Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een thermisch letselmodel door monopolaire radiofrequentie op de ischiaszenuw bij muizen

202 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69998

⸱

3 april 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2National Medical Center for Neurological Diseases, 3National Clinical Research Center for Geriatric Diseases

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie paste radiofrequentiesystemen toe op de ischiaszenuwen van muizen en stelde een radiofrequentieablatiemodel van thermische zenuwbeschadiging vast. Deze aanpak lost problemen op van controleerbaarheid in modellen van perifere zenuwen van thermische beschadigingen van muizen en biedt een praktische modelleringsmethode voor onderzoek naar zenuwletselherstel en neuropathische pijn.

Samenvatting

Perifere zenuwbeschadiging leidt vaak tot neuropathische pijn en activeert zenuwherstelprocessen. Hoewel controleerbare fysieke letselmodellen nu goed gevestigd zijn, blijven bestaande thermische letselmodellen verkennend en vertonen ze slechte controleerbaarheid. In de klinische praktijk worden radiofrequentieablatie (RFA)-systemen vaak gebruikt om thermisch letsel aan weefsels en zenuwen op te wekken. RFA is een therapeutische methode waarvan is aangetoond dat het effectief de pijnoverdracht blokkeert door thermische schade aan zenuwen te veroorzaken. De mate van ablatie kan worden aangepast door specifieke parameters aan te passen, evenals de mate van gevoelloosheid en motorische disfunctie in het aangedane zenuwverdelingsgebied. Deze studie gebruikte een monopolair radiofrequentiesysteem om een stabiel, beheersbaar zenuwletselmodel te creëren in de ischiaszenuw van muizen door 75°C toe te passen voor 30 seconden. Een significante toename van de mechanische onttrekkingsdrempel (MWT) werd waargenomen van dag 7–14 na de operatie, met herstel op dag 28. Dit onderzoek pakt de huidige kloof in RFA-zenuwletselmodellen aan, repliceert de klinisch waargenomen zenuwschade na RFA-procedures en biedt een methodologisch kader voor latere studies naar door RFA veroorzaakte zenuwletsel.

Inleiding

Neuropathische pijn vormt voortdurende uitdagingen in het klinisch beheer, aangezien de pijnmechanismen blijven worden onderzocht. Om de moleculaire en cellulaire mechanismen van neuropathische pijn te bestuderen, zijn spinale zenuwligatie (SNL)1, chronisch constrictieletsel (CCI)2, partiële ischiaszenuwligatie (pSNL)3, ischiaszenuwdoorsnijding (SNT)4, en gespaarde zenuwbeschadiging (SNI)5 met succes gebruikt bij knaagdieren om perifere fysieke zenuwbeschadiging te simuleren. Om de controleerbaarheid en stabiliteit van het model te vergroten, stelden eerdere studies verbeteringen voor, zoals drukmeters en selectieve schade, die zijn geïmplementeerd.

Hoewel radiofrequentietechnologie gunstige klinische resultaten heeft opgeleverd, wordt het ook geassocieerd met verschillende bijwerkingen. Zo kan radiofrequentieablatie (RFA), die wordt gebruikt voor hemostase tijdens operatie6, thermische schade veroorzaken aan omliggende weefsels en een risico vormen op thermische schade aan perifere zenuwen door de hoge temperatuur van de punt7 van het instrument. Daarnaast verminderen RFA voor de behandeling van trigeminusneuralgie8, postherpetische neuralgie9 en andere neuropathische pijnaandoeningen de primaire pijn na de operatie, maar gaan gepaard met langdurige postoperatieve gevoelloosheid in het geïnnerveerde gebied, oppervlakkige hyperalgesie en andere ongemakken10,11. Daardoor heeft onderzoek naar thermische schade aan perifere zenuwen geleidelijk de aandacht gekregen. Bestaande diermodellen missen echter het vermogen om de temperatuur, duur en locatie van thermisch letsel nauwkeurig te regelen, waardoor de ernst van het letsel wordt beperkt.

Eerdere studies gebruikten warmtegeleidende staven die verbonden waren met een constant-temperatuur waterbad12 of een warmwaterpomp om heet water in een rubberen buis te injecteren die direct contact had met zenuw13, met als doel de thermische effecten van RFA op zenuwletsel te simuleren. Eerdere thermische schademodellen veroorzaakten echter alleen thermische schade, waardoor de invloed van radiofrequentiestroom en zijn parameters op zenuwen werd geëlimineerd. Of de schade door RFA uitsluitend door thermische effecten wordt veroorzaakt, of dat factoren zoals veranderingen in radiofrequentieparameters ook een onderscheidende invloed op zenuwen uitoefenen, moet nog worden onderzocht. Het huidige gebrek aan diermodellen die direct radiofrequentie thermische stollingssystemen gebruiken voor zenuwletsel belemmert de vooruitgang van onderzoek naar zenuwschade geassocieerd met RFA. Deze studie gebruikte direct een monopolair RFA-systeem om zenuwschade geassocieerd met RFA-procedures in klinische omgevingen te simuleren door RFA-schade aan de ischiaszenuwen van muizen op te wekken. Het biedt een methodologische referentie voor fundamenteel onderzoek naar RFA-schade aan perifere zenuwen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierproeven werden goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van het Experimental Animal Center, Xuanwu Ziekenhuis, Capital Medical University, en werden uitgevoerd volgens de NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals14. Volwassen mannelijke C57BL/6 muizen (8–10 weken oud, 20–25 g) werden gegroepeerd (4–5 muizen per kooi) onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden (22 ± 2 °C, 50%–60% luchtvochtigheid, 12 uur licht/donker cyclus met lichten aan om 07:00) met ad libitum toegang tot standaard knaagdiervoer en water. Alle gedragsbeoordelingen werden uitgevoerd tijdens de lichtfase tussen 08:00 en 12:00. Details van de reagentia, software en apparatuur staan vermeld in de Materiaaltabel.

1. Anesthesie en muizenvoorbereiding

  1. Verdoving van muizen via intraperitoneale injectie van een tribromoethanoloplossing van 20 mg/mL in een dosis van 0,2 mL per 10 g lichaamsgewicht.
  2. Bedek beide ogen met een oogzalf met een wattenapplicator.
  3. Plaats de muizen in de linker laterale positie. Verwijder het haar aan de rechterkant van het lichaam (1 cm × 1 cm gebied) met een elektrisch scheermes (Figuur 1).
    OPMERKING: Deze stap vergroot het contactoppervlak tussen de romp en de negatieve plaat van het circuit om de schakelingweerstand te verminderen.
  4. Breng een deel van de muisromp in contact met de metalen negatieve elektrodeplaat in een rechterzijwaartse oriëntatie. Breng meerdere druppels ionische vloeistof (0,9% NaCl of aangepaste Ringer-oplossing; zie Materiaaltabel voor samenstelling) aan op het contactoppervlak tussen de romp en de plaat om de elektrische geleidbaarheid te verbeteren.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het hoofd en het gezicht van de negatieve plaat blijven om onbedoelde blootstelling aan de ogen of andere organen te voorkomen.
  5. Bevestig de linker achterpoot in een naar boven gerichte positie met de knie gebogen met lijmtape op de negatieve elektrodeplaat. Verwijder haar uit het linker dijgebied en desinfecteer de operatieplek drie keer met 75% ethanol.
  6. Controleer de voldoende diepte van de anesthesie voordat je verder gaat door te controleren of er geen terugtrekkingsreactie is op een knijpstimulus die op het achterbeen of de staart wordt toegepast.
    OPMERKING: Vermijd het toedienen van lokale anesthetica (bijv. lidocaïne) of niet-steroïde ontstekingsremmers (bijv. paracetamol) tijdens de perioperatieve periode, aangezien deze middelen invloed kunnen hebben op postoperatieve neurogedragsbeoordelingen.

2. Radiofrequentie-ablatiechirurgie

  1. Gebruik het dijbeen als referentie. Gebruik een microschaar om een 1 cm lange huidincisie in de richting van de lengteas van het dijbeen te knippen, met een laterale translatie van 0,5 cm naar de staartzijde (Figuur 2).
  2. Ontleed stomp de biceps femoris-spier (BFM) langs de huidincisie en zoek met behulp van microtangen naar de hoofdstam van de ischiaszenuw. De ischiaszenuw splitst zich nabij het kniegewricht (Figuur 3).
  3. Gebruik microtangen om de hoofdstam van de ischiaszenuw te dissectieren van het omliggende weefsel ongeveer 2 mm boven de splitsing van de ischiaszenuw, tot een lengte van ongeveer 5 mm. Voorkom letsel aan bloedvaten tijdens het stomp scheiden.
    OPMERKING: In geval van accidenteel vaatletsel gebruik een steriel wattenstaafje om het bloed op te nemen en oefen de juiste druk uit om het bloeden te stoppen. Ga door met de operatie nadat er geen bloed meer is doorgedrongen.
  4. Verbind de RFA-stollingsnaald met het radiofrequentiebehandelingsapparaat. Plaats de naaldtip plat op het spierweefsel om de weerstand te testen. Als de weerstand hoger is dan 1 kΩ, voeg dan ionische vloeistof toe tussen het muizenlichaam en de negatieve plaat met een druppelaar totdat de weerstand onder de 1 kΩ daalt.
  5. Tilt voorzichtig de gescheiden ischiaszenuw op met een glazen minutenwijzer. Plaats de RFA-naald onder de ischiaszenuw, met de blootliggende metalen punt 3 mm van de bifurcatie van de ischiaszenuw (Figuur 4).
  6. Stel de parameters van het radiofrequentietherapeutisch instrument als volgt in: thermische stollingsmodus, 75 °C, 30 s, 2 Hz frequentie en 1 ms pulsbreedte. Activeer RFA-energielevering.
  7. Trek de RFA-naald voorzichtig terug. Herpositioneer de ischiaszenuw met een pincet om het spierweefsel op te tillen. Sluit de spier af met 6-0 opneembare polyglycolzuur (PGA) hechtingen. Sluit de huidincisie met 4-0 absorberbare PGA-hechtingen.
  8. Na de operatie leg je de muizen op een circulerende warmwaterdeken (38 °C) of een thermostatisch geregeld verwarmingskussen (37–38 °C) bedekt met toiletpapier of een handdoek om het haar te laten drogen en directe hitteschade te voorkomen.
  9. Breng de muizen terug in de kooi en wacht op herstel van de narcose. Controleer routinematig de integriteit van de incisie en controleer ze elke dag, en monitor voedselinname, waterinname en algemene lichaamsconditie.

3. Experimentele groep

  1. RFA-groep: Voer het volledige RFA-operatieprotocol uit zoals beschreven in stappen 2.1–2.9.
  2. Schijngroep: Voer identieke procedures uit als de RFA-groep (stappen 2.1–2.5 en 2.7–2.9), maar activeer de RFA-systeemlevering niet in stap 2.6. Houd de RFA-naald 30 seconden in positie onder de ischiaszenuw zonder huidige activatie, en ga daarna door naar stap 2,7.
    OPMERKING: De Sham-groep controleert chirurgisch trauma, anesthesie, zenuwmanipulatie en naaldplaatsing, onafhankelijk van thermisch letsel.

4. Von Frey-beoordeling voor MWT

  1. Plaats de muizen voor elke test willekeurig in het von Frey-testplatform. Laat de acclimatie 15 minuten toestaan totdat het verkennende gedrag stopt.
    OPMERKING: Het platform bestaat uit een metalen gaas met 0,6 cm × gaten van 0,6 cm aan de onderkant en verschillende rode transparante containers voor de muizen, die in verschillende containers worden geplaatst zonder elkaar te storen.
  2. Voer de von Frey-beoordeling uit met de up-down methode15. Breng de von Frey-vezeldraad aan om het midden van de linkerachterpootzool met voldoende kracht te stimuleren om lichte buiging te veroorzaken. Houd het 3 seconden vast of totdat er een onttrekkingsreactie is16.
    OPMERKING: Begin met testen met het filament van 0,4 g. Breng het volgende hogere filament aan na een negatieve respons, of het volgende lagere filament na een positieve respons. Ga door voor vier extra aanvragen na de eerste richtingswijziging. In de praktijk werd het 2 g filament in deze studie als bovengrens vastgesteld omdat de von Frey-vezel bij deze kracht de voorpoot van de grond tilde zonder ontsnappings- of terugtrekkingsreacties te vertonen.
  3. Noteer antwoorden en bereken de 50% MWT met de up-down methode calculator (Up-down methode voor von Frey-experimenten, https://bioapps.shinyapps.io/von_frey_app/).
  4. Voer von Frey-tests uit op de basislijn (preoperatief) en op postoperatieve dagen 7, 14, 21, 28 en 35.

5. DRG-weefselverzameling en immunofluorescentiekleuring

  1. Op postoperatieve dag 7 verzamel je L4–L6 DRG van de RFA- en Sham-groepen.
  2. Fixeer de weefsels in 10% sucrose-paraformaldehyde bij 4 °C gedurende 6–12 uur.
  3. Cryoprotecteer de weefsels in 30% sucrose-PBS bij 4 °C 's nachts.
  4. Leg de weefsels in de optimale snijtemperatuur compound17.
  5. Snijd 13 μm cryosecties af en permeabiliseer de secties met een niet-ionische oppervlakteactieve stof.
  6. Blokkeer met een blokkerend reagens en incubeer een nacht met het polyklonale antilichaam bij 4 °C.
  7. Na het wassen incubeer je met het secundaire antilichaam 2 uur op kamertemperatuur.
  8. Bevestig met antifade medium.

6. Statistische analyse

  1. Presenteer normaal verdeelde continue data als gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde (SEM).
  2. Voer vergelijkingen tussen groepen uit met behulp van de onafhankelijke t-test uit de steekproeven.
  3. Analyseer vergelijkingen binnen de groep over verschillende tijdstippen met behulp van herhaalde metingen van variantie (ANOVA).
  4. Pas Bonferroni-correctie toe voor post-hoc paarwijze vergelijkingen.
  5. Verwerk alle gegevens met behulp van statistische software en stel de statistische significantie in op P < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Succesvolle modelopbouw werd bevestigd door zowel intraoperatieve als postoperatieve indicatoren. Na afloop van RFA (75 °C, 30 s) werd bij het terugtrekken van de RFA-naaldtip en de ischiaszenuw milde adhesie waargenomen. Deze adhesie is het gevolg van gelokaliseerde eiwitdenaturatie en stolling op de contactplaats en suggereert een passende thermische energieafgifte samen met direct zenuwcontact. Het ontbreken van adhesie kan wijzen op een verplaatsing van de naald tijdens de procedure,...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met de snelle ontwikkeling van minimaal invasieve chirurgie is radiofrequentietechnologie steeds wijdverspreider geworden 6,7,18. Naarmate radiofrequentietechnologie is uitgebreid in de klinische praktijk, heeft gerelateerd onderzoek de bredere adoptie ervan mogelijk gemaakt. De effecten van radiofrequentiestroom op weefsel vereisen echter verder onderzoek, vooral nadat radiofrequentietechnologi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen concurrerende belangen.

Dankbetuigingen

Deze studie wordt ondersteund door het Xuanwu Hospital Talent Convergence Program (HZ2025PYDTR009) en Capital's Funds for Health Improvement and Research (2-CFH2024-2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4-0 sutureJinhuan MedicalC412Sluit de huid
6-0 sutureJinhuan MedicalKCR631Sluit de spierlaag
Alexa Fluor 488 secundair antilichaamInvitrogenA-11008Secundair antilichaam
ATF3 konijn polyklonaal antilichaamNovus BiologicalsNBP1-85816Polyklonaal antilichaam
Gebogen fijne pincettenBeyotime BiotechnologyFS031Snijd spier en fascia
DAPI antifade montagemediumBeyotime BiotechnologyP0131Antifade medium
Glazen minuutwijzerYuyan InstrumentsBLFZ10Til de zenuw op
GraphPad PrismGraphpad Software, LLCversie 9.0Gegevensbeelden uitvoer
Micro schaarBeyotime BiotechnologyFS217Snijd huidsnede
Gemodificeerde Ringer’s oplossingZelf bereidN/ANatriumlactaat 3,10 g/L; NaCl 6,00 g/L; KCl 0,30 g/L; CaCl2·2H2O 0,20 g/L
NadelhouderYuyan InstrumentsY32010Bewaar naalden
QuickBlock blokkeringsoplossingBeyotime BiotechnologyP0260Blokkeerreagens voor immunofluorescentie
Radiofrequent therapeutisch apparaatCosman MedicalRFG-1ARadiofrequentiesysteem
radiofrequent thermo-coagulatie elektrode trocarCosman MedicalTCD-10Geïsoleerde RF-naald
Natriumlactaat Ringer's-injectieSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd86902180001566ionische vloeistof om de weerstand te verminderen
SPSS StatisticsIBM Corpversie 27.0Statistische analysesoftware
Rechte fijne pincettenBeyotime BiotechnologyFS027Snijd spier en fascia
Von Frey vezeldraadDanmic GlobalAesthesio Semmes-WeinsteinGedragstest
```

Referenties

  1. Schäfers, M., Cain, D. Single-Fiber Recording: in vivo and in vitro preparations. Methods in molecular medicine. Luo, Z. D. , Humana Press. Totowa, NJ. 155-166 (2004).
  2. Vissers, K., Adriaensen, H., De Coster, R., De Deyne, C., Meert, T. F. A chronic-constriction injury of the sciatic nerve reduces bilaterally the responsiveness to formalin in rats: A behavioral and hormonal evaluation. Anesth Analg. 97 (3), 520-525 (2003).
  3. Malmberg, A. B., Basbaum, A. I. Partial sciatic nerve injury in the mouse as a model of neuropathic pain: Behavioral and neuroanatomical correlates. Pain. 76 (1-2), 215-222 (1998).
  4. Moore, K. A., et al. Partial peripheral nerve injury promotes a selective loss of GABAergic inhibition in the superficial dorsal horn of the spinal cord. J Neurosci. 22 (15), 6724-6731 (2002).
  5. Cichon, J., Sun, L., Yang, G. Spared nerve injury model of neuropathic pain in mice. Bio Protoc. 8 (6), e2777(2018).
  6. Smith, T. L., Smith, J. M. Electrosurgery in otolaryngology–head and neck surgery: Principles, advances, and complications. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 769-780 (2001).
  7. Advincula, A. P., Wang, K. The evolutionary state of electrosurgery: Where are we now. Curr Opin Obstet Gynecol. 20 (4), 353-358 (2008).
  8. Habib, H. E. A. A., Ellakany, M. H., Elnoamany, H., Elnaggar, A. G. Microvascular decompression versus radiofrequency ablation in trigeminal neuralgia of the maxillary and mandibular divisions. Asian J Neurosurg. 19 (2), 221-227 (2024).
  9. Zhang, H., Ni, H., Liu, S., Xie, K. Supraorbital nerve radiofrequency for severe neuralgia caused by herpes zoster ophthalmicus. Pain Res Manag. 2020, 3191782(2020).
  10. Wu, C., Lv, Y., Wang, C., Zhong, C. Efficacy of semilunar ganglion radiofrequency thermal coagulation in moderate and severe trigeminal postherpetic neuralgia and its impact on serum IL-1β and IL-6 levels. Eur J Med Res. 30 (1), 1005(2025).
  11. Gazelka, H. M., et al. Incidence of neuropathic pain after radiofrequency denervation of the third occipital nerve. J Pain Res. 7, 195-198 (2014).
  12. Dong, Y., et al. Neuropathologic damage induced by radiofrequency ablation at different temperatures. Clinics. 77, 100005(2022).
  13. Konno, S., et al. Acute thermal nerve root injury. Eur Spine J. 3 (5), 299-302 (1994).
  14. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, Natl. Acad. Press. Washington, DC. (2011).
  15. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  16. Christensen, S. L., et al. Von Frey testing revisited: Provision of an online algorithm for improved accuracy of 50% thresholds. Eur J Pain. 24 (4), 783-790 (2020).
  17. He, L., et al. A procedure for mouse dorsal root ganglion cryosectioning. J Vis Exp. (195), e65232(2023).
  18. Odell, R. C. Electrosurgery: Principles and safety issues. Clin Obstet Gynecol. 38 (4), 610-621 (1995).
  19. Zinder, D. J. Common myths about electrosurgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 123 (4), 450-455 (2000).
  20. Al-Zain, F., Lemcke, J., Killeen, T., Meier, U., Eisenschenk, A. Minimally invasive spinal surgery using nucleoplasty: A 1-year follow-up study. Acta Neurochir (Wien). 150 (12), 1257-1262 (2008).
  21. Yu, X., et al. Changes of functional, morphological, and inflammatory reactions in spontaneous peripheral nerve reinnervation after thermal injury. Oxid Med Cell Longev. 2022, 9927602(2022).
  22. Boerboom, A., Dion, V., Chariot, A., Franzen, R. Molecular mechanisms involved in Schwann cell plasticity. Front Mol Neurosci. 10, 220(2017).
  23. Zhu, J., Luo, G., He, Q., Yao, M. Evaluation of the efficacy of unipolar and bipolar spinal dorsal root ganglion radiofrequency thermocoagulation in the treatment of postherpetic neuralgia. Korean J Pain. 35 (1), 114-123 (2022).
  24. Chang, M. C., Cho, Y. W., Ahn, S. H. Comparison between bipolar pulsed radiofrequency and monopolar pulsed radiofrequency in chronic lumbosacral radicular pain: A randomized controlled trial. Medicine. 96 (14), e6236(2017).
  25. Elemam, E. M., Abdel Dayem, O. T., Mousa, S. A., Mohammed, H. M. Ultrasound-guided monopolar versus bipolar radiofrequency ablation for genicular nerves in chronic knee osteoarthritis pain: A randomized controlled study. Ann Med Surg (Lond). 77, 103680(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ischiaszenuwbeschadigingperifere zenuwbeschadigingradiofrequentieablatieneuropathische pijnzenuwherstelpijntransmissiezenuwbeschadigingmechanische terugtrekkingsdrempel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.