Methodenartikel

Isolatie en kweek van witte en bruine preadipocyten uit muisembryo's

246 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70101

⸱

17 april 2026

 ,  ,  , 
1Laboratory Lille Neuroendocrinology, Lille Neuroscience & Cognition, University of Lille, Inserm, CHU Lille

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

We presenteren een nieuwe, robuuste en reproduceerbare aanpak voor het isoleren en kweken van witte en bruine preadipocyten uit muisembryo's, waarmee we een krachtige in vitro-strategie vaststellen voor het ontleden van de cellulaire en moleculaire mechanismen die de binding en differentiatie van adipocytenlijn regelen, en een kader bieden voor het onderzoeken van de impact van de ontwikkeling van vetweefsel.

Samenvatting

Vetweefsel speelt een centrale rol in de metabole homeostase en zijn eigenschappen worden gevormd tijdens de embryonale ontwikkeling door differentiatie van adipocyten. Embryonale preadipocyten vormen daarom een relevant model om vroege gebeurtenissen in de vorming van vetweefsel en de specificatie van de afstammingslijn te bestuderen. Dit artikel beschrijft een reproduceerbaar protocol voor de isolatie en in vitrodifferentiatie van witte en bruine preadipocyten die zijn geïsoleerd uit muisembryo's op embryonale dag 15.5 (E15.5), een ontwikkelingsfase waarin vetdepots beginnen te vormen. De methode biedt gedetailleerde richtlijnen voor weefselmicrodissectie, enzymatische vertering, primaire kweek en lijnspecifieke differentiatiecondities die cellevensvatbaarheid en adipogene rijping ondersteunen. Representatieve resultaten omvatten de ophoping van lipidendruppels en de expressie van de marker die met afstamming geassocieerd zijn, wat succesvolle differentiatie onder gedefinieerde kweekomstandigheden bevestigt. Met deze aanpak kunnen embryonale preadipocyten worden gericht op witte of bruine adipocyten, waardoor vergelijkende analyses van ontwikkelingstiming, lijnkenmerken en genexpressieprofielen mogelijk zijn. Dit protocol biedt een praktisch en ontwikkelingsrelevant hulpmiddel voor het onderzoeken van de vorming van vetweefsel en perinatale programmeringsmechanismen in een gecontroleerde experimentele omgeving.

Inleiding

Vetweefsel speelt een centrale rol bij het handhaven van de homeostase van het hele lichaam door energieopslag, endocriene signalering en adaptieve thermogenese te reguleren, terwijl het intensief interageert met zowel lokale als verre organen 1,2,3. Twee hoofdtypen vetweefsel kunnen worden onderscheiden: het witte vetweefsel (WAT) en het bruine vetweefsel (BAT), die sterk verschillen in cellulaire lijn, fysiologische functie, anatomische verdeling en metabole activiteit4.

WAT vormt het primaire energiereservoir van het organisme. Witte adipocyten zijn sterk gespecialiseerd in lipidenopslag en worden gekenmerkt door de aanwezigheid van één grote lipidedruppel (LD) die het grootste deel van de cytoplasmatische ruimteinneemt. Daarentegen is BAT gespecialiseerd in niet-rillende thermogenese. Bruine adipocyten bevatten meerdere kleine LD's en vertonen een hoge mitochondriale dichtheid 3,6. De thermogene capaciteit van BAT is afhankelijk van Uncoupling Protein 1 (UCP1), een binnenste mitochondriale membraaneiwit dat protonlekkage over het membraan7 mogelijk maakt. Door oxidatieve fosforylering los te koppelen van ATP-synthese, dissipeert UCP1 de protongradiënt als warmte, waardoor het bijdraagt aan het behoud van lichaamstemperatuur8. Gezien hun diverse rollen hebben WAT en BAT aanzienlijke belangstelling getrokken, niet alleen als belangrijke regulatoren en potentiële therapeutische doelwitten bij metabole ziekten, maar ook in ontwikkelings- en evolutionaire biologie, immunologie en veroudering, vanwege hun complexe en verstrekkende systemische interacties 9,10. Steeds meer bewijs wijst er ook op dat de foetale metabole programmering nauw samenhangt met de ontwikkeling van vetweefsel, aangezien verstoringen in de intra-uteriene omgeving het aantal, de verspreiding en de functie van adipocyten kunnen beïnvloeden, waardoor mensen later in het leven vatbaar zijn voor obesitas en metabole ziekten11.

Om de biologie van vetweefsel te onderzoeken, is de beschikbaarheid van volwassen adipocyten essentieel. In vitrokweeksystemen bieden een gecontroleerde omgeving die specifieke factoren die adipogenese en adipocytfunctie beïnvloeden kan beoordelen. Er zijn verschillende protocollen opgesteld voor de isolatie en differentiatie van adipocyten van volwassen muizen of neonatale jongen 12,13,14,15. Deze adipocytenvoorlopers kunnen echter verschillen van de oorspronkelijke celpopulaties die tijdens de ontwikkeling aanleiding geven tot vetweefsel. Bij muizen zijn BAT-depots de eerste die zich ontwikkelen tijdens embryogenese, waardoor neonaten een niet-rillende thermogene capaciteit krijgen die cruciaal is voor postnatale kou-adaptatie. Depots van bruine adipocyten kunnen al vanaf embryonale dag 14.5 in het interscapulaire gebied worden aangetroffen (E14.5)16. LD's beginnen zich te vormen bij E15,5, en de expressie van UCP1 wordt gestart rond E16,5. In het muisembryo zijn preadipocyten van de inguinale WAT (iWAT) ook al aanwezig in dit stadium16.

Het hier beschreven protocol richt zich op preadipocyten die geïsoleerd zijn bij E15.5. Deze fase komt overeen met de embryonale periode waarin progenitorcellen differentiatie in vivo16 initiëren, en daarmee de primaire progenitoren vertegenwoordigen die aanleiding geven tot WAT en BAT. Daarentegen kunnen adipogene voorouders die geïsoleerd zijn in volwassen of neonatale stadia al beïnvloed zijn door omgevingsfactoren en waarschijnlijk een meer beperkte plasticiteit vertonen. Daarom verbetert het gebruik van embryonale voorlopers bij E15.5 het vermogen om het in vivo adipogene programma getrouw te reconstrueren, aangezien deze cellen een hoge mate van ontwikkelingsplasticiteit behouden en meer geneigd zijn fysiologische differentiatietrajecten te volgen. Deze benadering is van bijzonder belang voor ontwikkelingsbiologische vragen, met name voor het onderzoeken van de effecten van omgevingsfactoren op preadipocytdifferentiatie tijdens de perinatale periode, en biedt een waardevol model om te bestuderen hoe vroege levensblootstellingen de ontwikkeling van vetweefsel en langetermijnmetabole uitkomsten kunnen beïnvloeden. Gebruikers moeten echter voorzichtig zijn met deze stadiumspecificiteit: de methode is geoptimaliseerd voor E15.5-embryo's, en afwijkingen in embryonale leeftijd of dissectieprecisie kunnen invloed hebben op de celopbrengst of levensvatbaarheid. Daarnaast vereist de microdissectietechniek oefening om besmetting met niet-vetweefsel te voorkomen, vooral gezien de kleine omvang van embryonale depots. Dit protocol vat alle stappen en procedures samen voor het isoleren, kweken, amplifizeren en differentiëren van embryonale preadipocyten tot volwassen bruine en witte adipocyten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd volgens lokale regelgeving en volgens de richtlijnen vastgelegd in de richtlijn van de Europese Unie van 22 september 2010 (2010/63/EU) (APAFIS#2617-2015110517317420).

Al het biologisch afval en enzymatische oplossingen moeten worden behandeld en afgevoerd volgens de institutionele bioveiligheidsrichtlijnen en -voorschriften voor biogevaarlijke materialen. Specifiek:
- Biologisch afval: verzamelen in goedgekeurde biohazardcontainers en verwijderen via autoclaving of zoals voorgeschreven door het bioveiligheidsbureau van de instelling.
- Enzymatische oplossingen: inactiveren de resterende enzymatische activiteit door 10% bleekmiddel 30 minuten toe te voegen en als chemisch afval te verwijderen volgens lokale regelgeving.
- Besmette verbruiksmaterialen (pipetten, buizen, enz.): plaats in biohazardzakken en autoclaaf vóór verwijdering.
- Fixatiereagentia: worden als gevaarlijk chemisch afval in aangewezen containers afgevoerd.

Draag altijd geschikte PBM bij het hanteren van afval.

1. Het oogsten van muisembryo's

  1. Euthanaser de zwangere muizen (C57Bl/6J) volgens de richtlijnen van de Institutional Animal Care and Use Committee.
  2. Desinfecteer het buikgebied van zwangere muizen met 70% ethanol en maak een incisie in de middenlijn om de baarmoeder bloot te leggen.
  3. Inceer de buikholte om de dooierzakken met de embryo's te verwijderen bij E15.5 en plaats ze in een agarosedoos met koude (4 °C) 1x PBS.
  4. Verwijder het buitenste membraan van elke dooierzak en de placenta, en knip de navelstreng van de embryo's door.
  5. Plaats de embryo's in een nieuwe agarosedoos met koude 1x PBS.
    OPMERKING: Hoewel de structuren van het centrale zenuwstelsel die ten grondslag liggen aan bewuste pijnwaarneming nog niet volledig ontwikkeld zijn in deze zwangerschapsfase, beginnen perifere nociceptoren zich te vormen tussen E13 en E15. In overeenstemming met de richtlijnen voor institutionele dierenzorg raden we echter aan om mogelijke nociceptieve reacties te minimaliseren dat embryo's worden geëuthanaseerd door onthoofding voorafgaand aan experimentele manipulatie.

2. Dissectie van embryonale vetweefsels (Figuur 1)

  1. Dissectie van interscapulaire BAT (Figuur 1A)
    1. Snijd een rechthoek uit een 5% agaroseplaat en plaats het embryo erin om het te immobiliseren. Vul het bord met koude 1x PBS. Plaats de agarosedoos met het embryo onder een verrekijkermicroscoop.
    2. Verwijder de huid van de achterkant van het embryo.
    3. Ontleed de interscapulaire BAT met fijne pincet en microschaar.
    4. Scheid de BAT zorgvuldig van het omliggende weefsel (bindweefsel en spier) met behulp van microschaar om een BAT-monster te verkrijgen van ongeveer 4–6 mm x 2–3 mm.
    5. Plaats de BAT in een 2 mL buis met 1 mL koud (4 °C) Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F-12) glutamine met 100 U/mL penicilline/streptomycine (P/S).
  2. Dissectie van iWAT (Figuur 1B)
    1. Leg het embryo op zijn kant (aan de ene kant en dan aan de andere) op de agaroseplaat.
    2. Ontleed de iWAT met fijne pincet en microschaar.
    3. Scheid de iWAT zorgvuldig van het omliggende weefsel (bindweefsel en huid) totdat er twee depots zijn van ongeveer 2–4 mm x 0,5–0,8 mm.
    4. Plaats de twee WAT-monsters in een buisje van 2 ml met 1 ml koude DMEM/F-12 glutamine en 100 U/mL penicilline/streptomycine (P/S).
      OPMERKING: Alle dissecties moeten worden uitgevoerd onder een verrekijkermicroscoop in de meest steriele omgeving, met gereedschap dat vooraf is ontsmet.

3. Vertering van vetweefsel

  1. Verwijder de DMEM/F12 met een pipet en voeg in de buisjes 200 μL DMEM/F12 glutamine met 100 U/mL P/S, 0,2% bovine serumalbumine (BSA), 0,5 U Collagenase D en 0,5 U Dispase II toe.
  2. Knip de weefsels met microschaar in de buisjes om de weefselstukken zo veel mogelijk te verminderen en help het verteringsproces door 10 keer op en neer te pipetten.
    OPMERKING: Volledig verteerde monsters moeten eruitzien als een troebele suspensie zonder zichtbare weefselklonten.
  3. Broed 15 minuten uit bij 37 °C (in een waterbad).
  4. Stop de reactie door 600 μL koud DMEM/F-12 glutamine toe te voegen met 100 U/mL P/S, 20% foetaal rundserum (FBS). Herstel gelijkmatig door 10 keer omhoog en omlaag te pipetten.

4. Primaire celkweek

OPMERKING: Vanaf deze stap moeten alle procedures onder strikte steriele omstandigheden worden uitgevoerd in een Biological Safety Cabinet (BSC) om besmetting te voorkomen. Draag steriele handschoenen, een labjas en veiligheidsbril om de steriliteit te behouden en te beschermen tegen mogelijke gevaren. Gebruik steriel wegwerpplastic, aseptische techniek en zorg dat alle reagentia en media steriel zijn. Vermijd contact met niet-steriele oppervlakken om besmetting te voorkomen.

  1. Plat de cellen op put-slides en incubeer ze onder standaardomstandigheden (37 °C, 5% CO2) gedurende 1 uur; voor 8-wellplaten, zet 200 μL/put. Controleer na de incubatie of de cellen vastzitten door de plaat voorzichtig te bewegen terwijl je onder een microscoop kijkt.
    OPMERKING: In dit stadium kunnen verschillende BAT- of WAT-monsters worden samengevoegd in één buis om gehomogeniseerde culturen in de verschillende putten te verkrijgen (bijvoorbeeld om het effect van een behandeling op vergelijkbare culturen te testen).
  2. Vervang het medium door voorverwarmde (37 °C) DMEM/F-12 glutamine door 100 U/mL P/S, 10% FBS en incubeer de cellen een nacht bij 37 °C, 5%CO2.
    OPMERKING: Door het medium te veranderen worden dode/niet-gehechte cellen en weefselfragmenten die niet konden worden afgebroken verwijderd, waardoor alleen de aangehechte cellen overblijven.
  3. Differentiatiebehandeling (72 uur)
    1. Voor de differentiatie van bruine adipocyten verander je het medium met voorverwarmde (37 °C) DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL P/S, 10% FBS, 125 nM indomethacine, 0,5 mM 3-isobutyl-1-methylxanthine (IBMX), 1 nM triiodothyronine (T3), 1 μM Rosiglitazon, 1 μM dexamethason en 850 nM insuline en incubeer bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 72 uur.
    2. Voor de differentiatie van witte adipocyten verander het medium met voorverwarmde DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL P/S, 10% FBS, 0,5 mM IBMX, 1 μM dexamethason en 850 nM insuline en incubeer bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 72 uur.
  4. Onderhoudsbehandeling (elke 48 uur)
    1. Vervang het medium met voorverwarmde (37 °C) DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL P/S, 10% FBS, 1 nM T3, 1 μM Rosiglitazon en 850 nM insuline. Vernieuw het medium elke 48 uur.
      OPMERKING: Alle vermelde concentraties verwijzen naar de uiteindelijke werkende concentraties van reagentia. Pas de uiteindelijke volumes differentiatie- en onderhoudsmedia aan op basis van het aantal te behandelen putten, waarbij 200 μL per put als standaardvolume wordt gebruikt voor 8-putplaten.

5. Fixatie en immunokleuring (Figuur 2A)

  1. Aspireer het medium en was de cellen met koud 1x PBS.
  2. Fix de cellen 10 minuten met koude 4% formaldehyde in 1x PBS.
  3. Was de cellen met 1x PBS gedurende 3 x 5 minuten.
  4. Permeabiliseer de cellen met 0,1% Triton in 1x PBS gedurende 10 minuten.
  5. Was de cellen met 1x PBS gedurende 3 x 5 minuten.
  6. Blokkeer onspecifieke plekken met 5% normaal donkey serum (NDS) in 1x PBS gedurende 1 uur bij kamertemperatuur (RT).
    OPMERKING: De keuze van de soort voor het blokkerende serum hangt af van de soort waarin de secundaire antilichamen worden geproduceerd.
  7. Incubeer primaire antilichamen verdund in 5% NDS in 1x PBS 's nachts bij 4 °C.
    OPMERKING: Voeg geen primaire antilichamen toe aan een van de putten—dit dient als negatieve controle.
  8. Was de cellen met 1x PBS gedurende 2 x 5 minuten.
  9. Was de cellen 5 minuten met 5% NDS in 1x PBS.
  10. Incubeer met de secundaire antilichamen, DAPI, en Bodipy gedurende 1 uur bij RT, bedekt om te beschermen tegen licht.
  11. Was de wells met 1x PBS gedurende 3 x 5 minuten.
  12. Houd de cellen in het donker op 4 °C tot de opname van de beelden.

6. Cryoconservatie van preadipocyten

OPMERKING: Het is mogelijk om de kweek te stoppen en de cellen voor of na het differentiatieproces in te vriezen om ze op te slaan en te hergebruiken voor latere celculturen.

  1. Bereid vriesmedium voor: 50% FBS, 40% DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL P/S, 10% Dimethylsulfoxide (DMSO).
    WAARSCHUWING: DMSO is een gevaarlijke chemische stof. Het is een huid- en oogirritant, kan de opname van andere giftige stoffen via de huid bevorderen en kan schade veroorzaken bij inademing of inname. Behandel DMSO altijd binnen de BSC om blootstelling en besmetting te minimaliseren. Draag geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) (steriele handschoenen, een labjas en veiligheidsbril om contact te voorkomen). Vermijd huidcontact. Was bij contact direct met voldoende water. Bewaar DMSO in een strak afgesloten container binnen de BSC wanneer het niet in gebruik is, en zorg voor correcte verwijdering volgens de laboratoriumveiligheidsprotocollen.
  2. Was de cellen met voorverwarmde (37 °C) 1x PBS.
  3. Voeg voorverwarmde (37 °C) 0,05% trypsine toe om de cellen chemisch los te maken en incubeer 5 minuten bij 37 °C, 5%CO2. Controleer visueel op celloslating onder een microscoop.
  4. Stop de reactie door 3x het volume voorverwarmde (37 °C) DMEM/F-12 glutamine toe te voegen met 100 U/mL P/S, 10% FBS. Herstel gelijkmatig op.
  5. Centrifugeer 7 minuten op RT, 300 × g en gooi het supernatant weg.
  6. Sussief de cellen opnieuw in 10 mL vriesmedium. Centrifugeer 7 minuten op RT, 300 × g en gooi het supernatant af, waardoor ongeveer 3 mL overblijft.
    OPMERKING: Meet het exacte volume om het totale aantal cellen na het tellen te berekenen.
  7. Verdun een klein volume 1:2 met Trypan Blue en tel levende cellen met behulp van een Neubauer-kamer.
  8. Stel het volume aan met vriesmedium om 5 × 104 – 1 × 105 cellen per flesje te bereiken (eindvolume: 1 mL/flesje).
  9. Doe de flesjes over in een vriescontainer (koelsnelheid: -1 °C/min) en bewaar deze een nacht bij -80 °C.
  10. Overbrengen naar vloeibare stikstof voor langdurige opslag.
    OPMERKING: Dit protocol maakt levensvatbaarheid van meer dan 90% mogelijk na ontdooien.
  11. Ontdooi de cellen wanneer nodig door het flesje snel te ontdooien in een waterbad van 37 °C.
  12. Breng de inhoud van het flesje over naar 4 mL vooropgewarmde (37 °C) DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL P/S, 10% FBS. Sussie gelijkmatig door voorzichtig 10 keer op en neer te pipetten. Incubeer 's nachts bij 37 °C, 5%CO-2.
  13. Vervang het medium door verse DMEM/F-12 glutamine met 100 U/mL p/s, 10% FBS en vernieuw elke 48 uur.
    OPMERKING: Het is cruciaal om deze mediumwissel te doen om DMSO-resten te verwijderen, omdat langdurige blootstelling de levensvatbaarheid, differentiatie en functie van cellen kan aantasten. Zorg voor volledige vervanging van het medium om cytotoxische effecten te voorkomen.
  14. Ga verder met experimenten of doorgangcellen wanneer ze 80% confluentie bereiken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Zoals geïllustreerd in Figuur 1 kunnen intacte BAT- en iWAT-depots efficiënt worden geïsoleerd uit embryo's bij E15.5. Hoewel BAT gemakkelijk detecteerbaar is in E15.5-embryo's, kan het detecteren van iWAT training vereisen. In beide gevallen is het essentieel om na een ruwe dissectie al het omliggende weefsel te microdissecten om te voorkomen dat andere celtypen worden gekweekt.

De beginstadia van vertering en kweek van witte en ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De kweek van preadipocyten is uitgebreid beschreven in diverse experimentele contexten. Bestaande protocollen zijn echter voornamelijk afhankelijk van volwassen weefsels of embryonale fibroblasten, en er zijn momenteel geen gestandaardiseerde methoden beschikbaar om embryonale preadipocyten direct uit zich ontwikkelend vetweefsel te isoleren en te kweken. Het bestuderen van deze cellen is bijzonder belangrijk, omdat ze de authentieke preadipocytpopulaties vertegenwoordigen die zich in hu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hoeven geen belangenconflicten aan te geven.

Dankbetuigingen

We danken Christian Duhem voor zijn advies. Wij erkennen steun van het Franse Nationaal Instituut voor Gezondheid en Medisch Onderzoek (INSERM). M.C-M werd ondersteund door de ANR-23-CE13-0044. De M.A. werd ondersteund door het European Genomic Institute for Diabetes (EGID, ANR-10-LABX-0046), het National Center for Precision Medicine in Diabetes (PreciDIAB, ANR-18-IBHU-0001) en de Regionale Raad van Hauts-de-France (22005973). Figuur 2 is gemaakt in BioRender. Mayeuf-louchart, A. (2026) https://BioRender.com/3pbzif1. SB werd ondersteund door de ANR-24-CHBS-0002-subsidie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3,5,3'-triiodothyronineSigma709719T3
3-isobutyl-1-methylxanthine SigmaI7018IBMX
AgaroseSigmaA0169
AlcoholVWR1.59010.0500
Anti-UCP1 antibodyAbcamAB10983
Binocular microscopeLeica MZ9.5
Biological safety cabinetThermo Scientific51022482BSC, HeraSafe KS Class II Safety Cabinet
BodipyInvitrogenD3922Excitation/Emission 493/504 nm
Bovine serum albuminEuromedex04-100-812-CBSA
CentrifugeEppendorf5430 R
ClampsFST (Germany Stainless)
Collagenase DSigma11088882001
CryotubesSarstedt72.379
Culture plates (8-wells)Ibidi 80826
Culture plates (12-wells)Corning CostarCLS3513polystyrene plate, flat bottom, sterile
DexamethasoneSigmaD2915
Dispase IISigma4942078001
DMEM/F12Gibco31331glutamine added
DMSOSigmaD2438
Donkey anti-rabbit antibodyInvitrogenA32795Alexa Fluo Plus 647
Eppendorfs 1,5 mLEppendorf15625367
FBSGibcoA5256701
Formaldehyde 37 %Thermo Scientific119690010
Freezing containerThermo Scientific 5100-0001
Hoechst InvitrogenH3570
IncubatorThermo Scientific50116048Heracell 150i CO2 incubator
IndomethacinSigmaI7378
InsulinSigmaI9278
 inverted microscope equipped with a 10× objective and halogen illuminationCarl Zeiss Axio Vert.A1
Mice C57BL/6JCharles River
MicroscissorsFST (Germany Stainless)
NDSSigmaD9663
Neubauer ChamberThermo Scientific10195580
PBS 10xGibco14200
PBS 1xGibco14190
Penicilin/StreptomicinGibco15140-122
Petri dishesSarstedt83.3902
qPCR platesThermo ScientificAB-0600
qPCR probe for Fabp4Thermo Scientific4331182TaqMan assays, Mm00445878_m1
qPCR probe for PpargThermo Scientific4331182TaqMan assays, Mm00440940_m1
qPCR probe for Ucp-1Thermo Scientific4331182TaqMan assays, Mm01244861_m1
Reverse transcription kit Thermo Scientific4368813High capacity cDNA kit
RNA extraction kitOmega Bio-TekR6934-02E.Z.N.A. Total RNA Kit II
RosiglitazoneSigmaR2408
Triton X-100Thermo ScientificA16046
Trypan BlueSigmaT8154
Trypsin-EDTAGibco25300054
Water bathGrantSAP12 12 L capacity

Referenties

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. Adipocytes as regulators of energy balance and glucose homeostasis. Nature. 444 (7121), 847-853 (2006).
  2. Kershaw, E. E., Flier, J. S. Adipose tissue as an endocrine organ. J Clin Endocrinol Metab. 89 (6), 2548-2556 (2004).
  3. Luo, L., Liu, M. Adipose tissue in control of metabolism. J Endocrinol. 231 (3), R77-R99 (2016).
  4. Bouchekioua, A., Pourquié, O., Mayeuf-Louchart, A. In vitro differentiation of beige/brown adipocytes for the treatment of metabolic diseases. Adipose Tissue Homeostasis in Health and Disease. IntechOpen. , (2024).
  5. Fischer-Posovszky, P., Newell, F. S., Wabitsch, M., Tornqvist, H. E. Human SGBS cells - a unique tool for studies of human fat cell biology. Obes Facts. 1 (4), 184-189 (2008).
  6. Mayeuf-Louchart, A., Duez, H. From glycogen to lipid droplet: an intimate connection in the brown adipocyte. Med Sci (Paris). 36 (6-7), 577-579 (2020).
  7. Fedorenko, A., Lishko, P. V., Kirichok, Y. Mechanism of fatty-acid-dependent UCP1 uncoupling in brown fat mitochondria. Cell. 151 (2), 400-413 (2012).
  8. Wang, W., Seale, P. Control of brown and beige fat development. Nat Rev Mol Cell Biol. 17 (11), 691-702 (2016).
  9. Ghaben, A. L., Scherer, P. E. Adipogenesis and metabolic health. Nat Rev Mol Cell Biol. 20 (4), 242-258 (2019).
  10. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  11. Merkestein, M., et al. Programming of adipose tissue function: an evolutionary perspective. Mamm Genome. 25 (9-10), 413-423 (2014).
  12. Peics, J., et al. Isolation of adipogenic and fibro-inflammatory stromal cell subpopulations from murine intra-abdominal adipose depots. J Vis Exp. (162), e61610(2020).
  13. Curtin, M. C., Jackson, A. E., Hilgendorf, K. I. Isolation and culturing of primary murine adipocytes from lean and obese mice. J Vis Exp. (215), e67846(2025).
  14. Rocha, A. L., Guerra, B. A., Boucher, J., Mori, M. A. A method to induce brown/beige adipocyte differentiation from murine preadipocytes. Bio Protoc. 11 (24), e4265(2021).
  15. Galmozzi, A., Kok, B. P., Saez, E. Isolation and differentiation of primary white and brown preadipocytes from newborn mice. J Vis Exp. (167), e62005(2021).
  16. Mayeuf-Louchart, A., et al. Glycogen dynamics drives lipid droplet biogenesis during brown adipocyte differentiation. Cell Rep. 29 (6), 1410-1418.e6 (2019).
  17. Herbers, E., et al. Preventing white adipocyte browning during differentiation in vitro: the effect of differentiation protocols on metabolic and mitochondrial phenotypes. Stem Cells Int. 2022, 3308194(2022).
  18. Yau, W. W., et al. Thyroid hormone (T3) stimulates brown adipose tissue activation via mitochondrial biogenesis and MTOR-mediated mitophagy. Autophagy. 15 (1), 131-150 (2019).
  19. Zekri, Y., et al. Brown adipocytes local response to thyroid hormone is required for adaptive thermogenesis in adult male mice. eLife. 11, e81996(2022).
  20. Smolińska, K., et al. Targeting fatty acid-binding protein 4: a therapeutic intersection of obesity and cancer via lipid metabolism. Prog Lipid Res. 100, 101353(2025).
  21. Cero, C., et al. Standardized in vitro models of human adipose tissue reveal metabolic flexibility in brown adipocyte thermogenesis. Endocrinology. 164 (12), bqad161(2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Witte preadipocytenvetweefselembryonale ontwikkelingadipocytdifferentiatieweefselmicrodissectieenzymatische digestieprimaire cultuurlineagespecificatie
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen