Cryosectie van synthetische biocompatibele implantaten met UV-uithardbare hars voor verbeterde immunofluorescentieanalyse

Samenvatting

Dit werk presenteert een cryosectieprotocol dat gebruikmaakt van UV-uithardbare harsstabilisatie om de integriteit van de implantaat-weefselinterface te behouden, terwijl antigeentoegankelijkheid behouden blijft, waardoor betrouwbare, hoogresolutie immunofluorescentieanalyse van synthetische polymeerimplantaten mogelijk wordt.

Samenvatting

De histologische evaluatie van synthetische, biocompatibele implantaten brengt aanzienlijke technische uitdagingen met zich mee vanwege de incompatibiliteit tussen conventionele weefselverwerkingsmethoden en de fysisch-chemische eigenschappen van deze materialen. Huidige benaderingen die volledige hars-inbedding gebruiken, bieden voldoende structureel behoud maar beperken de toegankelijkheid van epitoop ernstig, waardoor immunohistochemische toepassingen die essentieel zijn voor het karakteriseren van immuunresponsen van de gastheer worden beperkt. Omgekeerd vertoont conventionele paraffine-inbedding een slechte hechting aan synthetische substraten en beperkt het de selectie van antistoffen voor uitgebreide immunologische profilering. Standaard cryosectieprotocollen verbeteren de immunohistochemische compatibiliteit door het behoud van antigeen te verbeteren; Deze methoden leiden echter vaak tot onvoldoende structurele integriteit van implantaathoudende exemplaren, wat de morfologische beoordeling en doorsnijdingskwaliteit aantast. Om deze beperkingen aan te pakken, is een nieuw verwerkingsprotocol ontwikkeld dat een UV-uithardbare hars bevat voor selectieve stabilisatie van implantaatweefselconstructies voorafgaand aan cryosectie. Deze methodologie maakt gebruik van een fotopolymeriseerbare hars om mechanische ondersteuning te bieden, terwijl de toegankelijkheid van epitoop en antigenische determinanten behouden blijft, die meestal worden aangetast door volledige harspolymerisatie. Het protocol maakt reproduceerbare generatie van hoogwaardige doorsneden met optimale dikte mogelijk voor immunofluorescentie-evaluatie, waarmee superieure structurele behoud wordt bereikt vergeleken met standaard bevroren doorsneden zonder de uitgebreide kruisbinding die de antilichaampenetratie in conventionele hars-ingebedde monsters beperkt. Deze aanpak biedt een praktische, kosteneffectieve oplossing voor histologische verwerking van synthetische implantaten, met verbeterde analytische mogelijkheden voor biocompatibiliteitsbeoordeling en het mogelijk maken van gedetailleerde karakterisering van lokale immuunresponsen op implantaat-weefselinterfaces.

Inleiding

Immunofluorescentiemicroscopie is een essentiële analytische techniek in onderzoek naar regeneratieve geneeskunde, die het visualiseren van weefselarchitectuur en cellulaire samenstelling faciliteert met behulp van fluorofoor-geconjugeerde antilichamen. Deze methodologie integreert de moleculaire specificiteit van immunochemische herkenning met de gevoeligheid en veelzijdigheid van fluorescentiedetectie, waardoor gedetailleerde observatie van cellulaire doelverdelingen binnen hun weefselmicroomgevingen mogelijk wordt. Immunofluorescentiebenaderingen omvatten zowel directe als indirecte labelingstrategieën, waarbij indirecte immunofluorescentieprotocollen verbeterde signaalversterking bieden via secundaire antilichaamsystemen die geconjugeerd zijn aan diverse fluoroforen die het zichtbare en nabij-infrarood spectrum^beslaan. De inherente mogelijkheid van de methodologie om gelijktijdige multi-target detectie te doen via spectrale scheiding maakt een uitgebreide fenotypische karakterisering van heterogene cellulaire populaties en hun ruimtelijke relaties binnen complexe weefselmicroomgevingen^{mogelijk 2}.

De technische mogelijkheden van immunofluorescentiemicroscopie reiken verder dan conventionele eiwitlokalisatie en omvatten kwantitatieve analytische toepassingen, waaronder metingen van fluorescentieintensiteit, colokalisatieanalyses en beoordelingen van ruimtelijke distributie die cruciaal zijn voor het begrijpen van cellulaire functie en weefselorganisatie³. In de context van onderzoek naar implantaatbiocompatibiliteit biedt immunofluorescentieanalyse cruciale inzichten in immuunresponsen van de gastheer, waaronder vreemde lichaamsreacties, ontstekingscascades en weefselintegratieprocessen die de acceptatie of afstoting van implantaat op cellulair en moleculair niveau bepalen⁴.

De succesvolle implementatie van immunofluorescentieprotocollen vereist zorgvuldige overweging van weefselverwerkingsmethoden die morfologische integriteit behouden terwijl het fluorescentiesignaal behouden blijft en achtergrondautofluorescentie wordt geminimaliseerd. De keuze van traditionele embeddingmedia hangt af van het weefseltype, de downstream analytische vereisten en de specifieke antigenen van belang. Voor synthetische materialen en implantaten wordt in de huidige literatuur voornamelijk volledige hars-inbedding aanbevolen om structurele stabiliteit tijdens doorsnijdingsprocedures^{te behouden 5}. Deze aanpak kent echter aanzienlijke beperkingen vanwege de behoefte aan gespecialiseerde ultramicrotomen en messen voor het segmenteren van gepolymeriseerde harsblokken, wat aanzienlijke investeringen in apparatuur en technische expertise vertegenwoordigt. Paraffine-inbedding biedt voldoende structurele ondersteuning voor doorsnijden, maar brengt conformationele veranderingen in antigene determinanten met zich mee tijdens fixatie en verwerking door uitgebreide dehydratatie, chemische harding en infiltratie met organische oplosmiddelen die eiwitten kunnen denatureren en epitopen kunnen maskeren. Paraffineverwerking veroorzaakt ook intrinsieke autofluorescentieinterferentie die signaaldetectie en kwantitatieve analyse belemmert. Deze veranderingen vereisen antigeenophaalprocedures, meestal met hitte-geïnduceerde epitoopopopwinning (HIER) of proteolytisch-geïnduceerde epitoopopopwinning (PIER), om de toegankelijkheid van antistoffen^{te herstellen 6}. Ondanks deze interventies blijven talrijke commercieel verkrijgbare antilichamen onverenigbaar met paraffine-ingebedde monsters, en de strenge terugwinningsomstandigheden kunnen de fluorescerende signaalkwaliteit verder aantasten en fotobleachingsartefacten introduceren.

Cryosectie biedt een alternatieve verwerkingsmethode voor immunofluorescentietoepassingen. Twee cryopreservatiemethoden kunnen worden gebruikt voor weefselvoorbereiding. De eerste aanpak omvat snelle cryopreservatie door directe onderdompeling van verse weefselmonsters in een isopentaanbad dat voorgekoeld is met vloeibare stikstof om temperaturen onder –20 °C te bereiken, gevolgd door sectie met cryostatmicrotomen uitgerust met temperatuurgecontroleerde snijkamers. Het tweede protocol gebruikt een korte fixatieperiode in paraformaldehyde (PFA) of formaline, gevolgd door cryoprotectie via gegradueerde sucrose-infiltratie vóór het invriezen. Het cryopreservatieproces creëert een rigide matrix die weefselintegriteit behoudt terwijl de natuurlijke eiwitconformaties behouden blijven die essentieel zijn voor antistofherkenning. Bevroren sectie houdt weefsels in een bijna-natuurlijke toestand met minimale chemische aanpassingen⁷, waardoor de noodzaak van strenge antigeenterugwinningsprocedures wordt verminderd en het gebruik van een breder scala aan primaire antilichamen mogelijk wordt, inclusief die die niet compatibel zijn met paraffine-ingebedde weefsels door epitoopmaskering of denaturatie⁸.

Het cryosectieproces maakt doorgaans gebruik van optimale snijtemperatuur (OCT) compound, een wateroplosbaar embeddingmedium bestaande uit polyvinylalcohol en polyethyleenglycol dat structurele ondersteuning biedt tijdens het doorsnijden terwijl het transparant blijft en compatibel is met fluorescentiedetectiesystemen. OCT-inbedding faciliteert de generatie van dunne, uniforme secties variërend van 5–15 μm dikte, afhankelijk van de specifieke analytische eisen en weefselkenmerken⁹. Het behoud van native eiwitconformaties in bevroren secties handhaaft optimale signaal-ruisverhoudingen die essentieel zijn voor kwantitatieve immunofluorescentieanalyse, terwijl ook intacte epitopen behouden blijven die het gebruik van een breder scala aan primaire antilichamen mogelijk maken, inclusief die welke niet compatibel zijn met paraffine-ingebedde weefsels⁸.

Echter brengt het doorsnijden van bevroren weefsel unieke technische uitdagingen met zich mee, vooral bij het verwerken van synthetische implantaatmaterialen die verschillende fysisch-chemische eigenschappen hebben vergeleken met inheemse biologische weefsels. De differentiële thermische expansie tussen synthetische polymeren en biologische weefselinterfaces tijdens het bevriezen kan leiden tot lokale mechanische spanning die de structurele integriteit aantast en sectieartefacten creëert¹⁰. Bovendien kan de inherente stijfheid van veel synthetische materialen ten opzichte van bevroren biologisch weefsel leiden tot doorbuiging van het blad tijdens het doorsnijden, wat resulteert in een ongelijke dikte van de doorsneden en schade aan zowel het monster als de snijapparatuur. Deze technische beperkingen vereisen gespecialiseerde verwerkingsprotocollen die kunnen voldoen aan de unieke eisen van implantaathoudende monsters, terwijl de voordelen van bevroren secties voor immunofluorescentietoepassingen behouden blijven.

Om deze beperkingen aan te pakken, ontwikkelde deze studie een cryosectieprotocol dat selectieve UV-uithardbare harsstabilisatie combineert met gecontroleerde cryostat-sectieparameters om een hoogresolutie, multi-parameter immunofluorescentieanalyse van implantaatweefselconstructies mogelijk te maken.

Protocol

Dit onderzoek is uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van het Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) onder goedkeuringsnummer A00003765-18-24. Alle procedures waarbij synthetische biocompatibele implantaten betrokken zijn, werden uitgevoerd onder steriele omstandigheden, in overeenstemming met de juiste bioveiligheidsprotocollen.

1. Monsterverwerking en cryobescherming

OPMERKING: Gebruik formaline uitsluitend in een chemische dampkap en draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM), omdat formaline formaldehyde bevat, een krachtige irriterende stof, sensibilisator en kankerverwekkend stof.

1. Bevestig weefselgeïntegreerde biocompatibele synthetische implantaatmonsters in 10% neutrale formaline 's nachts bij 4°C met minimaal 10 volumes fixatief ten opzichte van het weefselvolume om volledige onderdompeling en adequate penetratie te garanderen. Het doel van deze beperkte fixatieperiode is het bereiken van minimale kruisverbinding, terwijl de weefselmorfologie behouden blijft. ( Zie Materiaaltabel voor materialen die in het Protocol worden gebruikt.)
2. Breng monsters over naar een 15% sucroseoplossing, bereid in fosfaatgeborrelde zoutoplossing (PBS) voor nachtelijke incubatie bij 4°C met zachte roering. Zorg voor volledige sucrose-infiltratie, zoals blijkt uit weefselafzakking.
3. Breng monsters over naar een 30% sucroseoplossing in PBS voor een tweede nachtelijke incubatie bij 4°C. Bevestig volledige evenwicht door weefsel naar de bodem van de container te zakken, wat voldoende sucrose-infiltratie en waterverplaatsing aangeeft.
4. Bereid een volumetrische verhouding van 1:1 voor van 30% sucroseoplossing en OCT-verbinding. Incubeer exemplaren in dit overgangsmedium gedurende 2 uur bij 4°C, en plaats vervolgens 1 uur op 100% OCT om volledige evenwicht te bereiken, zoals blijkt uit een uniform ondoorzichtig uiterlijk van het weefsel.
5. Plaats monsters zorgvuldig in standaard cryomolds gevuld met verse OCT-verbinding, zodat de beste oriëntatie voor het doorsnijden van vlakken wordt gegarandeerd. Richt je op de implantaat-weefselinterface die beschikbaar is voor volgende procedures. Elimineer luchtbellen met voorgekoelde tang.
6. Plaats gevulde cryomolds direct op het droogijsplatform om een temperatuurgradiënt te creëren die snelle ijskristalvorming van onderaf bevordert. Monitor 10–15 minuten tot volledige stolling, bevestigd door het karakteristieke ondoorzichtige witte uiterlijk van de bevroren OCT-verbinding. Breng bevroren blokken over naar opslag van –80°C of direct naar de cryostaatkamer voor onmiddellijke doorsnijding.

2. Cryostat-opstelling en initiële sectievorming

1. Houd de cryostat-temperatuurgecontroleerde kamer op –15° C. Controleer de temperatuur met geïntegreerde digitale monitoring en balanseer 's nachts vóór de introductie van het monster.
2. Installeer nieuwe wegwerpmessen. Stel de bladhoek in voor het combineren van synthetisch-biologisch materiaal volgens de specificaties van de fabrikant.
3. De gewenste sectiedikte (50–100 μm) wordt in de cryostaat geprogrammeerd door de dikte-instelling op het bedieningspaneel te selecteren, deze aan te passen met de pijltjestoetsen en de parameter te bevestigen door op de Set-toets te drukken.
4. Beweeg door het ingebedde monster om de vooraf bepaalde diepte te bereiken die overeenkomt met de implantaat-weefselinterface. Monitor het oppervlak van de doorsnede om het optimale vlak voor UV-hars toepassing te identificeren, gekenmerkt door subtiele veranderingen in weefselopaciteit en initiële blootstelling aan de implantaatperiferie, en diepte wordt bevestigd wanneer deze kenmerken consistent zichtbaar blijven over opeenvolgende getrimde secties.
   OPMERKING: Stop onmiddellijk met sectie zodra je de kritieke interface bereikt om te voorkomen dat je verder gaat dan het doelgebied.

3. UV-uithardbare harstoepassing

OPMERKING: Behandel UV-uithardbare hars in een goed geventileerde ruimte terwijl je de juiste PBM draagt en bescherm ogen en huid tegen LED-UV-uithardend licht. Deze harsen bevatten irriterende stoffen die huid- en oogreacties kunnen veroorzaken, en blootstelling aan LED-UV kan leiden tot door UV veroorzaakte oogletsel.

1. Knip parafilm met een schaar tot afmetingen van 2–3 mm die de implantaatomtrek overschrijden. Verwijder voorzichtig de beschermende papieren achterkant met een steriele pincett.
2. Dodeer 5–10 μL UV-uithardbare hars op het blootgestelde parafilmoppervlak (Figuur 1A). Het harsvolume wordt geoptimaliseerd door voorlopige testtoepassingen uit te voeren waarbij incrementele volumes worden toegediend, en de resulterende spreiding visueel wordt geëvalueerd om een uniforme bedekking van het monsteroppervlak te garanderen zonder overloop of overmatige harsophoping die het doorsnijden zou belemmeren.
3. Vervang de beschermende papieren achterkant direct over harsbelaste parafilm. Breng een polyurethaan-naadroller (2 inch) aan met constante druk in overlappende, parallelle passen, gevolgd door loodrechte passen om een dunne, uniforme harslaag te bereiken (Figuur 1B).
4. Verwijder voorzichtig een beschermende papierlaag, zodat er een gelijkmatig verdeelde resinfilm zichtbaar wordt. Plaats hars-parafilm direct over het blootgestelde implantaatoppervlak, zodat je precieze uitlijning met het implantaat-weefselinterface hebt (Figuur 1C).
5. Breng de polyurethaan-naadroller aan vanaf het implantaatcentrum naar buiten om luchtbellen te elimineren en te zorgen voor intiem contact tussen hars en zowel synthetische als biologische oppervlakken (Figuur 1D).
6. Plaats een UV-LED-lichtbron met een 405 nm golflengte op een afstand van 2–3 cm, direct op het implantaatoppervlak. Blootstelling gedurende 90 seconden om volledige polymerisatie te garanderen, geverifieerd door tactiele beoordeling van harshardheid en niet-kleverige eigenschappen (Figuur 1E). Plaats een UV-beschermende afdekking over het cryostatkamerraam vóór UV-fotopolymerisatie om de gebruiker te beschermen tegen schadelijke UV-blootstelling tijdens het uitharden van de hars.

4. Sectieherstel en preparaat

1. Verwijder parafilm met één continue beweging om mechanische verstoring van de hars-weefselinterface te voorkomen. Volledige harshechting wordt bevestigd door het blootgestelde oppervlak onder cryostatverlichting te inspecteren op uniforme harsbedekking, afwezigheid van opheffen aan de weefselrand en het ontbreken van zichtbaar parafilmresidu.
2. Doorsneepmonsters tot een vooraf bepaalde dikte van 8 μm met behulp van een gekalibreerd microtoom-vooruitschotmechanisme. Controleer elke sectie op consistente dikte en afwezigheid van artefacten (compressie, scheuren, onvolledige doorsneden). Plaats de anti-roll plaat optimaal om krullen te voorkomen (Figuur 1F).
   OPMERKING: Hydrofiele, positief geladen kleefglasglaasjes worden gebruikt omdat ze een superieure retentie van uitdagende monsters bieden, wat de hechting tijdens sectieoverdracht en daaropvolgende verwerking verbetert. Labeldia's afzonderlijk vóór de overdracht van secties.
3. Positioneer het glijlijmoppervlak, waarbij het eerste contact aan de rand van de doorsneden wordt gegarandeerd voordat het over het hele oppervlak wordt gecontacteerd. Zorg ervoor dat het UV-uitgeharde harsoppervlak aan het glaasglaasje hecht, terwijl het weefseloppervlak omhoog blijft voor immunofluorescentie (Figuur 1G).
4. Druk de sectieschuif voorzichtig om luchtbellen te elimineren. Controleer de juiste oriëntatie onder cryostatverlichting, waarbij de intacte implantaat-weefselinterface wordt bevestigd.

5. Opslag en behoud

1. Plaats voltooide dia's in vooraf gelabelde opslagdozen bij –20°C voor toepassingen die binnen 72 uur verwerkt moeten worden.
2. Gebruik – 80°C condities voor conserveringsperiodes van meer dan een week.

6. Immunofluorescentiekleuringsprotocol

OPMERKING: Behandel pepsine met de juiste PBM, omdat het een huid- en ademhalingsirritant is.

1. Haal de glaasjes uit de opslag en plaats ze 15–20 minuten in vochtige kamers voor kamertemperatuurbalans.
2. Voer drie opeenvolgende PBS-wascycli van 2 minuten uit.
3. Antigeenterugwinning:
   1. Heat-induced epitope retrieval (HIER) methode: Positioneren schuifjes horizontaal in microgolfveilige containers met 1x target retrieval solution. Magnetron (1000 watt uitgang) op hoog vermogen, gedurende 15 minuten, gevolgd door afkoeling tot kamertemperatuur.
   2. Proteolytic-induced epitope retrieval (PIER) methode: Breng per sectie 100–150 μL kant-en-gebruik pepsine-oplossing aan. Bedek met tijdelijke plastic dekfolies en broeuw 10 minuten op 37°C in een bevochtigde kamer.
4. Voer drie opeenvolgende PBS-wascycli uit (elk 2 minuten).
5. Breng 1 ml blokkerende oplossing aan met 0,1% saponine en 2,5% normaal geitenserum in PBS. Incubeer 30 minuten op kamertemperatuur in een bevochtigde kamer.
6. Voer drie opeenvolgende PBS-wascycli uit (elk 2 minuten).
7. Pas 100 μL primaire antistofoplossingen toe bij geoptimaliseerde concentraties:
   1. Anti-Collagen IV konijn polyklonaal bij 1:100 verdunning.
   2. Anti-laminine konijn polyklonaal bij verdunning van 1:500.
   3. Anti-F4/80 konijnenmonoklonaal antilichaam bij verdunning van 1:500.
8. Bedek met tijdelijke plastic dekfolies en breng een nacht uit bij 4°C in bevochtigde kamers.
9. Voer drie PBS-wascycli uit (elk 2 minuten).
10. Breng secundaire antilichamen aan bij een concentratie van 10 μg/mL.
    1. Donkey Anti-Rabbit IgG Alexa Fluor Plus 555
    2. Geit Anti-Konijn IgG Alexa Fluor 488
11. Incubeer 60 minuten op kamertemperatuur in donkere omstandigheden.
12. Optionele tarwekiemen (WGA) kleuring:
    1. Breng WGA-Alexa Fluor 647 aan bij 5 μg/mL in PBS met 2,5% normaal geitenserum.
    2. Bedek en breng 30 minuten uit bij 37°C. Voer drie opeenvolgende PBS-wascycli van 2 minuten uit.
13. Breng 80 μL hard-hard setting mounting media aan met nucleaire tegenkleuring per sectie.
14. Bedek de deklaag met het afdekglas om luchtbellen te voorkomen.
15. Laat de preparaten horizontaal uitharden bij kamertemperatuur gedurende 2 uur in het donker.
16. Bewaar tot een week op 4°C voor optimale beeldkwaliteit.

7. Fluorescentiemicroscopie en beeldverwerving

1. Voer beeldvorming uit met een omgekeerde fluorescentiemicroscoop met filtersets van de fabrikant: 360/460 nm excitatie/emissie, 470/525 nm excitatie/emissie, 545/605 nm excitatie/emissie, 620/700 nm excitatie/emissie.
2. Beelden worden vastgelegd door elk fluorescentiekanaal te selecteren in het Filtermenu van de microscoopsoftware. Voorafgaand aan belichtingsoptimalisatie wordt een zwartbalansprocedure uitgevoerd door Zwarte balans aanpassen te selecteren om een nauwkeurige baselinecorrectie voor elk kanaal te garanderen. De belichtingsparameters worden vervolgens geoptimaliseerd door het Beeldopnamevenster te openen, de Live-modus in te schakelen en de belichtings- en lichtintensiteitsinstellingen aan te passen totdat een hoge signaal-ruisverhouding is bereikt zonder pixelverzadiging. De verzadiging wordt gemonitord met behulp van het histogramdisplay van de software en het Highlight Saturated Pixels-tool. Elk kanaal wordt onafhankelijk aangepast voorafgaand aan de beeldverwerving.
3. Voer geautomatiseerde tegelverwerving uit met de 10% overlap van de fabrikant tussen aangrenzende velden. Houd geautomatiseerde focusaanpassing tijdens de hele acquisitiesequentie aan de gang.

Resultaten

Beoordeling en optimalisatie van sectiekwaliteit
Na UV-hars stabilisatie en doorsnijden bij 8 μm dikte, verzamel secties op lijmglaasjes en beoordeel voor kwaliteitscontrole. Hoogwaardige doorsneden tonen intacte morfologie zonder significante scheuren of breukende artefacten, met een continue weefselarchitectuur en een behouden implantaat-weefselinterface (Figuur 2A). Doorsneden die aanzienlijke structurele schade vertonen, waaronder bre...

Discussie

Deze UV-uithardbare harsstabilisatiemethode biedt een alternatieve benadering voor het cryosectie van OCT-ingebedde weefselmonsters met synthetische materialen die anders moeilijk te verwerken zijn met standaard bevroren sectietechnieken. Hoewel er verschillende lijmopties, zoals geladen glaasjes, weefselbondsbanden en andere plaksteunen, beschikbaar zijn om te voorkomen dat weefselsecties of fragiele monsters loskomen tijdens het hanteren, bieden deze producten de slide-hechting en bied...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
5W Gooseneck Ultraviolet Light 395–405 nm for resin curing	Amazon	UPC ‎603335835561
Antibody - Anti-F4/80 (Monoclonal)	Abcam	ab300421	1:500
Antibody - Collagen IV (Polyclonal)	Abcam	ab6586	1:100
Antibody - Donkey Anti-Rabbit IgG AlexaFluor Plus 555	Invitrogen	A32794	10 ug/mL
Antibody - Goat anti-Rabbit IgG AlexaFluor 488	Invitrogen	A-11008	10 ug/mL
Antibody - Laminin (Polyclonal)	Invitrogen	PA1-16730	1:500
BioMed Clear	Formlabs	FLBMCL01	Biocompatibel materiaal #1
BioMed Durable	Formlabs	FLBMDU01	Biocompatibel materiaal #2
Buffered 10% Formalin	Cardinal Health	C4320-101
BZ-X Filter Cy5	Keyence	OP-87766	Filter Set
BZ-X Filter DAPI	Keyence	OP-87762	Filter Set
BZ-X Filter GFP	Keyence	OP-87763	Filter Set
BZ-X Filter TRITC	Keyence	OP-87764	Filter Set
BZ-X800 Analyzer software	Keyence	BZ-X800	Geïntegreerde Software
Fisherbrand Premium Coverglass  50 x 24 mm	Fisher Scientific	12-544-14
Form4B 3D Printer	FormLabs	F4B-Printer
Form4 Resin Tank	Formlabs	RT-F4-01
Goat Serum	Gibco	16210064
HM525 NX Cryostat	Epredia	956641EC
Household Microwave Oven	Panasonic	NN-S766BA	1000 watt output
IHC-Tek Plastic Coverslips 24 mm x 60 mm	IHC World	IW-2601	Tijdelijke dekglasjes
JDiction Low Viscosity UV Resin	Amazon	6974143904430	Hoge autofluorescentie
Keyence BZ-X800	Keyence	BZ-X800
Let's Resin UV Resin Clear Hard Type	Amazon	ALR00038	Hoge autofluorescentie
Let's Resin Clear UV Resin High Viscosity Type	Amazon	ALR00048
Matsunami MAS Micro Slide Glass Slides	Newcomer Supply	SUMAS1190	Zelfklevende schuifjes
Medpor Surgical Implant	Stryker	8662	Biocompatibel materiaal #3
Mr. Resin UV Resin Crystal Clear	Amazon	B08FRF9QTB	Hoge autofluorescentie
MX35 Ultra Microtome Blade	Epredia	3053835
Parafilm M Laboratory Film	Parafilm	P7543-1EA
Pepsin	Sigma	R2283-15ML
Phosphate Buffered Saline pH 7.4	Sigma	P3813
Plan Apo λ 40X	Keyence	BZ-PA40	Objectieflens
Plan Apo λ 4X	Keyence	BZ-PA04	Objectieflens
Polyurethane Seam Roller	Amazon	682698799567
ProLong Glass Antifade Mountant with NucBlue Stain	Invitrogen	P36985	Hoechst 33342 Counterstain
Saponin	Millipore	558255-100GM
StainTray	Simport	M920-2
Sterile Silicone Sheeting	Bentec	PR72034-51N
Target Retrieval Solution, Citrate pH6	Agilent	S236984-2
Tissue-Tek O.C.T Compound	Sakura	4583
Wheat Germ Agglutinin AlexaFluor 647	Invitrogen	W32466	5 ug/mL