Methodenartikel

Ontwerp en standaardisatie van een model voor mandibulair letsel voor de studie van craniofaciaal weefselregeneratie in het Ambystoma mexicanum model

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 april 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van deze studie was om een veilige en reproduceerbare chirurgische aanpak te standaardiseren voor het uitvoeren van een volledige transversale amputatie van de mandibula in Ambystoma mexicanum voor de studie van craniofaciaal weefselregeneratie.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het craniofaciale complex is een anatomisch gebied dat bij mensen kan worden beïnvloed door ontwikkelingsafwijkingen, trauma en pathologieën zoals kanker, wat leidt tot het verlies van aangetaste weefsels. Dit creëert de noodzaak om strategieën te zoeken om deze verloren weefsels te regenereren. Dit heeft de studie van cellulaire en moleculaire mechanismen bevorderd die de regeneratieve respons van beschadigde craniofaciale structuren bij regenererende soorten orkestreeren, waarbij Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) een soort van groot belang is.

In overeenstemming met bovenstaande werd een reproduceerbaar chirurgisch laesiemodel ontworpen en gestandaardiseerd in de kaak van axolotls om de regeneratieve respons van beschadigd weefsel te bestuderen en een kritisch defect zoals bij mensen te simuleren. Zo werden juveniele/volwassen dieren tussen 12-15 cm 20-30 minuten verdoofd met 0,1% tricaïne. Vervolgens werd een volledige transversale amputatie uitgevoerd met een vierhandige techniek op het distale derde deel van de onderkaak, inclusief het symfysaire en parasymphysaire gebied, waarbij skeletstructuren die overeenkomen met het dentaris bot en Meckel-kraakbeen werden verwijderd, evenals zachte weefsels zoals spieren, bindweefsel, zenuwen en huid. Vervolgens werden botresten gereguleerd en werd 0,5% sulfamerazine toegepast. De weefselrespons werd zowel macroscopisch als door diaphanisatie geëvalueerd. Alle uitgevoerde procedures werden goedgekeurd door het dierproevencomité van de Universiteit van Antioquia, Colombia. De resultaten tonen aan dat de geamputeerde dieren in staat waren de verwijderde craniofaciale structuren morfologisch, structureel en functioneel te regenereren.

Van groot belang biedt dit werk een reproduceerbare chirurgische techniek met 100% overleving van geamputeerde en gereamputeerde dieren wanneer het verzamelen van regenererend weefsel nodig was. Dit chirurgische ontwerp vormt daarom een basisinput voor het uitvoeren van vergelijkende analyses met andere gewervelden die in staat zijn craniofaciale structuren te regenereren en voor het bestuderen van de cellulaire en moleculaire mechanismen die aan deze regeneratieve respons ten grondslag liggen in de toekomst.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het vermogen om weefsels, organen en complexe structuren te regenereren is breed beschreven in het dierenrijk 1,2,3. Daarom is de interesse in het begrijpen van hoe deze soorten de regeneratieve respons kunnen activeren en reguleren na letsel of amputatie van verschillende structuren binnen ledematen, zoals ledematen en staarten, het middelpunt van de studie van de biologie van regeneratie 4,5,6,7,8.

Van groot belang voor dit werk is de studie van craniofaciaal weefselregeneratie ook wereldwijd een gebied van grote interesse, aangezien dit anatomische gebied sterk wordt beïnvloed door gezichtstrauma, craniofaciale ontwikkelingsstoornissen, infectieziekten en tumorpathologieën, waaronder mondkanker9. In aanwezigheid van tumoren is het verwijderen van structuren of grote weefselgebieden vereist, hetzij in de kaken of andere gezichtsgebieden, wat vervolgens de noodzaak oplevert om het getroffen gebied te reconstrueren en te bevorderen 10,11,12. Daardoor is de studie van craniofaciaal weefselregeneratie in de afgelopen decennia toegenomen, gezien de noodzaak om de cellulaire en moleculaire mechanismen te onderzoeken en te identificeren die de regeneratieve respons van deze weefsels kunnen versterken bij soorten met een lage regeneratieve capaciteit, zoals mensen13,14. Dit heeft geleid tot het gebruik van diermodellen met het vermogen om craniofaciale structuren, zoals de kaak, te regenereren om de mechanismen van de regeneratieve respons na het creëren van kleine laesies of kritieke defecten op de kaakte onderzoeken en te verduidelijken.

Eerdere studies naar mandibulaire amputatie hebben het ontwerp van verschillende soorten chirurgische benaderingen benadrukt die het vermogen van verschillende soorten om deze structuur te regenererenuitdagen 16. In het geval van zebravissen hebben transversale amputaties in het distale derde deel van de kaak en laterale benaderingen van de kaak een regeneratieve respons aangetoond waarbij het geamputeerde segment morfologisch en histologisch wordt hersteld17,18. Aan de andere kant hebben baanbrekende studies bij amfibieën, zoals Notophthalmus viridescens, aangetoond dat na transversale amputatie van de onderkaak, die structuren omvat zoals de tong en faryngeale apparatuur in het amputatievlak, verloren weefsels, waaronder het dentaarisbot, spierweefsel en tanden, kunnen regenereren. De linguale structuur en faryngeale apparatuur kunnen echter niet worden geregenereerd19,20. Niettemin, wanneer de tong en faryngeale apparaten niet in het amputatievlak zijn opgenomen in dezezelfde soort, recapituleren alle geregenereerde weefsels de vorm en structuur van de geamputeerde weefsels 21,22. Daarnaast tonen transversale amputaties bij de soort Cynops pyrrhogaster die de tong niet in het amputatievlak bevatten, een regeneratieve respons van de geamputeerde mandibulaire structuren23. Andere studies tonen aan dat volledige transversale amputaties in het proximale derde deel van de onderkaak en laterale recessies van de onderkaak bij soorten als Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata en Ambystoma opacum een regeneratieve respons in het beschadigde weefselbevorderen. Dit toont aan dat bij amfibieën het succes van de regeneratieve respons kan variëren afhankelijk van het ontwerp en de omvang van de weefsels die betrokken zijn bij het amputatievlak.

Aan de andere kant is een van de modelsoorten onder amfibieën die als referentie wordt gebruikt voor het bestuderen van de mechanismen achter de regeneratieve respons de urodeelamfibie A. mexicanum 26,27. Eerdere rapporten hebben aangetoond dat dit een uitzonderlijk model is dat in staat is craniofaciale structuren te regenereren, waaronder de zachte weefsels van de mondbodem, het dentariskbeen, Meckel's kraakbeen en spier- en tandstructuren 28,29,30,31. Deze bevindingen zijn het resultaat van verschillende chirurgische benaderingen, waaronder stootletsel aan de mondbodem, dentectomie van tanden samen met een deel van het dentariesbot, en een bredere benadering gekenmerkt door laterale amputatie van een deel van demandibula. Tot op heden is echter geen volledige transversale chirurgische benadering beschreven die een kritisch defect creëert, gelijktijdig inclusief het distale gebied van de linker- en rechterhersenhelft, evenals het dentariesbeen, Meckel's kraakbeen, de volledige mandibulaire symfyse en tand- en spierweefsels aan beide zijde.

Daarom beschrijft dit artikel het stapsgewijze proces voor het uitvoeren van een volledige transversale amputatie van de kaak van A. mexicanum, waardoor de regeneratieve respons van de geamputeerde weefsels kan worden gemonitord met een 100% levensvatbaarheidsgraad bij de dieren waarop wordt geopereerd. Bovendien, gezien het gebrek aan details over hoe dit type amputatie uitgevoerd moet worden, is deze chirurgische gids bedoeld om de reproduceerbaarheid van dit type chirurgische aanpak te waarborgen voor elke onderzoeker die vergelijkende analyses wil uitvoeren op morfologisch, weefsel-, cellulair en moleculair niveau bij deze en andere soorten die aan dezezelfde chirurgische benadering zijn blootgesteld, evenals andere benaderingen, waaronder laterale amputatie van de onderkaak. Uiteindelijk biedt dit werk een basis voor het identificeren van toekomstige moleculen die de regeneratieve respons van deze structuren bevorderen, met potentiële toepassingen in de craniofaciale weefselregeneratieve geneeskunde.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het modelorganisme dat in dit project werd gebruikt was de salamander A. mexicanum, die endemisch is voor Xochimilco, Mexico. Deze dierenkolonie werd in 2014 wettelijk opgericht met de import van oudersalamanders van het Ambystoma Genetic Stock Center aan de Universiteit van Kentucky, en heeft momenteel 32 ouders en meer dan 200 jonge dieren. Alle procedures zijn goedgekeurd door de Ethiek Commissie voor Dierproeven van de Universiteit van Antioquia (UdeA) onder Wet nr. 151 van 27 maart 2023, rekening houdend met nationale en internationale ethische normen in dierproeven, zoals Hoofdstuk VI van Wet 84 van 1989 en Titel V van Resolutie 8430 van 1993 van het Ministerie van Volksgezondheid, Colombia32,33.

1. Dierenbehandeling

OPMERKING: Dieren van ongeveer 12 tot 15 cm lengte met een wild fenotype werden gebruikt om dit protocol te standaardiseren. Kleinere dieren en dieren met andere fenotypes zijn echter niet uitgesloten.

  1. Selecteer axolotls van ongeveer 12-15 cm lengte (van snuit tot staart).
  2. Plaats de axolotls afzonderlijk in een container die groot genoeg is zodat ze gemakkelijk kunnen bewegen, bij voorkeur transparant en rechthoekig.
  3. Houd de dieren op een temperatuur tussen 19 °C en 21 °C in 20% Holtfreter's oplossing vóór de procedure en licht-donker cycli (12:12).
    OPMERKING: Vermijd waar mogelijk het overvoeren van de dieren 24 uur voordat de procedure wordt uitgevoerd. Dit is om episodes van braken te voorkomen.

2. Volledige transversale amputatie in het distale derde deel van de onderkaak

  1. Voorbereiding van anesthesie en pre-operatie voor dieren
    1. Bereid een 0,1% tricaïne methanesulfonaat-anestheticaoplossing: meng 1 g tricaïne methanesulfonaat, 100 μL 1 M ethylenediaaminetetraazijnzuur (EDTA), pH 7,5, 50 μL 0,5% fenolrood, en maak tot 1 L met 40% Holtfreter-oplossing. Stel de pH aan naar 7,5 met NaOH.
    2. Bereid alle steriele microchirurgische instrumenten voor (schaar, pincet, 7A-spatel, 1,5 mL buisjes, dentimeter, Pasteur-pipet, petrischaal en een plastic bakje om het dier later te plaatsen dat geopereerd wordt).
    3. Maak het werkgebied schoon met 70% antiseptische alcohol, stel het directe licht correct aan en plaats het direct boven het operatieveld.
  2. Anestesie
    1. Plaats de axolotl in een container met ongeveer 500 ml 0,1% tricaïne methanesulfonaat-anesthesieoplossing gedurende 20-30 minuten om een diepe anesthesie te garanderen.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat het dier volledig in de verdovingsoplossing wordt ondergedompeld.
    2. Controleer op tekenen van algehele narcose door de volledige afwezigheid van kieuwbewegingen en reactie op tactiele prikkels te controleren.
      OPMERKING: Om de kaakregeneratie te monitoren, maak je preoperatieve foto's met de stereomicroscoop zodra het dier is verdoofd, volgens de stappen in sectie 4.
  3. Volledige transversale amputatie van de kaak
    OPMERKING: De amputatie moet zo zorgvuldig en snel mogelijk worden uitgevoerd met een vierhandige techniek, dat wil zeggen twee chirurgen.
    1. Leg het dier voorzichtig in rugligging (met de rugzijde naar boven) op het plastic bakje.
    2. Meet het te amputeren gebied met een kaliber (endodontische tandmeter) vanaf de buitenrand van de kaak naar het proximale uiteinde van deze structuur, ongeveer 2,5 mm in het kin/symfysegebied (Figuur 1A).
      OPMERKING: De meting met een remklauw wordt uitgevoerd op de huid van het dier (extraoraal).
    3. Maak een markering met een rode waspotlood om het traject van het amputatievlak en de omvang van het chirurgische defect te identificeren.
    4. Til de axolotl voorzichtig op en houd hem stevig vast met één hand zodat het dier niet uit de greep van de operator glijdt.
      OPMERKING: Deze handeling moet worden uitgevoerd door een van de operators (operator 1), terwijl de andere operator (operator 2) verantwoordelijk is voor het hanteren van de chirurgische instrumenten en het maken van de incisie.
    5. Plaats een direct licht boven het hoofdgebied van de axolotl, specifiek boven het anatomische gebied waarop wordt geopereerd.
    6. Gebruik met de andere hand de afgeronde, bredere zijde van een 7A-spatel om de tong te scheiden van de mondbodem en het kaakgebied dat geopereerd moet worden. (Figuur 1B).
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de tong licht over de bovenkaak wordt gelegd.
    7. Maak eerst (operator 2) een eerste snede met de chirurgische pincett, vanaf de buitenrand van de kaak over de huid en harde weefsels (tandbot en Meckel-kraakbeen) (Figuur 1C).
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de instrumenten voldoende geslepen zijn voor meer controle bij het snijden en manipuleren van weefsel.
    8. Blijf transversaal knippen met een fijne chirurgische schaar zodat de incisie de volledige breedte van de kaak kruist van de plaats van de eerste snede naar de contralaterale zijde totdat het distale weefsel van de kaak volledig is verwijderd, volgens het geplande amputatievlak (volledige transversale amputatie) (Figuur 1D).
      OPMERKING: Bij grotere axolotls met robuustere kaken wordt aanbevolen het snijvlak af te werken met een tang voor een schonere en minder traumatische snede van de skeletstructuren (Figuur 1E).
    9. Let op de onmiddellijke terugtrekking van het resterende zachte weefsel (Figuur 1F).
    10. Verzamel het geamputeerde weefsel met dissectiepincetten en dompel het in een buisje van 1,5 mL met de gewenste oplossing volgens de te uitvoeren procedure: 4% paraformaldehyde (PFA) voor fixatie en daaropvolgende histotechnologie of immunofluorescentie, of later in Trizol of RNA voor RNA-, DNA- of eiwitextractie, naast andere technieken (Figuur 1F).
      OPMERKING: Dit weefsel kan worden gebruikt als niet-regenererende controle voor vergelijking met geregenereerd weefsel vanuit histologisch perspectief, voor basale genexpressie of voor het detecteren van markers van uiteindelijke weefseldifferentiatie.
    11. Plaats de axolotl in een petrischaal, observeer onder de stereomicroscoop en herstructureer de blootliggende bot- en kraakbeenranden met een tang.
    12. Leg de axolotl voorzichtig terug in de plastic bakje en breng 0,5% sulfamerazine antibioticabaden aan gedurende 12 uur.

3. Postoperatief herstel van A. mexicanum

  1. Na de operatie plaats je de axolotl in het transparante plastic bakje met 40% Holtfreter-oplossing en observeer je tekenen van herstel van algehele anesthesie, zoals kieuwbewegingen, corrigerende reflex of reactie op tactiele prikkels. Volledig herstel duurt ongeveer 30-60 minuten.
    OPMERKING: Houd de 40% Holtfreter-oplossing koud, op een temperatuur tussen ongeveer 4 °C en 8 °C.
  2. Ververs de koude 40% Holtfreter-oplossing elke 24 uur gedurende minstens 8 dagen.
    OPMERKING: De eerste 48 uur zijn het meest cruciaal voor het herstel van het dier, dus het moet dagelijks worden geobserveerd.
  3. Na 24-48 uur na de procedure geef je de axolotl voer met een zachte textuur dat makkelijker te vangen is en minder traumatisch voor het dier.
    OPMERKING: Geef de axolotl de eerste 24 uur na de operatie geen voeding.

4. Beeldverwerving en monitoring van regeneratieve respons

OPMERKING: Alle beelden moeten zo snel mogelijk worden genomen om langdurige behandeling van het recent opererende dier te voorkomen.

  1. Zodra het dier volledig is verdoofd, pak het voorzichtig op en breng het naar de stereomicroscoop en digitale camera in een petrischaal om beelden van vóór en na de amputatie te maken.
    OPMERKING: Maak de stereomicroscoop schoon en desinfecteer de stereomicroscoop van tevoren met 70% alcohol.
  2. Gebruik een invallend licht dat op het hoofd van de axolotl wijst om het kaakgebied beter te observeren.
  3. Houd het lichaam van de axolotl stevig vast met één hand om te voorkomen dat hij uit het beeldveld glijdt.
    OPMERKING: Vermijd het maken van foto's in een waterig medium om vervormingen van de werkelijke grootte te voorkomen; gebruik een petrischaal zonder vloeistof. Bevochtig de axolotl af en toe licht met 40% Holtfreter-oplossing.
  4. Identificeer het kaakgebied goed en richt je er goed op.
    OPMERKING: Houd in de dagen na (follow-up) de procedure rekening met de noodzaak van goede focus, aangezien het regenereren van weefsel in de vroege stadia vaak zeer subtiel en in sommige gevallen onmerkbaar is.
  5. Optimaliseer de parameters voor beeldverwerving door de programmatools aan te passen (contrast, helderheid, belichting, versterking, witbalans, enz.).
  6. Neem beelden met een stereomicroscoop (0,7x) om metingen te verrichten en de regeneratie van de structuur te monitoren.
  7. Zodra de regeneratieperiode was voltooid, werden de geregenereerde weefsels gekleurd met alciaanblauw en alizarinerood volgens het eerder gerapporteerde protocol34.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gezien het belang en de relevantie van het bestuderen van de potentiële regeneratieve respons van craniofaciale structuren na amputatie bij soorten zoals A. mexicanum29, is het noodzakelijk een veilige en reproduceerbare chirurgische techniek die niet alleen de evaluatie van de regeneratieve respons van weefsels mogelijk maakt, maar ook een lage of nul sterftegraad biedt bij dieren die worden geopereerd. Daardoor presenteert deze studie de standaardisatie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel presenteert de succesvolle chirurgische benadering voor volledige transversale amputatie van de onderkaak in het A. mexicanum diermodel, samen met verschillende aanbevelingen die nodig zijn om dit chirurgische model te reproduceren voor het monitoren van de regeneratieve respons van deze structuren en de mogelijke identificatie van factoren die dit regeneratieve proces reguleren.

In deze studie werd een volledige transversale amputatie uit...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs stellen dat er geen belangenconflicten zijn.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen de vice-rector voor onderzoek aan de Universiteit van Antioquia bedanken voor de middelen die zijn verstrekt uit het fonds voor het eerste project voor aangesloten docenten. We willen Sistema General de Regalias de Colombia en de 15e beursoproep van de Universiteit van Antioquia bedanken voor de financiering van de masteropleiding van Samanta Tarquino. Tot slot willen we ook elke student bedanken die deelneemt aan de zorg voor de axolotlkolonie in ons laboratorium.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm en 16 g - 22 g wildetype
Calcium Chloride dihydraatDuksan1098CaCl2 2H2O
Digitale camera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Natriumzout, dihydraatBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Petrischaalelke fabrikantN/ABorosilicaatglas
Magnesiumsulfaat 7-hydraatITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Microchirurgische instrumentenN/AN/APincet, klem, 7A spatel, decimeter en schaar
Pasteurpipetelke fabrikantN/APolyethyleen met lage dichtheid
KaliumchlorideDuksan372KCl
Rode wasstiftelke fabrikantN/A
NatriumchlorideMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Versieón 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
StereomicroscoopOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine natriumzoutSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-methyl-2-pyrimidinyl) benzeensulfonamide
Tricaine methaansulfonaatSigma- AldrichE10521Ethyl 3-aminobenzoaat methaansulfonaat
Buisjes 1,5 mLAxygenMCT150CPuin polypropyleen

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Craniofaciale regeneratiechirurgisch letselmodelkaakamputatieskeletregeneratiecraniofaciale structurenregeneratieve responsvergelijkende regeneratie

Gerelateerde artikelen