Mechanische verwerking van SVF-verrijkte microvet voor reconstructie van traumatische zachte weefseldefecten

Summary

Dit protocol beschrijft een reproduceerbare methode voor het bereiden van mechanisch verwerkt SVF-verrijkt microvet uit autoloog vetweefsel en het injecteren in holte-type traumatische zachte weefseldefecten voor klinische reconstructie.

Abstract

Traumatische zachte weefseldefecten vormen aanzienlijke uitdagingen voor reconstructie door weefselverlies, verminderde vasculariteit en moeilijkheden om duurzame dekking te bereiken. Vetweefsel biedt een praktische autologe weefselbron, en mechanisch verwerkt stromale vasculaire fractie (SVF)-verrijkte microvet kan intraoperatief worden voorbereid zonder enzymatische vertering.
Deze studie presenteert een gestandaardiseerd klinisch protocol voor het oogsten van autoloog vetweefsel en het verwerken ervan tot SVF-verrijkte microvet voor injectie in holte-achtige traumatische zachte weefseldefecten. Vet wordt handmatig uit het dij of buik gewonnen onder lage negatieve druk, mechanisch gefragmenteerd door snijden en spuit-naar-spuit emulgeer, gefilterd om een uniforme microvetconsistentie te bereiken en gecentrifugeerd om de SVF-houdende fractie te isoleren. Het verwerkte microvet wordt in een meerlaags patroon door de wondholte geïnjecteerd. Postoperatieve beoordeling omvat seriële klinische evaluatie, fotografische documentatie en meting van wondverkleining tot epithelialisatie.
In een kleine cohort was de methode geassocieerd met progressieve wondcontractie en volledige epithelialisatie binnen ongeveer 4-8 weken, zonder grote complicaties. Hoewel de cellulaire samenstelling en levensvatbaarheid niet werden gekwantificeerd, bood de techniek een haalbare intraoperatieve benadering die geschikt was voor omgevingen zonder toegang tot enzymatische verwerking of laboratoriumfaciliteiten. Dit protocol biedt een praktische, minimaal gemanipuleerde methode om SVF-verrijkte microvet toe te dienen bij het behandelen van traumatische gaatjesafwijkingen en kan dienen als basis voor verdere gecontroleerde studies.

Introduction

Traumatische holte-achtige zachte weefseldefecten blijven een grote reconstructieve uitdaging omdat ze weefselverlies, een verminderde lokale perfusie en een hoog risico op infectie en doodruimte combineren. Conventionele dekkingstechnieken, zoals split-thickness huidtransplantaties of flaptransfers, bieden in veel gevallen duurzame dekking. Ze worden echter vaak beperkt door morbiditeit op donorlocaties, technische complexiteit en variabele langetermijnuitkomsten, vooral in besmette of getekende bedden ^1,2,3.

Vetweefsel is een overvloedige, gemakkelijk toegankelijke bron van een heterogene celpopulatie die wordt aangeduid als de stromale vasculaire fractie (SVF). SVF omvat mesenchymale stromale cellen, endotheliale voorlopers, pericyten en ondersteunende stromale elementen. Wanneer het in vetdeeltjes wordt vastgehouden, blijft de native extracellulaire context van SVF behouden tijdens het hanteren en de klinische toediening⁴. Klinisch gezien is gerapporteerd dat vettransplantaten verrijkt voor SVF (SVF-verrijkte microvet) de retentie van de transplantatie verbeteren en geassocieerd zijn met versnelde wonde-epithelialisatie bij verschillende indicaties ^5,6,7.

Er bestaan twee hoofdstrategieën om SVF te verkrijgen via lipoaspiratie. Enzymatische vertering levert doorgaans hogere nucleaire celaantallen per volume-eenheid op, maar vereist speciale reagentia, laboratoriuminfrastructuur, langere verwerkingstijden en is in veel rechtsgebieden onderworpen aan regelgevende beperkingen ^4,8. Daarentegen omvatten mechanische verwerkingsmethoden snijden, spuit-naar-spuit emulgatie, filtratie en het gebruik van gesloten mechanische systemen. Deze benaderingen maken snelle intraoperatieve bereiding van SVF-verrijkt microvet mogelijk met minimale manipulatie en kortere doorlooptijden 6,9,10,11. Recente mechanische systemen hebben verwerkingstijden van <15 minuten gerapporteerd en opbrengsten die in sommige series dichtbij die van enzymatische methoden liggen, hoewel het aantal gemeten cellen en levensvatbaarheid per apparaat en operator^kan variëren.

Ondanks de groeiende literatuur over mechanisch verwerkte SVF en over vettransplantatie bij chronische zweren en diabetische voetziekte, zijn gestandaardiseerde, reproduceerbare protocollen die specifiek gericht zijn op holte-type traumatische zachte weefseldefecten^{schaars 7,12}. Gepubliceerde klinische rapporten behandelen vaak chronische zweren, diabetische wonden of esthetische vettransplantatie. Echter, slechts enkele bieden een intraoperatief stapsgewijs protocol dat oogstparameters, emulgatie-eindpunten, filtratieporiëngroottes, centrifugatiekracht (× g), dosering per wondgebied en wondgereedheidscriteria voor injectie in trauma-instellingen^{specificeert 7,13}.

Praktische toepasbaarheidsrichtlijnen zijn daarom belangrijk voor chirurgische teams die deze aanpak overwegen. Op basis van de beschikbare literatuur en onze operatieve ervaring zijn typische intraoperatieve aspiratievolumes voor een enkele holte ~20-40 mL. Dit volume levert doorgaans voldoende bewerkt microvet op om kleine tot matige gaatjes te vullen. Daarentegen vallen reconstructies op grote volumes waarschijnlijk buiten het bereik van machineverwerking op het punt van zorg en kunnen ze gefaseerde procedures of alternatieve strategieën vereisen ^9,12. Mechanische SVF-benaderingen zijn ook minder geschikt voor ernstig besmette wonden totdat de infectie onder controle is; In dergelijke gevallen moeten aanvullende debridement en infectiebeheer (inclusief gerichte antibiotica en, waar passend, negatieve drukwondtherapie) voorafgaan aan transplantatie⁷.

Het huidige werk heeft als doel een gedetailleerd, reproduceerbaar intraoperatief protocol te bieden voor de bereiding van SVF-verrijkte microvet door mechanische verwerking en voor het injecteren van dit product in holte-type traumatische zachte weefseldefecten. Het protocol legt de nadruk op expliciete operationele parameters (oogst, mechanische fragmentatie en emulgering, filtratie, centrifugatie uitgedrukt als × g, injectietechniek en objectieve wondmeeting) zodat andere chirurgische teams de methode in hun eigen omgeving kunnen toepassen en valideren.

Protocol

Alle procedures zijn goedgekeurd door de Institutionele Ethische Commissie (Goedkeuringsnummer KL-2025062) en uitgevoerd in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki. Schriftelijke geïnformeerde toestemming werd van alle patiënten verkregen voorafgaand aan de deelname.

1. Patiëntselectie en preoperatieve beoordeling

1. Volwassen patiënten die zich presenteren met gaatjesachtige traumatische zachte weefseldefecten die reconstructieve interventie vereisen na adequate chirurgische debridement.
   OPMERKING: Defecten moeten een goed gedefinieerde holte met omliggend levensvatbaar weefsel aantonen en geen voortdurende necrose tijdens de reconstructie.
2. Sluit patiënten uit met een actieve systemische infectie of onbeheersbare lokale wondinfectie, slecht gecontroleerde diabetes mellitus (gedefinieerd als HbA1c aanhoudend >8% ondanks behandeling), significante perifere vasculaire ziekte die het betrokken ledemaat aantast, bekende stollingsstoornissen of huidige antistollingsmiddelen die niet veilig kunnen worden onderbroken, maligniteit op de defectplaats, of contra-indicaties voor liposuctie of anesthesie zoals vastgesteld door preoperatieve beoordeling.
3. Voer basisgegevensverzameling en wondbeoordeling uit
   1. Noteer de basiskenmerken van de patiënt, waaronder leeftijd, geslacht, wondlocatie, verwondingsmechanisme en tijd van letsel tot reconstructie.
   2. Voer wondbeoordeling uit na de standaardvoorbereiding. Meet de lengte en breedte van de wonden met een steriele liniaal op de breedste punten. Verkrijg standaard digitale foto's met een vaste afstand en oriëntatie. Bereken wondoppervlak (cm²) met behulp van planimetrische analyse op basis van gekalibreerde foto's (zie Stap 6.6).
4. Geef preoperatieve counseling. Leg de procedurele stappen, verwachte voordelen, mogelijke risico's (waaronder infectie, vetresorptie en noodzaak van aanvullende ingrepen), postoperatieve zorgvereisten en het vervolgschema aan de patiënt uit.
5. Bevestig het begrip en vraag schriftelijke geïnformeerde toestemming aan vóór de operatie

2. Preoperatieve voorbereiding

1. Voorbereiding van steriele apparatuur
   1. Bereid de benodigde steriele apparatuur voor, waaronder: liposuctiecanules (2-3 mm diameter, stompe tip), Luer-lock spuiten (10-20 mL capaciteit), steriele Luer-lock connectoren voor spuit-naar-spuit overdracht, chirurgische schaar, stompe injectiecanules (22G × 50 mm).
   2. Controleer de integriteit en sterilisatie van alle apparaten vóór gebruik.
2. Bereiding en infiltratie van tumescente oplossing
   1. Haal 1.000 mL van 0,9% normale zoutoplossing in een steriele container
   2. Voeg 2 ml 1:1.000 epinefrine toe om een eindconcentratie van 1:500.000 te bereiken. Meng grondig onder steriele omstandigheden.
   3. Verbind de oplossing met een Luer-lock spuit met een 2-3 meter stomp infiltratiecanule
      OPMERKING: Lidocaïne wordt bewust weggelaten om aparte, dosisgecontroleerde anesthesietoediening mogelijk te maken.
   4. Breng de oplossing in de subcutane donorplaats (bijvoorbeeld buik of dij) in via langzame, waaiervormige passages, van diep naar oppervlakkig vlak.
   5. Pas het totale volume aan op basis van het donoroppervlak en het verwachte lipoaspiratievolume.
   6. Infiltreer totdat het weefsel een uniforme tumescentie en vasoconstrictie vertoont.
   7. Wacht 10-15 minuten na infiltratie om maximale vasoconstrictie te laten toestaan voordat je oogst. OPMERKING: Adrenaline vermindert intraoperatieve bloedingen en bevordert de oogst van vetstoffen. Het weglaten van lidocaïne voorkomt dat je de veilige anesthesiedoseringen overschrijdt en maakt aparte lokale of regionale anesthesie mogelijk.
3. Toediening van anesthesie
   OPMERKING: Anesthesie wordt apart toegediend van de tumescentieoplossing, geselecteerd op basis van de defectgrootte, donorplaats en patiënttolerantie. Een van de volgende anesthesiemethoden wordt geselecteerd op basis van defectgrootte, donorplaats en patiënttolerantie.
   1. Lokale infiltratie (veldblok): Infiltreer 0,5-1% lidocaïne met epinefrine 1:200.000 met een stompe tip (22 g × 50 mm) canule. Radiaal verspreid rond sensorische zenuwen die de donorplaats van energie voorzien. Wacht 5-10 minuten voor een volledige anesthesie-effect voordat je de donorplaats manipuleert of infiltratie op de donorplaats plaatsvindt.
      OPMERKING: Maximale dosis: 7 mg/kg lidocaïne met epinefrine, aangepast voor patiëntgewicht en comorbiditeiten.
   2. Regionale anesthesie (optioneel): Gebruik ultrageluidgestuurde perifere zenuwblokkades op basis van de donorlocatie. Gebruik bupivacaïne (0,25-0,5%) of ropivacaïne (0,5%), gedoseerd volgens de standaardrichtlijnen. Bevestig de start van het blok (10-20 minuten) vóór het oogsten.
   3. Algehele anesthesie: Voorbehouden aan grote defecten of gecombineerde procedures. Dien toe volgens institutionele protocollen met standaardmonitoring.
      VOORZICHTIG: Zorg ervoor dat de totale systemische epinefrine-dosis van alle geïnfiltreerde oplossingen binnen de geaccepteerde klinische veiligheidslimieten blijft.

3. Vetoogst

1. Kies de donorplaats (buik en/of laterale dij) op basis van de volgende criteria
   1. Beschikbaarheid van voldoende subcutaan vetweefsel om een adequate oogst zonder contourdeformiteit mogelijk te maken
   2. Afwezigheid van lokale littekenvorming, infectie of eerdere operaties die de weefselkwaliteit kunnen aantasten.
   3. Patiënttoegankelijkheid en -positie op de operatietafel om steriele infiltratie en aspiratie mogelijk te maken.
      OPMERKING: Het kiezen van een locatie met voldoende weefsel en minimaal eerder trauma vergemakkelijkt een consistente vetoogst en vermindert procedurele complicaties.
2. Maak een incisie van 2-3 mm met een No. 11 scalpel, onder steriele omstandigheden. Incureer door de epidermis en dermis naar de subcutane laag zonder diepere fascia of spier te penetreren.
3. Houd een kleine, gecontroleerde incisie om littekens te minimaliseren.
4. Bevestig een 2-3 mm liposuctiecanule aan een 10-20 mL Luer-lock spuit.
5. Breng de canule via de huidincisie in de onderhuidse vetlaag, waarbij ze oppervlakkig blijven aan de onderliggende fascia.
6. Gebruik zachte, multidirectionele bewegingen om de canule gelijkmatig over het doelwit subcutane vlak te verdelen.
7. Oefen handmatig lage negatieve druk toe door voorzichtig de spuitzuiger terug te trekken om vetweefsel te aspireren.
8. Vermijd agressieve zuiging om mechanisch trauma aan vetcellen te minimaliseren.
9. Blijf aspiratie uitvoeren in kleine, gecontroleerde aliquots, waarbij de canule binnen de subcutane laag wordt herpositioneerd om de oogstefficiëntie te maximaliseren.
   OPMERKING: Houd de spuit op kamertemperatuur (20-25 °C) om de levensvatbaarheid van de cel te behouden.
10. Oogst ongeveer 20-40 mL lipoaspirate, aangepast aan de defectgrootte.
11. Na aspiratie verwijder je de canule en sluit je de huidincisie met een enkele 3-0 of 4-0 nylon hechting, of gebruik je steriele lijmstroken voor kleinere steekincisieën. Breng een steriel verband aan op de donorplaats.
12. De geaspireerde lipoaspirate bevindt zich aanvankelijk in de Luer-lock spuit die wordt gebruikt voor het oogsten. Verwijder voorzichtig de oogstcanule en breng de lipoaspirate over in een nieuwe steriele Luer-lock spuit van 10-20 mL voor verdere verwerking.
13. Vermijd blootstelling aan lucht, hoge temperaturen of overmatige mechanische kracht. Houd de aspiratie op kamertemperatuur (20-25 °C) tot verwerking (bijv. zuivering, centrifugatie of injectie).
    OPMERKING: Het gebruik van een verse steriele spuit voorkomt besmetting en maakt gestandaardiseerde verwerking mogelijk. Voorzichtige behandeling behoudt de levensvatbaarheid van adipocyten en stromale vasculaire fracties

4. Mechanische verwerking van SVF-verrijkte microvet

1. Laat de geoogste lipoaspirate rechtop staan in steriele 10-20 mL Luer-lock spuiten gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur (20-25 °C) om zwaartekrachtgebaseerde scheiding mogelijk te maken.
2. Na het staan worden drie duidelijke lagen zichtbaar (bovenste olielaag [vrije lipidfractie], middelste vetlaag, onderste waterige/bloedlaag).
3. Met een steriele techniek houd je de spuit verticaal met de nozzle omhoog gericht en schuif je de zuiger voorzichtig naar voren om de bovenste olielaag te verjagen totdat alleen de vetfractie overblijft. Draai de spuit om en verwijder voorzichtig de onderste water/bloedlaag door langzaam de zuiger te verplaatsen of te aspirateren met een steriele spuit. Behoud alleen de middelste vetfractie voor verdere verwerking.
   OPMERKING: Het verwijderen van vrije olie en waterige componenten vermindert ontstekingsbijproducten en verbetert de consistentie van de transplantatie en de levensvatbaarheid van de cel.
4. Breng de vastgehouden vetfractie over in een steriele schaal van roestvrij staal of glas. Met een steriele chirurgische schaar snijd je het vetweefsel voorzichtig in fragmenten van ongeveer 1-2 mm groot, waarbij overmatige compressie of schuifkrachten worden vermeden.
5. Laad het gemalen vetweefsel in een 10 mL Luer-lock spuit. Verbind deze spuit met een tweede 10 mL Luer-lock spuit met een steriele vrouw-naar-vrouw Luer-lock connector.
6. Emulgeer het vetweefsel mechanisch door het heen en weer te verplaatsen tussen de twee spuiten gedurende 20-30 keer in een constant, matig tempo. Ga door totdat een uniforme, injecteerbare microvetconsistentie is bereikt.
   OPMERKING: Het verwerkte vet moet er homogeen emulgeerd uitzien met minimale zichtbare oliescheiding.
7. Koppel de Luer-lock connector los en breng het geëmulgeerde microvet van de spuit over in een steriele centrifugebuis die compatibel is met de centrifugerotor. Zorg ervoor dat buizen in balans zijn met het volume vóór centrifugering.
8. Centrifugeer het geëmulgeerde vet op ongeveer 400 × g gedurende 3 minuten bij kamertemperatuur.
9. Na centrifugatie zijn drie lagen zichtbaar: Bovenste olielaag, Midden-SVF-verrijkte microvetfractie, Onderste waterige/bloedlaag (Figuur 1).
10. Met een steriele spuit aspireert u zorgvuldig alleen de middelste, met SVF verrijkte microvetlaag, zodat besmetting door de aangrenzende lagen wordt voorkomen.
11. Laat de verzamelde fractie door een steriel roestvrijstalen gaasfilter van 500-1.000 μm halen om vezelig afval en grote deeltjes te verwijderen. Deze stap vergemakkelijkt een soepele injectie en minimaliseert verstopping van de canule tijdens de toediening van de transplantatie.
12. Laad het gefilterde, SVF-verrijkte microvet in 1-5 mL steriele spuiten voor onmiddellijke injectie.

5. Injectie in de defectplaats

1. Voer de laatste wonddebridement uit, gevolgd door grondige spoeling met steriele zoutoplossing totdat al het necrotisch weefsel is verwijderd.
2. Bevestig wondgereedheid door de aanwezigheid van gezond granulatieweefsel en/of punctate bloedingen, wat wijst op voldoende perfusie en levensvatbaarheid van het weefsel.
3. Met steriele techniek breng je een stompe canule (1,2-2,0 mm diameter) via de wondrand of aangrenzende intacte huid in het defect, waarbij directe toegang via de centrale wondbasis waar mogelijk wordt vermeden.
   1. Diepte en weefselvlak: Schuif de canule direct aan het oppervlak van het wondbed in het subcutane weefselvlak; Intramusculaire plaatsing wordt vermeden tenzij specifiek aangegeven door de defectdiepte.
   2. Inbrengingshoek: Plaats de canule onder een lage schuine hoek (ongeveer 10-30°) ten opzichte van het wondoppervlak om gecontroleerde, gelaagde depositie te vergemakkelijken.
   3. Kanulepositionering: Houd de canuletip in goed vasculariste weefselvlakken om de overleving van de transplantatie te optimaliseren en extrusie te minimaliseren.
4. Injecteer het SVF-verrijkte microvet met een meerlaagse, retrograde fanning-techniek, waarbij kleine aliquots worden afgezet tijdens langzame canule-onttrekking.
5. Verdeel het transplantaat gelijkmatig over de wondbasis, randen en omliggende subcutane weefsels om een uniforme vulling te bereiken en het contact met vasculariseerd ontvangerweefsel te maximaliseren.
6. Pas het injectievolume aan op basis van de grootte en diepte van de holte, meestal variërend van 5-12 mL.
7. De injectie wordt stopgezet zodra het defect voldoende is opgevuld en de weefselcontouren zijn hersteld, zodat er geen overcorrectie of overmatige weefselspanning voorkomt.
   OPMERKING: Vermijd overvulling om het risico op vetnecrose, verminderde perfusie of transplantaatextrusie te verminderen.
8. Bedek de wond met vaseline (petrolatum) gaas, die in niet-compressief contact met het wondoppervlak wordt geplaatst.
9. Breng een secundaire verband aan om de locatie te beschermen, terwijl passieve drainage mogelijk is en de schuifkrachten op het geïnjecteerde microvet worden geminimaliseerd.

6. Postoperatieve zorg en vervolg

1. Dien profylactische antibiotica toe volgens het institutionele protocol, rekening houdend met wondgrootte, besmettingsstatus en patiëntspecifieke risicofactoren.
2. Geef patiënten instructies om druk, afschuiving of wrijving op zowel donor- als graftplaatsen te vermijden gedurende 1-2 weken postoperatief om transplantatieverplaatsing te minimaliseren en de integratie te optimaliseren.
3. Controleer het wondverband bij elk controlebezoek en vervang het vaseline (petrolatum) gaas indien nodig. Verwijder het hechtende gaas niet met geweld; Laat spontane loslating tijdens epithelialisatie toe om verstoring van het regenererende weefsel te voorkomen.
4. Plan vervolgafspraken 1, 2, 4 en 12 weken na de ingreep.
5. Vermaak bij elk bezoek gestandaardiseerde digitale foto's met een vaste camera op de wondafstand, consistente lichtomstandigheden en een schaalreferentie (bijv. steriele liniaal) die in hetzelfde vlak als de wond wordt geplaatst. Dit zorgt voor consistentie voor longitudinale beoordeling.
6. Meet wondoppervlak met ImageJ-software (National Institutes of Health (NIH), VS) via planimetrische analyse.
   1. Importeer gestandaardiseerde wondfoto's in ImageJ
   2. Kalibreer de beeldschaal met behulp van de referentieliniaal
   3. Traceer handmatig de wondmarge met behulp van het polygonselectiegereedschap.
   4. Bereken het wondoppervlak automatisch met behulp van de meetfunctie van de software.
7. Voor uitkomstbeoordeling definieer volledige epithelialisatie als volledige dekking van het wondoppervlak zonder exsudaat, verbandvereiste of noodzaak voor secundaire interventie.
8. Noteer alle postoperatieve complicaties, waaronder infectie, vetnecrose, hematoom, seroma of vertraagde wondgenezing.
   VOORZICHTIG: Voer al het biologische afval af in overeenstemming met de institutionele bioveiligheidsvoorschriften.

Results

In totaal werden acht patiënten met holte-type traumatische zachte weefselafwijkingen behandeld volgens het beschreven protocol.

Cohortkenmerken

De cohort bestond uit vijf mannen en drie vrouwen, met een gemiddelde leeftijd van 51,5 ± 11,7 jaar (bereik 38-74 jaar). Defecten bevonden zich op de onderarm (n = 5), bovenst...

Discussion

Deze studie beschrijft een klinisch toepasbaar en reproduceerbaar protocol voor de mechanische verwerking en transplantatie van SVF-verrijkte microvet bij het behandelen van traumatische holte-type zachte weefseldefecten. Het protocol is bedoeld voor de implementatie van het punt van zorg in een standaard operatiekameromgeving en geeft prioriteit aan procedurele eenvoud, veiligheid en haalbaarheid boven biologische karakterisering. In deze kleine klinische serie vertoonden alle behandeld...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,9% normale zoutoplossing	Baxter Healthcare (of equivalent)	Verschillend	Gebruikt als basisoplossing voor tumescerende oplossing
Injectiecanule met stompe punt (22G × 50 mm)	CONPUVON (), China	DZ 22×50-C5	Gebruikt voor meerlaagse injectie van SVF-verrijkt microvet
Centrifuge	Longtime Biotechnology (), China	LTA-1600	Klinische centrifuge die ongeveer 400 × g kan genereren
Digitale camera / Smartphone	Willekeurig	N/A	Gestandaardiseerd wondfotografie tijdens follow-up
Epinefrine	Lokaal ziekenhuisapotheek	Verschillend	Toegevoegd aan zoutoplossing om een eindconcentratie van 1:500.000 te bereiken
ImageJ software (versie 1.53 of later)	National Institutes of Health (USA)	Gratis software	Gebruikt voor planimetrische wondoppervlaktemeting
Liposuctiecanule (2-3 mm)	Standaard medische leverancier	N/A	Gebruikt voor het oogsten van vetweefsel van de donorplaats
Luer-lock connector (vrouwelijk-op-vrouwelijk)	Becton Dickinson (of equivalent)	Verschillend	Gebruikt voor mechanische emulsificatie van spuit-op-spuit
Luer-lock spuit (1, 5, 10, 20 mL)	Hongda Medical Devices (), China	Niet gespecificeerd (institutionele levering)	Gebruikt voor aspiratie, mechanische verwerking en injectie
Steriele dressing / verband	Ziekenhuisapotheek	N/A	Voor postoperatieve wonddekking
Chirurgische schaar (sterieel)	Guangzhou Baitang Medical Devices Co., Ltd.	BT00301 (of soortgelijk representatieve model)	Gebruikt voor mechanische fragmentatie van vetweefsel
Vaseline gaas (10 cm × 10 cm)	Huaxi Medical Dressing Co., Ltd. (), China	Niet gespecificeerd (institutionele levering)	Niet-aanklevend verband gebruikt voor postoperatieve wondverzorging