Methodenartikel

Ontwikkeling van een efficiënt model voor muisweefselexpansie voor huidregeneratieonderzoek

DOI:

10.3791/69865

⸱

6 maart 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Ninth People's Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Shanghai Tenth People's Hospital, Tongji University School of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek presenteert een praktisch en efficiënt protocol voor het opzetten van een continu weefselexpansiemodel bij ratten, waardoor het mechanismeonderzoek en de technologische vooruitgang in huidregeneratie worden vergemakkelijkt.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Huidregeneratie is essentieel voor de genezing van verschillende oppervlakkige wonden en kan worden bevorderd door mechanische stimulatie. Weefselexpansie is een veelgebruikte strategie om huidregeneratie te versnellen door gecontroleerde mechanische rekking; de klinische werkzaamheid wordt echter vaak beperkt door een mismatch tussen mechanische belasting en het regeneratieve vermogen van de huid. Om deze beperking aan te pakken, is dringend de ontwikkeling nodig van een gestandaardiseerd diermodel van weefselexpansie. In deze studie hebben we een weefselexpansiemodel vastgesteld bij Sprague-Dawley-ratten. Na de dorsale implantatie van een 10 mL weefselexpander werd direct na de operatie 5 mL zoutoplossing geïnjecteerd. Na een herstelperiode van twee weken kregen de dieren een regime van twee wekelijkse zoutoplossingsinjecties (10 mL per sessie). De expansiekinetiek vertoonde een karakteristieke trend van snelle huidgroei gevolgd door een geleidelijke vertraging. In de latere stadia werden ernstige complicaties waargenomen, zoals huidnecrose, weefselafbraak en blootstelling aan expander. Dit werk stelt een reproduceerbaar preklinisch kader vast dat de fysiologische en pathologische processen van menselijke weefselexpansie nauwgezet nabootst, en biedt een fundamenteel model om regeneratieve mechanismen te onderzoeken en klinische protocollen te optimaliseren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De huid dient als de eerste verdedigingslinie van het lichaam, biedt mechanische bescherming en voorkomt waterverlies, terwijl het ook een cruciale rol speelt in temperatuurregulatie, externe stimulirespons en immuunregulatie1. Huidwonden komen vaak voor in de klinische praktijk en ontstaan door trauma, microbiële infecties, chemische schade en chirurgische resectie2. Hoewel kleine wonden normaal kunnen genezen, laten grote verwondingen over het algemeen ernstige fibrotische littekens achter die de weefselfunctie aantasten en zelfs levensbedreigendkunnen worden. Autologe huidtransplantatie met volledige dikte wordt algemeen beschouwd als de gouden standaard voor het behandelen van grote wonden en het voorkomen van littekens4. Het verkrijgen van voldoende graftable huid blijft echter een cruciale klinische uitdaging. Als gevolg hiervan is de ontwikkeling van innovatieve huidregeneratietechnologieën uitgegroeid tot een centraal aandachtspunt op het gebied van regeneratieve geneeskunde enbiomaterialen.

Sinds Neumann in 1957 voor het eerst het principe van weefselexpansie introduceerde door een polyethyleenballon in het postauriculaire mastoideusgebied te implanteren om een oorafwijking6 te reconstrueren, is deze techniek aanzienlijk geëvolueerd. Tegenwoordig is het een van de meest gebruikte methoden in reconstructieve chirurgie en blijft het een essentiële benadering om uitgebreide huidafwijkingen aan te pakken. Specifiek genereert weefseluitbreiding extra autoloog weefsel door aangrenzende huid te rekruteren en regeneratie7 te stimuleren. Aangedreven door mechanische stimulatie lijkt de nieuw gevormde huid sterk op de oorspronkelijke huid, zowel qua uiterlijk als structuur, waardoor deze ideaal is voor klinische toepassingen8. Door een mismatch tussen de grootte van de belastingskracht en de groeisnelheid van de huid in het late stadium, blijkt de hoeveelheid geoogste huid echter onvoldoende voor grootschalige wonddekking9. Bovendien wordt de vooruitgang van weefselexpansietechnologie belemmerd door suboptimale expansieeffectiviteit, ernstige complicaties, onvolledige kwantitatieve evaluatiemetingen en slecht gekarakteriseerde moleculaire mechanismen10. Gezien de complexiteit van regulerende netwerken in vivo zijn geschikte diermodellen van weefseluitbreiding essentieel om de fysiologische en pathologische reacties van huidweefsels op mechanische stimulatie nauwkeurig te recapituleren.

Op dit moment zijn muismodellen (muis en rat) en varkensmodellen de overheersende keuze voor in vivo studies11. Modellen van muisdorsale of hoofdhuidexpansie worden veel gebruikt vanwege hun gebruiksgemak; De huid is echter te dun om langdurige of continue expansie te verdragen12. Het rat dorsale expansiemodel is geschikt voor continue expansie vanwege de uitgebreide subcutane ruimte, maar het ontbreken van een definitief protocol om expansie te beëindigen beperkt de klinische toepasbaarheid13,14. Hoewel varkenshuid de hoogste mate van homologie deelt met menselijke huid, resulteert de lagere elasticiteit in vertraagde reacties op mechanische rekking, en de noodzaak van diepe sedatie tijdens het proces maakt experimentele manipulatie aanzienlijk uitdagender15. Daarom blijft het ontwikkelen van een passend model van continue uitbreiding dat het klinische proces nabootst een wetenschappelijke uitdaging.

Het doel van deze studie was het ontwikkelen van een rattenmodel van continue huidexpansie. Kort werd een 10 ml siliconenexpander in het dorsale gebied van Sprague-Dawley (SD) ratten ingebracht, en direct na de operatie werd 5 ml zoutoplossing geïnjecteerd. Na een herstelperiode van twee weken werd 10 mL zoutoplossing tweemaal per week toegediend totdat een cumulatief volume van 155 mL was bereikt, waarna een significante afname van huidaanmaak werd waargenomen, wat wijst op het uitputten van het regeneratieve vermogen. Regeneratieve uitputting duidt op een kritische afname van het huidregeneratieve vermogen, gekenmerkt op cellulair niveau door verminderd proliferatiepotentieel en afbraak van de extracellulaire matrix16. Macroscopisch gezien uit dit zich als een duidelijke achteruitgang van de huidtextuur, met uiting in huidverdunning, ischemie en distensae van de striae, wat mogelijk kan voortgaan in necrose en weefselafbraak17. Naast de technische eenvoud repliceert dit preklinische model met succes continue huidexpansie, waardoor onderzoekers verschillende uitbreidingsfasen kunnen onderzoeken die zijn afgestemd op specifieke onderzoeksdoelen. Deze modelleringsmethode kan ook worden toegepast op genetisch gemodificeerde ratten, waardoor de opheldering van belangrijke genfuncties mogelijk wordt gemaakt en zo de onderliggende mechanismen worden blootgelegd. Bovendien maakt het ruime oppervlak van de dorsale huid een zelfgecontroleerd onderzoeksontwerp mogelijk, waardoor zowel experimentele als controlebehandelingen bij hetzelfde dierkunnen worden toegepast. Gezamenlijk biedt dit model een nuttig hulpmiddel om specifieke mechanismen te onderzoeken die betrokken zijn bij weefselexpansie en draagt het bij aan het overwinnen van de huidige technologische beperkingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierprocedures zijn goedgekeurd door de Ethische Commissie van het Shanghai Negende Volksziekenhuis (nr. SH9H-2025-A1673-1) en uitgevoerd in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Voorbereiding

  1. Acclimatismeer alle SD-ratten 7 dagen voorafgaand aan het onderzoek. Huisvest SD-ratten in een dierenkliniek met een 12 uur licht/12 uur donkercyclus. Geef een standaard tarwe-/sojadieet en water ad libitum gedurende het hele experiment.
  2. Ontwerp 10 mL halfcirkelvormige weefselexpanders voor experimenteel gebruik (Figuur 1A), die bestaan uit een expantiele ballon, een injectiepoort en een verbindingskatheter. Steriliseer de expanders met elektronenstraalbestraling (25 kGy). Controleer vóór de operatie de integriteit van elke expander om de veiligheid te waarborgen. Injecteer 10 mL zoutoplossing via de injectiepoort en observeer vervolgens de openheid van de connectiekatheter en de uitzetting om te bevestigen dat er geen waterlek is.
    OPMERKING: Laat de vooraf geïnjecteerde normale zoutoplossing afvoeren.

2. Preoperatieve en intraoperatieve dierenverzorging

  1. Neem mannelijke SD-ratten, 6-8 weken oud, 240-260 g gewicht.
  2. Verdoof de SD-ratten door isofluaan in te ademen. Plaats de ratten in de inductiekamer en induceer anesthesie met 5% isoflurane bij een debiet van 3 L/min. Houd de anesthesie tijdens de operatie met 2% isofluraan bij een debiet van 1,5 L/min.
  3. Leg de verdoofde SD-ratten op een wattenpad om warmte te behouden tijdens de operatie, en plaats ze 20 minuten na het herstel van de narcose op een verwarmd kussentje (ongeveer 28 °C) om onderkoeling te voorkomen.
  4. Gebruik de teenknijpreflex om de diepte van de anesthesie te beoordelen.
    OPMERKING: Monitor de ademhalingsfrequentie en -patroon, de lichaamstemperatuur en de huidkleur van de teenhuid van verdoofde SD-ratten.

3. Implantatie van weefseluitbreiders

  1. Schaaf de dorsale huid van SD-ratten met een haarknipper. Beoordeel huidkleur, textuur en aanwezigheid van eventuele laesies om te bepalen of ze geschikt zijn voor uitbreiding.
  2. Teken een horizontale stippellijn in het midden van de achterkant om de incisielocatie aan te geven. Desinfecteer het geschoren gebied met 75% alcohol en bedek het met een steriele openingsdrapering.
  3. Dien normale zoutoplossing subcutaan toe langs de gemarkeerde lijn met een 1 ml spuit en een naald van 30 G (0,31 mm in diameter), en voer vervolgens een horizontale incisie uit met een scalpel. Voer een uitgebreide dissectie uit van het subcutane weefsel boven en onder de incisie langs de dorsale musculaire fascia. Maak een zak groot genoeg om de expansieballon en injectiepoort te huisvesten met behulp van de muggenpincet. Plaats de onderste pool van de expansieballon 3-5 cm van de incisie, met de top naar de huidlaag gericht en de basisplaat rustend op de spier. Daarnaast hecht u de fascia aan beide zijden naast de aansluiting van de bindkatheter en de injectiepoort om de poort te stabiliseren. Pas de posities van de ballon en de injectiepoort aan om ervoor te zorgen dat de verbindingsbuis vrij is van scherpe bochten of knikken (Figuur 1B).
    OPMERKING: Normale zoutoplossingsinjectie vergemakkelijkt huidincisie en identificatie van het anatomische vlak. Oriënteer de injectiepoort met de zachte zijde naar de huidlaag om volgende oplossingsinjecties mogelijk te maken.
  4. Sluit de incisies met onderbroken 4-0 hechtingen. Vervolgens injecteer je eerst 5 ml zoutoplossing met een hoofdnaald van 25 G (0,5 mm in diameter).
    OPMERKING: hecht de incisie zorgvuldig om te voorkomen dat de expander met de punt van de hechtnaald wordt doorboord. Steek de hoofdhuidnaald verticaal in de injectiepoort en trek hem verticaal terug.
  5. Laat de SD-rat herstellen van de narcose en plaats hem in een individuele kooi.

4. Continu uitbreidingsproces

  1. Laat SD-ratten met expanders twee weken herstellen, zodat de genezing van de incisie volledig wordt gegarandeerd. Markeer een 2,5 × 2,5 cm stippellijnvak op het uitbreidingsgebied om het visualiseren van huidveranderingen te vergemakkelijken (Figuur 2A).
  2. Verdoof SD-ratten met de methode beschreven in stappen 2.2 tot 2.4. Schaaf het uitbreidingsgebied om observatie te vergemakkelijken. Beëindig de uitbreidingsprocedure onmiddellijk als de huidexpansie wordt bemoeilijkt door infectie, ecchymose of necrose.
    OPMERKING: Scheer het groeiende gebied minstens één keer per week om snelle haargroei mogelijk te maken.
  3. Schaf het gebied rond de injectiepoort en desinfecteer met 75% alcohol. Zet de poort vast en injecteer dan langzaam 10 ml normale zoutoplossing met een 25 g hoofdhuidnaald. Druk 2 minuten op het injectiepunt met aseptisch gaas om de hemostase te bevestigen.
  4. Laat SD-ratten herstellen van de narcose, plaats ze 20 minuten op een verwarmde mat, en zet ze daarna in individuele kooien.
  5. Injecteer twee keer per week normale zoutoplossing. Monitor complicaties gerelateerd aan expansie tijdens de follow-up, waaronder expandeurlekkage, knikken van de verbindingsbuis, expansieblootstelling, huidecchymose, necrose, infectie en afbraak (Figuur 2E). Onderzoek mogelijke katheterknikking als er weerstand wordt ervaren tijdens zoutoplossingsinjectie. Vermoed een expanderlekkage als de expansieballon zachter wordt. Identificeer gelokaliseerde ecchymose als een teken van verminderde perfusie, en huidverdonkering als necrose. Vermoed infectie bij het waarnemen van duidelijke lokale roodheid, zwelling en verhoogde lokale huidtemperatuur. Classificeer niet-genezende wonden als huidafbraak en onderzoek naar mogelijke blootstelling aan expanders.
    OPMERKING: Onderzoek de uitgestrekte huid voor en na elke injectie om de vroege detectie van bijwerkingen te vergemakkelijken. Beëindig de expansieprocedure onmiddellijk als er ernstige complicaties optreden, waaronder expander-lekkage, huidafbraak of necrose, en exposure, om het herstel van levensvatbare huid te maximaliseren.

5. Meting van het expansiegebied en geregenereerde huidverzameling

  1. Meet het uitbreidingsgebied met een High-Precision 3D-scanner. Door de huid boven de expander te scannen, wordt het oppervlak van het gescande gebied automatisch berekend (Figuur 2B).
    OPMERKING: Voer scans uit bij verdoofde SD-ratten vóór elke injectie.
  2. Fotografeer de uitgebreide huid met een digitale camera; meet en weeg het oppervlak dat wordt afgebakend door het streeplijnvak, en registreer de veranderingen in oppervlakte (Figuur 2C) en massa (Figuur 2D).
  3. Euthanaser SD-ratten door blootstelling aan overmatige kooldioxide aan het einde van het experiment.
    OPMERKING: In dit onderzoek definieer je het eindpunt als een totaal injectievolume van 155 mL om het volledige uitbreidingsproces in de klinische praktijk te repliceren.
  4. Markeer bij de postmortale bemonstering gebieden op zowel de uitgebreide huid als de aangrenzende normale huid. Na het aspireren van de helft van het totale volume uit de expander, snijd je de huid die horizontaal boven de injectiepoort ligt met een schaar. Ontleed het vlak tussen de expander en de uitgestrekte huid uitgebreid met behulp van de muskietentang om de expander volledig en intact te verwijderen. Verwijder huidmonsters met een schaar en snijd het weefsel doormidden. Fixeer ze in 4% paraformaldehydeoplossing en verwerk voor histologische kleuring.
    OPMERKING: Bepaal de interessegebieden voor bemonstering vóór het verwijderen van de expander om verkeerde identificatie door huidterugtrekking te voorkomen, zodat de gelokaliseerde behandelgebieden nauwkeurig worden geïdentificeerd (Figuur 3A).
  5. Plaats de verzamelde dierlijke karkassen apart in gele zakken voor medisch afval. Gooi gebruikte uitbreidings, spuiten en gaas weg in gele medische afvalzakken. Gooi mesjes, naalden en andere scherpe materialen weg in speciale potjes voor scherpe voorwerpen.
    OPMERKING: Alle afvalverwijdering in deze studie voldoet aan de beheervoorschriften van het Experimental Animal Center van het Shanghai Ninth People's Hospital.

6. Huidhistologische kleuring

  1. Leg huidmonsters in paraffine, snijd in secties van 5 μm en plaats ze op plakglaasjes.
  2. Gebruik hematoxyline- en eosinekleuring (HE-kleuring) om de huiddikte te beoordelen (Figuur 3B,C), en Masson-tricchrome kleuring om de collageenafzetting te beoordelen (Figuur 3D,E). Scan de secties met een hele dia-scanner en analyseer met ImageJ versie 1.54-software.
  3. Gebruik CD31 immunofluorescentiekleuring om vascularisatie te evalueren. Breng primaire antilichamen aan en incubeer 's nachts bij 4 °C, gebruik FITC-geconjugeerde secundaire antilichamen en onderzoek vervolgens onder een fluorescentiemicroscoop (Figuur 3F,G).
  4. Analyseer kwantitatieve gegevens met GraphPad Prism versie 10.0 software en presenteer resultaten als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Voer statistische vergelijkingen uit met behulp van de Student's t-test, waarbij de statistische significantie wordt gedefinieerd als *p < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie hebben we een standaardprotocol vastgesteld voor een continu weefselexpansiemodel. Na bevestiging van de veiligheid van de expander (Figuur 1A), werd deze chirurgisch subcutaan geïmplanteerd in het dorsale gebied van SD-ratten. Het opblazende oppervlak was naar de huid toe gericht. Om expanderverplaatsing te voorkomen, werd het aansluitpunt tussen de katheter en injectiepoort bevestigd aan de spierfascia (Figuur 1B

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weefseluitbreiding is een veelgebruikte techniek geworden om extra huid te genereren die qua textuur en kleursterk lijkt op de aangrenzende gezonde huid. Het is toegepast bij diverse klinische aandoeningen, waaronder littekenreparatie, borstreconstructie en reconstructie na de resectie van lichaamsoppervlaktumoren20. Toch blijft de langdurige weefseluitbreiding een cruciale uitdaging, voornamelijk vanwege de uitgeputte huidregeneratieve cap...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie wordt gesponsord door de National Natural Science Foundation of China (subsidie nr. 82372536, 82572898, 82472543), het Shanghai Plastic Surgery Research Center van het Shanghai Priority Research Center (2023ZZ02023), het Shanghai "Rising Stars of Medical Talents" Youth Development Program (Youth Medical Talents-Specialist Program), het Speciale Programma Health Industry Health Industry van de Shanghai Municipal Health Commission (subsidienummer 20244Y0031).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
CD31 antibodyAbcam Shanghai Trading Co.,Ltdab182981IHC staining
Electron-beam irradiation instrumentTongwei Xinda Technology (Jiangsu) Co,. LtdHigh-energy electron accelerator (10 MeV, 24 kW)Sterilization
FITC-conjugated secondary antibodyProteintech Group, IncSA0003-2IHC staining
Graghpad Prism software GraphPad SoftwareVersion 10.0Statistical analysis
Hematoxylin and Eosin Staining KitBeyotime Biotech IncC0105SHistological staining
High-Precision 3D ScannerSHINING 3DEinScan Pro 2X V2Area measurement 
Image J softwareNational Institutes of HealthVersion 1.54Statistical analysis
Masson's Trichrome Staining KitBeyotime Biotech IncC0189SHistological staining
Tissue expandersShanghai Winner Plastic surgery Products Co.,Ltd.N/ASpecial customization

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Peña, O. A., Martin, P. Cellular and molecular mechanisms of skin wound healing. Nat Rev Mol Cell Biol. 25 (8), 599-616 (2024).
  2. Wu, Z., et al. Material design, fabrication strategies, and the development of multifunctional hydrogel composites dressings for skin wound management. Biomacromolecules. 26 (3), 1419-1460 (2025).
  3. Yadav, A. K., et al. Pioneering 3d and 4d bioprinting strategies for advanced wound management: From design to healing. Small. , (2025).
  4. Song, Y. T., et al. Extracellular matrix-based biomaterials in burn wound repair: A promising therapeutic strategy. Int J Biol Macromol. 283 (Pt 3), 137633(2024).
  5. Tian, X., et al. Recent advances in smart hydrogels derived from polysaccharides and their applications for wound dressing and healing. Biomaterials. 318, 123134(2025).
  6. Neumann, C. G. The expansion of an area of skin by progressive distention of a subcutaneous balloon; use of the method for securing skin for subtotal reconstruction of the ear. Plast Reconstr Surg (1946). 19 (2), 124-130 (1957).
  7. Guo, Y., et al. Mechanical stretch induced skin regeneration: Molecular and cellular mechanism in skin soft tissue expansion. Int J Mol Sci. 23 (17), 9622(2022).
  8. Ding, Y., et al. Reconstruction of facial multiunit defects using expanded scalp flap with laser depilation in a group of predominantly pediatric patients. Facial Plast Surg Aesthet Med. 24 (5), 352-356 (2022).
  9. Huang, X., et al. Acellular dermal matrix-assisted tissue expansion for giant congenital melanocytic nevi of the extremities and trunk in pediatric patients. Plast Reconstr Surg. 155 (1), 141e-151e (2025).
  10. Kooijman, M. M. L., et al. Long-term outcomes of 1989 immediate implant-based breast reconstructions: An analysis of risk factors for failure and revision surgery. Plast Reconstr Surg. 155 (3), 469e-478e (2025).
  11. Liu, S., et al. Establishment of a novel mouse model for soft tissue expansion. J Surg Res. 253, 238-244 (2020).
  12. Xue, Y., et al. The mechanotransducer piezo1 coordinates metabolism and inflammation to promote skin growth. Nat Commun. 16 (1), 6876(2025).
  13. Liang, B., et al. Innovative applications of acellular adipose matrix derived film in skin soft tissue expansion. Biomater Adv. 173, 214291(2025).
  14. Ding, J., et al. Macrophages are necessary for skin regeneration during tissue expansion. J Transl Med. 17 (1), 36(2019).
  15. Janes, L. E., et al. Modeling tissue expansion with isogeometric analysis: Skin growth and tissue level changes in the porcine model. Plast Reconstr Surg. 146 (4), 792-798 (2020).
  16. Sun, Y., et al. Mechanical stretch-induced interlayer coordination between mmp2 and col17a1 exacerbates regenerative exhaustion in skin. Adv Sci (Weinh). 12 (41), e11474(2025).
  17. Tan, P. C., et al. A randomized, controlled clinical trial of autologous stromal vascular fraction cells transplantation to promote mechanical stretch-induced skin regeneration. Stem Cell Res Ther. 12 (1), 243(2021).
  18. Bai, R., et al. Ace2 inhibits dermal regeneration through ang ii in tissue expansion. J Cosmet Dermatol. 24 (1), e16767(2025).
  19. Hassan, N., Krieg, T., Zinser, M., Schröder, K., Kröger, N. An overview of scaffolds and biomaterials for skin expansion and soft tissue regeneration: Insights on zinc and magnesium as new potential key elements. Polymers (Basel). 15 (19), 3854(2023).
  20. Gao, W., et al. Aesthetic reconstruction of the sequelae of large facial involuted infantile hemangioma with tissue expanders. Aesthetic Plast Surg. 48 (19), 3718-3725 (2024).
  21. Sun, Y., et al. Mechanical stretch-induced interlayer coordination between mmp2 and col17a1 exacerbates regenerative exhaustion in skin. Adv Sci (Weinh). , (2025).
  22. Kocsis, D., et al. Characterization and ex vivo evaluation of excised skin samples as substitutes for human dermal barrier in pharmaceutical and dermatological studies. Skin Res Technol. 28 (5), 664-676 (2022).
  23. Xiong, S., et al. Metformin promotes mechanical stretch-induced skin regeneration by improving the proliferative activity of skin-derived stem cells. Front Med (Lausanne). 9, 813917(2022).
  24. Zhou, S. B., et al. Tracing the change and contribution of subcutaneous adipose to skin expansion using a luciferase-transgenic fat transplantation model. Plast Reconstr Surg. 153 (3), 558e-567e (2024).
  25. Schievink, W. I., Luyendijk, W., Los, J. A. Does the artery of adamkiewicz exist in the albino rat. J Anat. 161, 95-101 (1988).
  26. Blaise, O., Duchesne, C., Banzet, S., Rousseau, A., Frescaline, N. A murine model of a burn wound reconstructed with an allogeneic skin graft. J Vis Exp. (162), e61339(2020).
  27. Cuddy, L. C. Wound closure, tension-relieving techniques, and local flaps. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 47 (6), 1221-1235 (2017).
  28. Hankenson, F. C., Kim, J. J., Le, T. M., Lawrence, F. R., Del Valle, J. M. Using waterless alcohol-based antiseptic for skin preparation and active thermal support in laboratory rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (3), 365-373 (2021).
  29. Laudo, J., et al. Development and calibration of digital twins for human skin growth in tissue expansion. Acta Biomater. 198, 267-280 (2025).
  30. Hassani, Z. A., Fejjal, N. Complications of skin expansion in the pediatric population: A 10-year retrospective study. J Plast Reconstr Surg. 3 (4), 151-156 (2024).
  31. Zhao, Y., et al. Ultrasound-driven electric conversion hydrogel coating enhances macrophage efferocytosis for non-invasive skin expansion. Advanced Functional Materials. 35 (34), 2424713(2025).
  32. Huang, X., et al. Intraoperative indocyanine green angiography facilitates flap fenestration and facial organ fabrication in total facial restoration. Plast Reconstr Surg. 153 (6), 1416-1424 (2024).
  33. Wu, Z., Wang, Y., Li, W., Zhang, W., Zhu, L. A clinical early evaluation of the combined use of low-intensity focused ultrasound and radiofrequency for female abdominal contouring. J Cosmet Dermatol. 24 (7), e70267(2025).
  34. Hase, E., Okubo, N., Ogura, Y., Minamikawa, T., Yasui, T. Multimodal second-harmonic-generation, two-photon excitation fluorescence, and brillouin microscopy for visualising dermal mechanical properties in ex vivo human skin. Exp Dermatol. 34 (3), e70081(2025).
  35. Tao, X., et al. Disruption of electrophysiological rhythms and memory impairment in an alzheimer's transgenic rat model. Alzheimers Res Ther. 17 (1), 200(2025).
  36. Cirka, H., Nguyen, T. T. Comparative analysis of animal models in wound healing research and the utility for humanized mice models. Adv Wound Care (New Rochelle). 14 (9), 479-512 (2025).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

MuizenmodelMechanische StimulatieSprague Dawley rattenHuidgroeiWeefselexpanderZoutoplossingsinjectieRegeneratieve MechanismenPreklinisch Model

Gerelateerde artikelen