Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Sleeve gastrectomie bij muizen met wegwerp-ligatuurklemmen

265 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69996

⸱

20 februari 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General Surgery, Guangzhou Red Cross Hospital of Jinan University, 2College of Clinical Medicine, Guizhou Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol dat gebruikmaakt van een wegwerp-ligatuurclip om een muizensleeve-gastrectomiemodel te maken. Dit model toont een lage postoperatieve sterfte, kortere operatieve tijd en therapeutische uitkomsten vergelijkbaar met traditionele hechtingstechnieken.

Samenvatting

Huidige muismodellen van sleeve gastrectomie (SG) zijn sterk afhankelijk van handmatig hechten – een technisch veeleisende procedure met langere operatietijden, hoge perioperatieve sterfte en een steile leercurve. Dit beperkt hun toegankelijkheid voor niet-chirurgische onderzoekers. Om deze bottleneck aan te pakken, hebben we een vereenvoudigd SG-protocol ontwikkeld met wegwerp-ligatuurklemmen, die vaak worden gebruikt bij klinische gastro-intestinale chirurgie. Bij door dieet geïnduceerde obese C57BL/6J muizen verminderde de clip-gebaseerde benadering de gemiddelde operatietijd met >50% (20,9 ± 3,2 versus 43,9 ± 3,0 minuten) en verbeterde de overleving na 12 weken aanzienlijk vergeleken met traditionele hechtingen. De methode behaalde vergelijkbare metabole resultaten, waaronder duurzaam gewichtsverlies, verbeterde glucosetolerantie, verhoogde insulinegevoeligheid en verminderde leversteatose. Opvallend is dat het model geen gespecialiseerde microchirurgische expertise of nietapparaten vereist, die vaak niet beschikbaar zijn voor muistoepassingen. Wij bevelen deze clip-gebaseerde methode aan voor onderzoekers, vooral voor degenen zonder geavanceerde chirurgische opleiding, die prioriteit geven aan procedurele efficiëntie en reproduceerbaarheid in mechanistische studies van bariatrische chirurgie. Voor chirurgen die directe klinische vertaalbaarheid zoeken, blijven hechtingstechnieken de voorkeur, zij het met strengere perioperatieve behandeling.

Inleiding

Bariatrische chirurgie wordt algemeen erkend als de meest effectieve interventie voor extreme obesitas en de bijbehorende complicaties1. Het muissleeve gastrectomie (SG) model is een waardevol hulpmiddel om de pathofysiologische veranderingen en mogelijke mechanismen die samenhangen met bariatrische chirurgie te bestuderen. Dit model is voordelig omdat het het gebruik van genetisch gemodificeerde muizenstammen mogelijk maakt, zoals die met gen-knockouts of overexpressie. Muizenmodellen die gemakkelijk te repliceren zijn, strikte controle van experimentele omstandigheden mogelijk maken en experimentele manipulatie vergemakkelijken, zijn essentieel voor klinische translatie2.

Het conventionele muisachtige SG-model maakt gebruik van hechtingstechnieken om een buisvormige maagzak te maken. Deze methode omvat meerdere precieze chirurgische stappen en vereist doorgaans aanzienlijke technische vaardigheid. Vertegenwoordigende technieken zijn onder andere SG-enkellaag-3,4 en SG-Lembert 5,6, met een gemiddelde operatietijd van ongeveer 30 tot 45 minuten7. Daardoor vereist het uitvoeren van SG in een cohort van tien muizen doorgaans 5-7,5 uur operatietijd. In studies met meerdere experimentele cohorten kunnen cumulatieve chirurgische sessies zich uitstrekken over 2-3 opeenvolgende dagen. Langdurige procedurele tijdlijnen kunnen logistieke beperkingen en variabiliteit in perioperatieve omstandigheden veroorzaken, wat de experimentele consistentie en postoperatieve monitoring beïnvloedt. Onderzoekers hebben alternatieve benaderingen onderzocht om toegankelijkere muis-SG-modellen te ontwikkelen. Nietmachine-ondersteunde (SG-nietmachine)7,8 en clip-gebaseerde (SG-clip)9,10,11 benaderingen vertegenwoordigen opmerkelijke verfijningen. Deze methoden stroomlijnen specifieke aspecten van de vorming van maagzakjes en verminderen de technische eisen die gepaard gaan met handmatig hechten, waardoor bredere adoptie in onderzoeksomgevingen met uiteenlopende chirurgische ervaring mogelijk wordt. De SG-nietmachinetechniek kent praktische beperkingen in muisachtige toepassingen vanwege de beperkte beschikbaarheid van nietapparaten van passende grootte, wat leidt tot vaker gebruik in rattenmodellen. Wat betreft de SG-clipbenadering gebruikten eerdere studies vaak één tot twee titanium clips, aangevuld met adjunctieve hechtingen 9,10,11. Het gladde binnenoppervlak van standaard titanium clips zorgt voor suboptimale weefselappositie, wat aanvullende fixatie vereist om procedurele betrouwbaarheid en gastrische integriteit te waarborgen.

Gebaseerd op de kenmerken van de SG-nietmachine- en SG-clipmodellen presenteert dit protocol een muis-SG-model ontwikkeld met wegwerp-ligatieklemmen. Deze clips worden vaak gebruikt bij cholecystectomie, appendectomie en andere gastro-intestinale operaties. Bij deze ingrepen klemmen ze weefsels zoals de resterende cystische buis, appendiceuswortel en bloedvaten stevig af, waardoor extra versterking van hechtingen overbodig wordt. Er zijn maten beschikbaar die geschikt zijn voor de lengte van de maag van een muis. Dit nieuwe SG-clipmodel is eenvoudig, betrouwbaar en toont een therapeutische effectiviteit vergelijkbaar met die van het traditionele hechtingsmodel.

Opmerkelijk is dat hechtingsgebaseerde SG de voorkeur heeft wanneer het onderzoek gericht is op het repliceren van klinische chirurgische techniek, het onderzoeken van hecht-specifieke biomechanische of biologische effecten, of maximale anatomische precisie vereist. Voor onderzoekers met geavanceerde microchirurgische vaardigheden weerspiegelen handnaaimethoden menselijke procedures en zijn ze daardoor geschikter voor translationele nauwkeurigheid. Daarentegen biedt het ligatieclipmodel een gestroomlijnd, efficiënt en toegankelijk alternatief dat experimentele nauwkeurigheid behoudt en tegelijkertijd de toepasbaarheid van muis-SG verbreedt over diverse onderzoeksomgevingen – vooral wanneer chirurgische expertise beperkt is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol voldoet aan de Internationale Richtlijnen voor Dierenwelzijn en is goedgekeurd door de Jinan Universiteit Experimentele Dierenwelzijns- en Ethiekcommissie (Goedkeuringsnummer: 20240227-0073).

OPMERKING: Dertig mannelijke C57BL/6J wildtypemuizen (acht weken oud), met een gewicht van 22-25 g, werden gehuisvest in een specifiek pathogegeenvrij (SPF) milieu met een kamertemperatuur van 20-26 °C en 12/12 uur afwisselend dag en nacht. Na 4 weken gewend te zijn aan een vetrijk dieet, werden de muizen willekeurig toegewezen aan SC (SG met clip), SS (SG met hechting) en SH (sham) groepen met 10 muizen per groep.

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. Verander 2 dagen op een vloeibaar dieet en vasten niet voor de operatie.
    OPMERKING: De preoperatieve overgang naar een vloeibaar dieet kan het legen van vast voedsel uit de maag van muizen vergemakkelijken, waardoor intraoperatieve besmetting wordt verminderd. Daarnaast bevordert het een betere aanpassing aan postoperatieve vloeibare voeding, waardoor voldoende energie-inname wordt gegarandeerd.
  2. Bevestig het verwarmingskussen op de operatietafel, uitgerust met een verdovingsmasker, en stel de temperatuur in op ~37 °C.
  3. Maak de tafel schoon met 75% alcohol.
  4. Haal 1 ml uit 100 ml normale zoutoplossing om het penicillinepoeder op te lossen. Vervolgens wordt de volledige opgeloste penicillineoplossing geïnjecteerd in de resterende 99 mL normale zoutoplossing om een penicillineoplossing te maken met een concentratie van 800.000 IU/100 mL.
  5. Verdoof de muizen met 3% isoflurane en 0,5 l/min zuurstof gedurende ongeveer 30 seconden en plaats vervolgens het hoofd in een anesthesiemasker waarbij de isofluranconcentratie op 1,5% blijft.
  6. Steriliseer borst- en buikhuid met Anerdian-oplossing en bedek met een steriele handdoek.

2. Chirurgische ingrepen

  1. Mediane laparotomie: Til de huid ongeveer 2 cm onder het uitsteeksel van het xiphoid op en maak een incisie van 1,5 cm langs de middenlijn. Snijd het spiervrije gebied langs de linea alba net genoeg open om de retractor te passen (ongeveer 1,5 cm).
  2. Maagexternalisatie: Met een nat wattenstaafje duw je de dikke darm en een deel van de dunne darm richting de bekkenholte. Tilt voorzichtig de buik naar de buikincisie op met een stompe pincet en bedek deze met een nieuwe handdoek uit natte gaas. Ontleed voorzichtig het hepatogastrische ligament, het gastrosplenische ligament en de gedeeltelijke vasculaire verbinding van de maagsinus met de alvleesklier en snijd dit door met een elektrostollingsapparaat.
    OPMERKING: Tijdige plaatsing van extra nieuwe gordijnen of bevochtigde wattenbolletjes tijdens de maaguitwendigheid en incisie kan de besmetting door maaginhoud effectief verminderen.
  3. Bepaal de mate van resectie langs de grotere kromming van de maag, waarbij de fundus 3 mm distaal van de slokdarm ligt en het antrum 3 mm proximaal van de pylorus.
  4. Voor de SC-groep:
    1. Plaats de wegwerp-ligatuurclip met een applicator langs de vooraf bepaalde omvang van de resectie; Bepaal zorgvuldig opnieuw de afstand van de klempositie tussen de slokdarm en de pylorus, en klem daarna af.
      OPMERKING: Voor het knippen moet de resectielijn gezamenlijk worden bevestigd door zowel de assistent als de operator om precieze resectiemarges te waarborgen.
    2. Plaats vooraf een bevochtigde wattenbolletjie rond de maag om besmetting van de buikholte met morsende maaginhoud te voorkomen; Snijd vervolgens snel ongeveer 80% van het maagweefsel aan de grote krommingszijde van de ligatuurclip weg.
    3. Steriliseer de incisie drie keer met Anerdiaanse uitstrijkjes en veeg één keer af met een zoutoplossingsuitstrijkje (Figuur 1).
  5. Voor de SS-groep:
    1. Klem het maaglichaam langs de vooraf bepaalde omvang van de resectie.
    2. Plaats vooraf een bevochtigde wattenbolletjie rond de maag om besmetting van de buikholte met morsende maaginhoud te voorkomen; Gebruik vervolgens een oogschaar om snel ongeveer 80% van het maagweefsel aan de grote krommingszijde weg te snijden.
    3. Open de tang en maak de maaginhoud schoon met zoutoplossingsstaafjes.
    4. Hecht de incisie twee keer met 6-0 absorbeerbare chirurgische hechtingen en een eenlaagse continue techniek. Voer de eerste continue hechting uit door de naald loodrecht op de incisierand te plaatsen, op een afstand van 2-3 mm, door de volledige dikte van de maagwand heen te gaan, en uit te gaan op een gelijk ver ver punt aan de contralaterale zijde. Bevestig de eerste steek met een chirurgische knoop, zet de hechting voort met afwisselende 2 mm beten onder gelijkmatige spanning om weefsel te voorkomen dat het samentrekken of de openingen ervan vormen, en eindig met een vierkante knoop (3-4 worpen).
    5. Voer de tweede continue hechting parallel aan de eerste uit met een offsetpatroon om de dekking te verbeteren en een consistente bijtafstand en spanning te behouden, terwijl overlap of torsie wordt voorkomen.
      OPMERKING: Roodheid van wattenbolletjes of gaas duidt op aanzienlijke bloedingen, vooral bij de maagincisieplaats; Voldoende elektrocoagulatie van de incisie is vereist vóór het hechten om hemostase te bereiken.
    6. Steriliseer de incisie drie keer met Anerdiaanse wattenstaafjes en veeg één keer af met een zoutoplossingsuittje (Figuur 2).
  6. Voor de SH-groep:
    1. Voer alleen de klemmende operatie van de maag uit en laat na 10 minuten los.
    2. Breng de maag terug in de buikholte in de juiste positie en hecht de muscularis propria en huid met 5-0 chirurgische hechtingen, steriliseer en beëindig de procedure.
      OPMERKING: Alle muizen werden binnen een week geopereerd om effectieve monitoring van postoperatief gewicht en voedselinname te vergemakkelijken.

3. Postoperatieve zorg

  1. Plaats de muizen in een inductiedoos met pure zuurstof. Ze kunnen na ongeveer 2 minuten worden ontwekt. Haal de muizen eruit en leg ze op een warmtekussen. Observeer de bewustzijnstoestand en ademhaling nauwkeurig, en breng ze dan terug naar de kooi wanneer ze zich kunnen bewegen.
  2. Geef een enkele subcutane injectie van glucosezoutoplossing (5% glucose en 4,5% natriumchloride) in een dosis van 20 mL/kg.
  3. Geef een subcutane injectie van meloxicam in een dosering van 4 mg/kg (concentratie: 0,4 mg/mL) direct voordat de muizen na de operatie weer bij bewustzijn komen. Herhaal deze injectie elke 24 uur gedurende drie opeenvolgende dagen.
  4. Geef Abbott een voedingsoplossing en een vetrijk dieet voor de eerste drie dagen na de operatie; Vervang de voedingsoplossing op de vierde postoperatieve dag door water drinken.
  5. Geef 3 dagen achter elkaar postoperatief penicilline (30.000 U/kg) intramusculair om infectie te voorkomen.
  6. Observeer muizen dagelijks op algemene aandoeningen en bied indien nodig snelle symptomatische behandeling.

4. Detectie-indicatoren

OPMERKING: Overleving gedurende 4 weken zonder significante postoperatieve complicaties bij muizen wordt als een succesvolle operatie beschouwd.

  1. Noteer het gewicht en de duur van de operatie op het moment van de operatie en monitor wekelijks het gewicht, voedselinname, sterftecijfer en het optreden van ernstige complicaties voor elke groep gedurende 12 weken postoperatief.
  2. Voer metabole en darmtransitbeoordelingen uit, zoals een intraperitoneale glucosetolerantietest (ipGTT), insulinetolerantietest (ITT) en dunne darmtransittest in week 12.
    1. Voor ipGTT: Snelle muizen voor 12 uur. Knip een segment van 1 mm van de staartpunt af en meet de nuchtere bloedglucose (tijd 0). Dien een 20% glucoseoplossing intraperitoneaal toe in een dosis van 2 g/kg lichaamsgewicht. Meet de bloedsuikerspiegels op 15, 30, 60, 90 en 120 minuten na toediening.
    2. Voor ITT: Snelle muizen voor 6 uur. Meet nuchtere bloedsuikerspiegels. Geef insulineoplossing (0,075 U/mL) via intraperitoneale injectie in een dosis van 0,5 U/kg lichaamsgewicht. Meet de bloedsuikerspiegels op 15, 30, 60, 90 en 120 minuten na de injectie.
    3. Voor dunne darmtransit: snelle muizen voor 12 uur. Geef 10% koolstofpoeder-suspensie via orale gavage bij een dosis van 10 mL/kg lichaamsgewicht. Na 30 minuten euthanasen de muizen. Verwijder de intacte dunne darm van de pylorus tot het proximale uiteinde van het cecaum. Meet de darmtransitverhouding als de afstand van de pylorus tot de voorrand van de koolstofsuspensie gedeeld door de totale lengte van de dunne darm.
  3. Offer de muizen op om de anatomische structuur van de sleeve-maag en de morfologie van de dunne darm te observeren.
  4. Kleur de levermonsters met hematoxyline-eosine (HE) kleuring en olierode O-kleuring, en verzamel de bloedmonsters voor de detectie van serum totaal cholesterol (TC), triglyceriden (TG) en vrije vetzuren (FFA).

5. Statistische analyse

  1. Druk alle continue variabelen uit (lichaamsgewicht, voedselinname, dunne darmtransitratio, bloedsuikerspiegels en serologische parameters) als gemiddelde ± standaarddeviatie.
  2. Analyseer longitudinale lichaamsgewicht en voedselinname met behulp van tweerichtings-herhaalde metingen (ANOVA) (factoren: groep en tijd).
  3. Analyseer de transitatieverhoudingen van de dunne darm en serologische parameters met behulp van eenrichtings-ANOVA.
  4. Voor intraperitoneale glucosetolerantietest (ipGTT) en insulinetolerantietest (ITT) gegevens bereken je het oppervlak onder de curve (AUC) voor elke proefpersoon en vergelijk je groeps-AUC-waarden met eenrichtings-ANOVA.
  5. Voer post-hoc paarwijze vergelijkingen uit met Bonferroni-correctie na significante ANOVA-resultaten.
  6. Definieer statistische significantie als p < 0,05. Voer alle statistische analyses uit met GraphPad Prism 9 (GraphPad Software, San Diego, CA, VS).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het criterium voor chirurgisch succes werd gedefinieerd als muizen die langer dan 4 weken na de operatie overleven zonder ernstige complicaties te ondervinden. Sterfgevallen die na de vierde postoperatieve week plaatsvonden, worden toegeschreven aan complicaties. Tijdens 12 opeenvolgende weken postoperatieve observatie werd één sterfgeval geregistreerd in de SC-groep op de 24e postoperatieve dag door wond- en buikinfectie veroorzaakt door hechtingen, terwijl de overige negen muizen het t...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Er werd een muis-SG-model ontwikkeld met wegwerp-ligatuurklemmen, wat resulteerde in een eenvoudige, efficiënte en reproduceerbare chirurgische procedure. De op clips gebaseerde techniek toonde consequent een therapeutische effectiviteit vergelijkbaar met die van het conventionele hechtingsgebaseerde SG-model, terwijl de operatietijd aanzienlijk werd verminderd en de overlevingskansen na de operatie verbeterden.

De operatieve techniek voor het SG-hechtingsmode...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hoeven geen belangenconflicten aan te geven.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Natural Science Foundation van de provincie Guangdong (2021A1515011261), de Guangzhou Foundation voor Basis- en Toegepast Basisonderzoek (2024A03J0659) en het Guangzhou Health Science and Technology Project (20251A011020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anerdian-oplossingProsperichHC-3566Steriliseer borst- en buikhuid
75% alcoholMacklinE885996-500mlReinig de operatietafel
Dier-anesthesieapparaatYuyanBioYuyan-ABSMuisanesthesieapparatuur
ApplikatorHangzhouKangjiΦ10 mm × 330 mmWeggeefapplikator voor ligatuurclips
WeggeefligatuurclipHangzhouKangjiKJ-JZJ02XLMaak een maagsleef
Elektrochirurgisch potloodYuyanBioGemini (batterijgevoed)Elektrocoagulatie hemostase tijdens de operatie.
EnsureAbbott LaboratoriesH20181147Vloeibare dieet
Glucometer en teststripsACCU-CHEKGuide MeBloedglucosemonitoring
GraphPad-softwareSan Diego, CA, USAGraphPad Prism 9Gegevensstatistieken en -analyse
VerwarmingskussenRTtechRT-jr01Behoud een warme lichaamstemperatuur voor de muis tijdens de operatie
HoogvetdieetResearch Diets, IncD1249260 kcal% vet
IsofluraanRWDR510-22Anesthesiemiddelen
MeloxicamAladdinM129228-25gPostoperatieve pijnstillers
Microchirurgische instrumentenBeyotimeFS500Voer dierchirurgie uit
Muis retractorCHIU POKCP-ckqBuikgezwelretractie bij muizen
Chirurgische hechtingenJinhuan MedicalCR537/KCR631Chirurgische hechtingen

Referenties

  1. Ghiassi, S., Morton, J. M. Safety and efficacy of bariatric and metabolic surgery. Curr Obes Rep. 9 (2), 159-164 (2020).
  2. Lutz, T. A., Bueter, M. The use of rat and mouse models in bariatric surgery experiments. Front Nutr. 3, 25(2016).
  3. Kucharczyk, J., Nestoridi, E., Kvas, S., Andrews, R., Stylopoulos, N. Probing the mechanisms of the metabolic effects of weight loss surgery in humans using a novel mouse model system. J Surg Res. 179 (1), e91-e98 (2013).
  4. Yin, D. P., et al. Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice. Ann Surg. 254 (1), 73-82 (2011).
  5. Bachmann, R., Meile, T., Lange, J., Widmayer, P., Königsrainer, A., Küper, M. A. Surgical technique of a vertical sleeve gastrectomy in mice. J Investig. Surg. 26 (5), 261-265 (2013).
  6. Hao, Z., Townsend, R. L., Mumphrey, M. B., Morrison, C. D., Münzberg, H., Berthoud, H. -R. RYGB produces more sustained body weight loss and improvement of glycemic control compared with VSG in the diet-induced obese mouse model. Obes Surg. 27 (9), 2424-2433 (2017).
  7. Bruinsma, B. G., Uygun, K., Yarmush, M. L., Saeidi, N. Surgical models of Roux-en-Y gastric bypass surgery and sleeve gastrectomy in rats and mice. Nat Protoc. 10 (3), 495-507 (2015).
  8. Chambers, A. P., et al. The effects of vertical sleeve gastrectomy in rodents are ghrelin independent. Gastroenterology. 144 (1), 50-52.e5 (2013).
  9. Schlager, A., et al. A mouse model for sleeve gastrectomy: applications for diabetes research. Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).
  10. Jahansouz, C., Staley, C., Bernlohr, D. A., Sadowsky, M. J., Khoruts, A., Ikramuddin, S. Sleeve gastrectomy drives persistent shifts in the gut microbiome. Surg Obes Relat. Dis. 13 (6), 916-924 (2017).
  11. Wei, J. -H., Yeh, C. -H., Lee, W. -J., Lin, S. -J., Huang, P. -H. Sleeve gastrectomy in mice using surgical clips. J Vis Exp. (165), e60719(2020).
  12. Stevenson, M., Lee, J., Lau, R. G., Brathwaite, C. E. M., Ragolia, L. Surgical mouse models of vertical sleeve gastrectomy and Roux-en Y gastric bypass: a review. Obes Surg. 29 (12), 4084-4094 (2019).
  13. Frohman, H. A., Rychahou, P. G., Li, J., Gan, T., Evers, B. M. Development of murine bariatric surgery models: lessons learned. J Surg Res. 229, 302-310 (2018).
  14. Kawano, Y., Ohta, M., Hirashita, T., Masuda, T., Inomata, M., Kitano, S. Effects of sleeve gastrectomy on lipid metabolism in an obese diabetic rat model. Obes Surg. 23 (12), 1947-1956 (2013).
  15. Yousaf, M. S., et al. Short-Term Outcomes of Laparoscopic Sleeve Gastrectomy for Weight Loss and Gastroesophageal Reflux Disease. Cureus. 17 (1), e76943(2025).
  16. Aktekin, A., Kazan, K., Gunes, P., Yekrek, M., Muftuoglu, T., Saglam, A. Hematological, biochemical, and immunological laboratory and histomorphological effects of sleeve gastrectomy on female rats. Indian J Surg. 77 (S2), 557-562 (2015).
  17. Himel, A. R., et al. Feature article: splenectomy fails to attenuate immuno-hematologic changes after rodent vertical sleeve gastrectomy. Exp Biol Med. (Maywood). 244 (13), 1125-1135 (2019).
  18. Blok, N. B., et al. Towards a better mouse model of vertical sleeve gastrectomy. Surg Obes Relat. Dis. 21 (11), 1198-1209 (2025).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Muismodelbariatrische chirurgieobesitasonderzoekglucosetolerantieinsulinegevoeligheidhepatische steatosechirurgische techniekprocedurele effici ntie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.