om schade aan de nervus vagus te voorkomen (wat ademhalingsdepressie kan veroorzaken).
  3. Dissectie omhoog langs de LCCA om de arteria halsslagader interna (ICA), arteria external carotis (ECA), occipitale artery (OA) en superior thyroid artery (STA) bloot te leggen (Figuur 1B).
  4. Gebruik 6-0 steriele zijden hechtingen om de linker externe halsslagader boven de STA te ligeren. Gebruik vervolgens nog een 6-0 steriele zijden hechting om de wortels van de ICA en OA tegelijkertijd te ligateren.
    OPMERKING: Vermijd het ligateren van zenuwen en andere omliggende weefsels. Blokkeer de shuntstroom van ECA/ICA/OA volledig, terwijl je een bepaalde mate van retrograde stroming in LCCA behoudt. Het ligatie-effect moet worden geëvalueerd door de bloeding/bloedstroom en distale arteriële pulsatie te observeren.
  5. Controleer op bloedingen op de operatielocatie. Als er bloeding optreedt, druk dan voorzichtig met steriele wattenstaafjes gedurende 30-60 seconden om hemostase te bereiken. Naai de huid met weefsellijm of chirurgische hechtingen.
    OPMERKING: Voorkom dat overmatige weefsellijm in het subcutane weefsel sijpelt.

5. Behandeling na partiële carotisligatie en vetrijke dieetinterventie

  1. Geef 0,5 mL warme normale zoutoplossing via intraperitoneale injectie voor vochtvervanging postoperatief.
  2. Verlicht de pijn door subcutane injectie van meloxicam (0,1 mg/kg) direct na de operatie en 12 uur na de operatie.
  3. Plaats de muis in een verwarmde herstelkooi (37°C) totdat de herstelreflex is hersteld (ongeveer 15-30 minuten). Houd de muis binnen 24 uur na de operatie in de gaten op abnormaal gedrag (zoals lethargie, dyspneu).
  4. Geef antibiotica om infectie na de operatie te voorkomen zoals aanbevolen door dierenartsen, zoals drinkwater met antibiotica gedurende 7 dagen na de operatie.
  5. Voed met westerse HFD (met 40% vetenergieverhouding en 1,25% cholesterolgehalte) tot aan de laesiebeoordeling (4 weken na de operatie).
    OPMERKING: Bewaar de HFD bij 4°C om vetoxidatie te voorkomen en gebruik hem binnen 2 weken na opening. Vervang de HFD elke 2 dagen om versheid te waarborgen en houd dagelijks de voedselinname van de muizen in de gaten (normale voedselinname: ongeveer 4-5 g per muis per dag). Het synchroniseren van HFD-voeding met PCSK9-AAV-geïnduceerde hypercholesterolemie maximaliseert de lipidenafzetting in de halsslagader; het uitstellen van het initiëren van HFD vermindert de ernst van de laesies.

6. Monsterverzameling en -verwerking

WAARSCHUWING: Paraformaldehyde stoot giftige dampen uit. Voorbereiding, gebruik en verwijdering moeten plaatsvinden in een chemische dampkap, terwijl het juiste PBM draagt (handschoenen, veiligheidsbril en laboratoriumjas). Verwijder afval met behulp van gevestigde neutralisatie- en chemische afvalinzaamingsprocedures. Fixatieven moeten worden geneutraliseerd en centraal verzameld in overeenstemming met institutionele protocollen voor de verwijdering van vloeibaar afval.

OPMERKING: De menselijke carotis-atherosclerotische monsters in deze studie zijn verkregen van patiënten met carotisarteriestenose die een carotidedarterie-operatie ondergingen. Deze studie voldoet aan de Verklaring van Helsinki en is goedgekeurd door de Institutional Ethics Review Board van het Peking Union Medical College Hospital (PUMCH) (nr. JS-2966). Alle deelnemers aan het onderzoek hebben schriftelijke geïnformeerde toestemming gegeven.

  1. Vier weken na de operatie verdoof muizen via intraperitoneale injectie van tribromoethanol.
  2. Voer bilaterale thoracotomie uit bij verdoofde muizen en prik het hart om bloedmonsters te verzamelen voor bloedlipidentests. Vervolgens wordt de linkerventrikel gepfuseerd met 20 mL ijskoude PBS om restbloed uit de bloedvaten te spoelen in 3-6 mL/min. Let op veranderingen in weefselkleur als visuele indicator van de voltooiing van de perfusie.
    OPMERKING: Indien toegestaan door institutionele ethiek/regelgeving, kunnen alternatieve methoden worden gebruikt als deze duidelijk zijn vermeld en uitgevoerd in overeenstemming met de eisen van de lokale Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Dierlijke karkassen moeten worden verbrand door het institutionele veterinaire team of geautoriseerde aannemers volgens de biowaste-regelgeving of verwerkt worden via goedgekeurde biohazard-verwijderingsprocedures.
  3. Ontleed en oogst de halsslagaders samen met het hart, isoleer de bilaterale halsslagader onder een microscoop en fixeer deze in 4% paraformaldehyde (PFA) bij 4°C gedurende 24 uur.
  4. Breng de vaste halsslagader over in een 30% sucroseoplossing (opgelost in PBS) en incubeer bij 4°C gedurende 24 uur (totdat het weefsel zinkt). Zet de slagader in een optimale snijtemperatuur (OCT) verbinding en bewaar bij -80°C.
  5. Gebruik een cryostaat om 5 μm dikke doorsneden van de linker arterie common carotis af te snijden (doorsnedeplaats: 1 mm proximaal van de ligatieplaats; snijtemperatuur: -20°C ~ -22°C, fijn afstemmen op basis van het weefselwatergehalte). Met een voorgekoelde fijne borstel brengt u het stuk voorzichtig over op de anti-rollplaat van de cryostaat om ervoor te zorgen dat het plat ligt. Houd een met poly-L-lysine gecoate spreiding bijna verticaal en breng deze langzaam in contact met de sectie.
    OPMERKING: De perfusiestap is cruciaal voor het verwijderen van achtergebleven bloed; anders zal het de verkleuring van de laesie verstoren. Volledige arteriële fixatie binnen 30 minuten na euthanasie om de weefselmorfologie te behouden.

7. Beoordeling van atherosclerotische laesie 1 - Olie Red O-kleuring

  1. Laat de secties 30 minuten aan de lucht drogen op kamertemperatuur (20-25 °C); Laat het 1 minuut weken in 60% isopropanol, en laat het dan 10 minuten incuberen in Oil Red O-werkoplossing (verdund 3:2 met 60% isopropanol) op kamertemperatuur (20-25 °C).
  2. Differentieer door de glaasglaasje volledig onder te dompelen in 60% isopropanol bij kamertemperatuur gedurende ~5-10 seconden met zachte beweging om de ongebonden kleurstof te verwijderen; kleuring met hematoxyline gedurende 30 seconden; Spoel 5 seconden met kraanwater (om de celkernen te blauw te maken).
  3. Maakt sectiebeelden met een dia-scanner of optische microscoop met vergroting 5x, 10x en 20x; Kwantitatief het lipidenafzettingsgebied analyseren met ImageJ-software (Versie 1.54p) - bereken het percentage Oil Red O-positieve oppervlakte ten opzichte van het totale intieme gebied.
  4. Afbeelding J kwantificatieprocedures
    1. Open de afbeelding; selecteer de Freehand Selectie-tool om handmatig het intima-media-gebied te omlijnen. Ga naar Analyse > Tools > ROI Manager en klik op Toevoegen.
    2. Ga naar Beeld > Pas > kleurdrempel aan; pas de tint- en helderheidsparameters aan om overeen te komen met de O-positieve gebieden van Oil Red. Klik op Selecteer en voeg dan toe aan de ROI Manager.
    3. Selecteer zowel de intieme als de gekleurde ROI, klik EN om het Oil Red O-positieve gebied binnen de intieme media-regio te vinden.
    4. Klik op Toevoegen en Meten om de oppervlakten van de intima-media en Oil Red O-positieve regio's te berekenen.
    5. Rekenformule:
      Olie Rood O-gebied (%) = (Olie Rood O_positive_area / intimal_media_area) × 100

8. Beoordeling van atherosclerotische laesie 2 - Verhoeff's Van Gieson-kleuring

  1. Haal OCT-compound-ingebedde bevroren secties op dia's op.
  2. Dompel de slides 10-15 minuten onder in gedestilleerd water op kamertemperatuur (20-25°C) met voorzichtige beweging (2-3 keer) om de OCT-verbinding volledig op te lossen.
  3. Gooi water met OCT-verbindingen weg en spoel vervolgens secties 2 minuten af met vers gedestilleerd water om de resterende OCT-verbinding te verwijderen.
  4. Incubeer de secties in Verhoeff-kleuring (met hematoxyline, jodium en ijzerchloride) op kamertemperatuur (20-25°C) gedurende 15 minuten, waarbij je het slide-rek voorzichtig 2-3 keer schudt tijdens de incubatie om een uniforme kleuring te garanderen.
  5. Spoel de secties snel twee keer af met gedestilleerd water, telkens 10 seconden.
  6. Differentieer in 2% ferrichlorideoplossing gedurende 30-60 seconden; Observeer onder een microscoop totdat elastische vezels blauwzwart lijken en de achtergrond grijs. Spoel twee keer met gedestilleerd water, elke keer 1 minuut.
  7. Behandel de secties in een 5% natriumthiosulfaatoplossing gedurende 1-2 minuten om restjodium te verwijderen.
  8. Spoel 2 minuten met gedestilleerd water, en ga dan 5 minuten tegenkleuring aan met Van Gieson-kleuring (zuur fuchsine + picrinezuur) om collageenvezels felrood te kleuren.
  9. Dehydrateer achtereenvolgens in 95% ethanol (twee keer, 1 minuut elk) en 100% ethanol (twee keer, 1 minuut elk); 5 minuten in xyleen schoonmaken; Secties werden met een synthetisch resin montagemedium afgekapt.
  10. Sectiebeelden vastleggen; Gebruik digitale beeldanalysesoftware om de intima-media dikte of intime dikte van plaquettes in vier richtingen te meten (voor, achter, links, rechts) met het lengtemeetinstrument, en bereken vervolgens de gemiddelde waarde.
    1. Open de dia, zoom in op de dwarsdoorsnede van het doelvat en klik op het Meetinstrument.
    2. Klik achtereenvolgens op de binnenkant van de intima en de buitenranden van de intima/media in de voorste, achterste, linker- en rechterrichting en noteer de vier diktewaarden.
    3. Bereken de gemiddelde waarde en registreer de metingen.
      Gemiddelde waarde = (anterior + posterior + links + rechts) ÷ 4

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Resultaten van de Oil Red O-kleuring toonden aan dat de geligeerde slagaders ernstige atherosclerotische plaquevorming, duidelijke lipidenkernen en necrotische gebieden vertoonden. Het aandeel lipidengebieden was significant hoger in de linker halsslagader dan in de rechter carotisarteriecontrole (p < 0,001) (Figuur 2A). VVG-kleuring toonde vernietiging of verdwijning van elastische vezels in de intima, samen met een aanzienlijke verdikking van de plaque int...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol beschrijft een gestandaardiseerde methode voor het opzetten van een carotis-atherosclerosemodel bij C57BL/6-muizen door PCSK9-AAV geïnduceerde hypercholesterolemie, een vetrijk dieet (HFD) en gedeeltelijke ligatie van de arteria carotis (PCL) te combineren.

In vergelijking met traditionele modellen zoals ApoE -/- of LDLR-/- modellen of PCL-modellen met WT-muis5, biedt dit model unieke voordelen in het onderzoek naa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk kreeg financiering van de National Natural Science Foundation of China (82470516, 8227022021), het Special Research Fund for Central Universities, het Peking Union Medical College (3332025111), de National High-Level Hospital Clinical Research Funding (2025-PUMCH-A-181, 2025-PUMCH-D-001) en The Natural Science Foundation of Sichuan Province (2024NSFC0715).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
6-0 steriele nylon hechtdraadJinhuan MedicalF602NA
C57BL/6 muizenShanghai Model Organisms Center, Inc. (SMOC)SM-001NA
Chow voerXietong BioNo. XT93GNA
Cryostat Leica CM1950NA
OntharingscrèmeVeetRB Health LLCNA
HoogvetdieetXietong BioXT108cNA
OCTSakura4582NA
Oil Red O oplossingservicebio G1017-100mLNA
Optische microscoopLeicaDM4BNA
Paraformaldehyde Servicebio G1101-500mLNA
PCSK9-AAVWZBioscience AV208001-AV8NA
Poly-L-lysine-gecoate platenSigmaP0425NA
Glijscanner3DHISTECHPannoramic SCANNA
SulfamethoxazolSelleckS1915 NA
Weefselkleefstof3M Vetbond1469SBNA
Venen-visualiserende muisstaart injectiehouder Jinan Yiyan Science & Technology Development Co., LtdYLS-Q9GNA

Referenties

  1. Vaduganathan, M., Mensah, G. A., Turco, J. V., Fuster, V., Roth, G. A. The global burden of cardiovascular diseases and risk: A compass for future health. J Am Coll Cardiol. 80 (25), 2361-2371 (2022).
  2. Saba, L., et al. Carotid artery atherosclerosis: Mechanisms of instability and clinical implications. Eur Heart J. 46 (10), 904-921 (2025).
  3. Soehnlein, O., Lutgens, E., Döring, Y. Distinct inflammatory pathways shape atherosclerosis in different vascular beds. Eur Heart J. 46 (33), 3261-3272 (2025).
  4. Aburahma, A. F., et al. Society for vascular surgery clinical practice guidelines for management of extracranial cerebrovascular disease. J Vasc Surg. 75 (1s), 4s-22s (2022).
  5. Nam, D., et al. A model of disturbed flow-induced atherosclerosis in mouse carotid artery by partial ligation and a simple method of RNA isolation from carotid endothelium. J Vis Exp. (40), e1861(2010).
  6. Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (4), H1535-H1543 (2009).
  7. Ni, C. W., et al. Discovery of novel mechanosensitive genes in vivo using mouse carotid artery endothelium exposed to disturbed flow. Blood. 116 (15), e66-e73 (2010).
  8. Nakashima, Y., Plump, A. S., Raines, E. W., Breslow, J. L., Ross, R. Apoe-deficient mice develop lesions of all phases of atherosclerosis throughout the arterial tree. Arterioscler Thromb. 14 (1), 133-140 (1994).
  9. Ma, Y., et al. Hyperlipidemia and atherosclerotic lesion development in ldlr-deficient mice on a long-term high-fat diet. PLoS One. 7 (4), e35835(2012).
  10. Maxwell, K. N., Fisher, E. A., Breslow, J. L. Overexpression of pcsk9 accelerates the degradation of the ldlr in a post-endoplasmic reticulum compartment. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (6), 2069-2074 (2005).
  11. Keeter, W. C., Carter, N. M., Nadler, J. L., Galkina, E. V. The aav-pcsk9 murine model of atherosclerosis and metabolic dysfunction. Eur Heart J Open. 2 (3), oeac028(2022).
  12. Kumar, S., Kang, D. W., Rezvan, A., Jo, H. Accelerated atherosclerosis development in c57bl6 mice by overexpressing aav-mediated pcsk9 and partial carotid ligation. Lab Invest. 97 (8), 935-945 (2017).
  13. Gogulamudi, V. R., Durrant, J. R., Adeyemo, A. O., Ho, H. M., Walker, A. E., Lesniewski, L. A. Advancing age increases the size and severity of spontaneous atheromas in mouse models of atherosclerosis. Geroscience. 45 (3), 1913-1931 (2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

PCSK9 overexpressievetrijk dieetC57BL 6 muizenadeno geassocieerd virusplaquevormingOil Red O kleuringVerhoeff Van Gieson kleuringhyperlipidemie