Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Onderzoeksartikel

In Vivo Niet-invasieve observatie van dynamische veranderingen in haarschacht, melanine en collageen tijdens de haarfollikelcyclus van muizen

146 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70144

⸱

28 juli 2026

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences, 2Experimental Research Center, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3School of Life Science, Beijing University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

† These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie presenteert een niet-invasieve in vivo methode met twee-foton- en tweede-harmonische generatie microscopie om de haarschachtmorfologie, melaninedynamiek en dermale collageendichtheid in de hele haarfollikelcyclus bij muizen in longitudinaal te monitoren, en biedt een robuust methodologisch kader voor haaruitval-therapeutisch onderzoek.

Samenvatting

Traditionele evaluaties van de haarfollikelcyclus zijn gebaseerd op invasieve histologische methoden, waardoor continue longitudinale observatie wordt beperkt. Er werd verondersteld dat niet-invasieve optische beeldvorming, met name twee-foton geëxciteerde fluorescentie (TPEF) en tweede-harmonische generatie (SHG), in vivo dynamische veranderingen in haarschachten, melanine en collageen over meerdere haarfollikelcycli nauwkeurig kunnen volgen en kwantificeren. De haarschachten van C57BL/6-muizen werden in vivo gemonitord tijdens de anageen-, catageen- en telogenfasen met behulp van dermoscopie, fotografie en elektronenmicroscopie. Specifiek werden TPEF onder 800 nm excitatie en beeldvorming gebruikt om melaninedynamiek te kwantificeren, terwijl SHG onder 950 nm excitatie werd gebruikt om interfolliculaire collageenveranderingen te observeren. Om de nauwkeurigheid te waarborgen, werden de in vivo optische metingen kruisgevalideerd: melaninedynamiek werd bevestigd via huidfotografie voor het algehele weefseluiterlijk en hematoxyline- en eosinekleuring (HE) voor haarbulbexpressie, terwijl collageenveranderingen werden gevalideerd door vezeldichtheid en oriëntatie te beoordelen met een vloeibaar kristal polariserend beeldvormingssysteem op Sirius Red-gekleurde secties. De bevindingen toonden aan dat tijdens de anagenfase de diameter van de haarschacht en melanineproductie geleidelijk toenamen, gepaard met een significante vermindering van de interfolliculaire collageendichtheid. Tijdens de catageen- en telogenfasen daalden de melanineniveaus geleidelijk en herstelde de collageendichtheid geleidelijk naar het basisniveau. Dit project stelt een gevalideerde, niet-invasieve in vivo methodologie vast voor het evalueren van de uitgebreide dynamiek van haarzakjes, en biedt een robuust experimenteel kader voor de preklinische evaluatie van actieve middelen voor haaruitvalbehandelingen.

Inleiding

De haarzakjes van C57BL/6-muizen vertonen synchroniciteit en regelmaatheid, wat experimenteel gemak biedt en ze een veelgebruikt diermodel maakt voor het bestuderen van huidziekten 1,2. De haarzakjes gaan in de tweede telogene fase in de zevende week na de geboorte van de C57BL/6 muis3. Bij afwezigheid van kunstmatige interventie zal deze telogenfase worden gehandhaafd tot de twaalfde week na geboorte4. Deze verlengde periode van telogen is een veelgebruikt tijdstip in onderzoek om de haarfollikelgroeicyclus5 te synchroniseren. Na kunstmatige ontharing van de muizen beginnen de haarzakjes onmiddellijk in de anagenfase6 te gaan.

Na het ingaan van de groeifase vermenigvuldigen stamcellen in het uitpuilingsgebied zich en differentiëren ze zich tot de buitenste wortelschede, waarbij ze naar beneden groeien om follikellengte7 te vergroten. De basis van de haarschuit strekt zich omhoog uit naarmate de haarzakdieper wordt. Stamcellen in de bol differentiëren continu naar de haarschacht en de binnenste wortelschede9. De afscheiding van collageen en melanine in de huid verandert ook snel tijdens de anagenfase10, wat een belangrijke rol speelt in de haarfollikelontwikkeling 11,12. In haarverliesgerelateerde studies wordt melaninesecretie meestal beoordeeld aan de hand van huidskleur, wat geen precieze kwantificatie mogelijkmaakt. Tot nu toe heeft het onderzoek naar collageen zich voornamelijk gericht op ontwikkeling en veroudering in plaats van op de cyclische dynamiek van kwantificatie.

Momenteel is een grote beperking bij het evalueren van haarfollikelcycli en regeneratieve therapieën de afhankelijkheid van destructieve histologische eindpunten, wat het euthanaseren van verschillende cohorten dieren op specifieke tijdstippenvereist 14. Dit voorkomt continu, longitudinale tracking van exact dezelfde folliculaire microomgeving over meerdere cycli. Bovendien ontbreken conventionele niet-invasieve technieken zoals dermatoscopie voldoende weefselpenetratie om diepe follikelveranderingen te visualiseren15, en macroscopische observatie slaagt er niet in melanine nauwkeurig te kwantificeren, waardoor de melanine-deficiënte wortel van clubhaar moeilijk te detecteren is tijdens late regressie- en rustfasen16,17. Hoewel verschillende optische technologieën longitudinale in vivo observatie18,19 hebben verbeterd, zoals vloeibare kristalpolarimetrie voor het evalueren van collageenvezels20,21, huidconfocale microscopie voor het observeren van pigmentatie22,24, en optische coherentietomografie voor het meten van huiddikte 25,26,27, biedt multifotonmicroscopie een uniek overtuigende oplossing. Het gecombineerde gebruik van twee-foton excitatiefluorescentie (TPEF) en tweede-harmonische generatie (SHG) biedt duidelijke voordelen: het maakt labelvrije, hoogresolutie optische doorsnede diep in de dermis mogelijk, waardoor gelijktijdige in vivo kwantificering van melanineautofluorescentie en collageenvezelarchitectuur mogelijk is zonder exogene kleurstoffen28,29. In deze studie stellen de auteurs de hypothese dat niet-invasieve TPEF/SHG-beeldvorming deze structurele veranderingen dynamisch en precies kan kwantificeren met een nauwkeurigheid vergelijkbaar met invasieve histologische goudstandaarden. Door dit belangrijke wetenschappelijke probleem aan te pakken, streeft deze studie ernaar een robuust, longitudinaal in vivo beeldvormingskader op te zetten ter ondersteuning van de niet-invasieve evaluatie van therapeutische middelen voor alopecia30.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle methoden waarbij gewervelde proefpersonen worden gebruikt, zijn uitgevoerd in overeenstemming met de institutionele richtlijnen. Alle dierproevenprocedures zijn goedgekeurd door de Commissie voor Institutionele Dierverzorging en -gebruik van het Experimenteel Onderzoekscentrum van de China Academy of Chinese Medical Sciences (Protocolcode: ERCCACMS11-2210-03). Alle materialen die in deze studie zijn gebruikt, staan vermeld in de Materiaaloverzicht.

Diervoorbereiding en macroscopische observatie
Mannelijke C57BL/6 muizen, 6–7 weken oud en met een gewicht van 20 ± 2 g, werden verkregen van een commerciële leverancier. De muizen werden verdeeld in een histologische analysecohort (n = 39) en een continue in vivo beeldvormingscohort (n = 3). Het dorsale haar van alle muizen werd onthaard om de haarzakjescyclus te synchroniseren. De haargroeistatus werd om de dag gecontroleerd van dag 2 tot dag 26 na ontharing. De ruggen van de muizen in de beeldvormingscohort werden om de dag tot dag 26 met een camera gefotografeerd. Een vaste brandpuntsafstand van 15 cm werd gehandhaafd en consistente, standaard omgevingsverlichting in het laboratorium werd gewaarborgd om macroscopische veranderingen nauwkeurig vast te leggen.

In vivo TPEF- en SHG-beeldvorming
Beeldvormingssessies werden uitgevoerd op dag 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24 en 26 na de ontharing. De muizen werden verdoofd met isoflurane. Volledig bewustzijnsverlies werd gegarandeerd door de ademhalingsfrequentie te observeren en de voetreflex te testen met een zachte knijp in de teen. De verdoofde muis werd bevestigd op het podium van een tweefotonenmicroscoop. Voor TPEF-beeldvorming van melanine was de microscoop uitgerust met een 25x wateronderdompelingsobjectief (numerieke apertuur = 1,05), en de excitatiegolflengte was ingesteld op 800 nm. Er werd een z-stack scan van de melanineautofluorescentie uitgevoerd, waarbij een totale scandiepte van 45 μm werd bereikt. De stapgrootte werd ingesteld op 2 μm, de beeldresolutie op 1.024 × 1.024 pixels, en de verwervingssnelheid op 4 μs/pixel. Voor SHG-beeldvorming van collageenvezels werd de excitatiegolflengte aangepast naar 950 nm met hetzelfde 25x wateronderdompelingsobjectie. Er werd een z-stack scan gestart vanaf het bovenoppervlak van de dermis tot een totale scandiepte van 45 μm, waarbij een stapgrootte van 2 μm werd gehandhaafd, een beeldresolutie van 1.024 × 1.024 pixels en een verwervingssnelheid van 4 μs/pixel. Na de beeldvorming werd de muis voorzichtig uit de microscoopfase gehaald, werd isoflurane stopgezet en werd de muis op een verwarmingspad gelegd totdat hij volledig bij bewustzijn was voordat hij werd teruggebracht naar de thuiskooi.

Weefselverzameling en histologische verwerking
Een aparte, aparte cohort van drie muizen uit de histologische groep werd om de dag van dag 2 tot dag 26 geëuthanaseerd, volgens de richtlijnen van de instelling, zodat geen muis werd hergebruikt voor longitudinale histologische bemonstering. Een 2 cm × 2 cm vol-dikte dorsale huidweefselmonster, precies gecentreerd op het snypunt van de horizontale en verticale middenlijnen op de achterkant van elke muis, werd chirurgisch verwijderd. Het verwijderde huidweefsel werd plat op een harde kaart gelegd om krullen van de rand te voorkomen en direct ondergedompeld in een reageerbuis met 4% paraformaldehyde. De vaste weefsels werden gedehydrateerd en ingebed om paraffinedoorsneden van 6 μm dikke vorm te maken. Voor het ontwaxen werden de paraffinesecties 120 minuten verwarmd op een glijverwarmer. De secties werden gekleurd met hematoxyline en eosine (HE) en Sirius Red met standaard kleursets volgens de instructies van de fabrikant. De secties werden gemonteerd met neutrale lijm en bekeken met een omgekeerde microscoop. Voor vloeibare-kristal gepolariseerde beeldvorming werden de ontwaxte en Sirius Red-gekleurde secties gefotografeerd onder een gepolariseerde lichtmicroscoop. Een uniforme polarisatiehoek werd vastgesteld door de polarisator en analyzer precies 90° te kruisen om een maximaal donkere achtergrond (extinctietoestand) te bereiken, en deze specifieke hoek werd consequent vergrendeld voor alle volgende beeldopnames.

In vivo dermoscopie en elektronenmicroscopie van haarschachten
Voorafgaand aan het plukken werd het groeigebied van het dorsale haar in vivo geëvalueerd met een klinische dermatoscoop met 20x vergroting. Haarregeneratie werd gekwantificeerd met een standaard 0–3 scoresysteem gebaseerd op het uitkomen en de dichtheid van de haarschacht (0 = geen zichtbaar haar; 1 = dun haaropkomst; 2 = matige haardichtheid; 3 = dichte, volledige haarbedekking). Om onbevooroordeelde bemonstering te garanderen, werd het dorsale verwijderde gebied van elke muis visueel verdeeld in vier gelijke kwadranten. Een willekeurige getallengenerator werd gebruikt om twee kwadranten per muis te selecteren, en vijf nieuw gegroeide haarschinnen werden stevig uit elk geselecteerd kwadrant getrokken met een steriele tang. De geplukte haarschachten werden onmiddellijk ondergedompeld en vastgezet in 2,5% glutaraldehyde in een 0,1 M fosfaatbuffer (pH 7,4) gedurende 4 uur bij 4 °C om de ultrastructuur te behouden. De vaste haarschachten werden drie keer gewassen in een 0,1 M fosfaatbuffer en sequentieel gedehydrateerd door een gegradueerde ethanolreeks (50%, 70%, 80%, 90% en 100%) gedurende 15 minuten bij elke concentratie, gevolgd door critical point droog met vloeibare CO2. De gedroogde haarschachten werden horizontaal gemonteerd op geleidend dubbelzijdig carbontape dat aan aluminium stompjes was bevestigd. De monsters werden gesputtercoat met een 10 nm goudlaag met een vacuümsputtercoater gedurende 60 seconden om elektronlading te voorkomen. De gecoate monsters werden in een scanning-elektronenmicroscoop geplaatst en de haarschachten werden waargenomen met een versnellingsspanning van 5,0 kV. Ultramicroscopische morfologische veranderingen werden systematisch geëvalueerd door beelden te maken met 500x en 1.000x vergrotingen, waarbij specifiek de haarschachtdiameter en de structurele integriteit en ordening van de cuticulaire schubben werden gedocumenteerd.

Data- en statistische analyse
Beeldparameters werden gemeten en gekwantificeerd met behulp van generieke beeldanalysesoftware. Alle statistische analyses en grafische weergaven werden uitgevoerd met standaard statistische analysesoftware. Voor continue in vivo monitoringgegevens verkregen van dezelfde dieren over meerdere tijdstippen, werd de statistische significantie bepaald met behulp van herhaalde metingen van variantie (RM-ANOVA), gevolgd door Bonferroni's post-hoc test. Voor histologische gegevens met onafhankelijke diermonsters werd een gewone eenrichtings-ANOVA gevolgd door Tukey's post-hoc test gebruikt om statistische verschillen te evalueren. Alle resultaten werden uitgedrukt als het gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Verschillen werden als statistisch significant beschouwd bij *p < 0,05, p < 0,01 en ***p < 0,001.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Observatie van muishaar
Fotografische waarnemingen van muishaargroei zijn te zien in Figuur 1A. De haargroei door het huidoppervlak begon op dag 10, met de voortzetting van ontwikkeling tussen dag 12 en dag 16 (p< 0,05). De haardekking stabiliseerde vervolgens van dag 18 tot dag 26 (p > 0,05) (Figuur 1B). Bovendien faciliteerde dermoscopie de niet-invasieve in vivo observatie van ha...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het C57BL/6 muismodel werd gekozen omdat de tweede telogenfase stabiel duurt van week 7 tot week 12. Omdat het observatievenster van 26 dagen volledig binnen deze statische fase valt, worden de ingrijpende dynamische veranderingen expliciet aangedreven door de door ontharing veroorzaakte cyclusprogressie, waarbij natuurlijke leeftijdsgerelateerde fluctuaties volledig worden uitgesloten. Wanneer ontharing wordt uitgevoerd tijdens de telogene fase, gaan de haarzakjes onmiddellijk in de ana...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs geven aan dat zij geen bekende concurrerende financiële belangen of persoonlijke relaties hebben die invloed hadden kunnen hebben op het werk dat in dit artikel wordt gerapporteerd. Een preprint van dit artikel is beschikbaar in de BioRxiv openbare repository in de volgende referentie42.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het China Academy of Chinese Medical Sciences Innovation Fund (ID: CI2025C001), het Wetenschappelijk en Technologisch Innovatieproject van de China Academy of Chinese Medical Sciences (subsidienummer NLTS2025004), en de fundamentele onderzoeksfondsen voor de centrale instituten voor openbaar welzijn (Subsidienummer JJPY2025002).

Bijdragen van de auteur: Conceptualisatie, Gaiying He en Yi Wang; onderzoek, Menghua Liu, Xiaoyu Wang en Fenglong Wang; datacuratie, Menghua Liu; schrijven—originele conceptvoorbereiding, Menghua Liu; financiering voor de acquisitie, Yi Wang. Alle auteurs hebben de gepubliceerde versie van het manuscript gelezen en ermee ingestemd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
C57BL/6 muizen,Beijing Vital River Laboratory Animal TechnologySCXK (Jing) 2021-0006Gebruikt voor diermodellen
Digitale DSLR-cameraCanonEOS 80DGebruikt om foto's van de achterkant van muizen te maken
H&E-kleuringskitLtdSolarbio Science & Technology Co.G1120Gebruikt voor het kleuren van weefselsecties
Inverteer microscoopOlympusBX51Gebruikt om foto's te maken
lsofluraanRWD Life Science Co.R510-22-16Gebruikt voor het anesthetiseren van dieren
Mai Tai DeepSeeSpectraPhysicsMai Tai HPGebruikt voor TPEF en SHG in vivo beeldvorming
Medisch elektronisch dermatoscoopChina Chuanghong Medical Technology Co.CH-DSIS-2000Gebruikt voor in vivo beeldvorming van huidskleur
Gepolariseerd lichtmicroscoopOlympusBX51-PGebruikt voor beeldvorming van Sirius Red-kleuring
Scannende elektronenmicroscoop (SEM)Hitachi High-Tech CorporationSU8010Voor ultrastructuurobservatie van haarschachten
Sirius Red-kleuringskitSolarbioG1472Voor collageenvezelkleuring
Kleine dier anesthesie machineRWD Life Science Co.R500Gebruikt voor het anesthetiseren van dieren

Referenties

  1. Müller-Röver S, et al. A comprehensive guide for the accurate classification of murine hair follicles in distinct hair cycle stages. J Invest Dermatol. 2001;117(1):3-15.
  2. Lin X, Zhu L, He J. Morphogenesis, Growth Cycle and Molecular Regulation of Hair Follicles. Front Cell Dev Biol. 2022;10:899095.
  3. Wang WH, et al. Studying Hair Growth Cycle and Its Effects on Mouse Skin. J Invest Dermatol. 2023;143(9):1638-1645.
  4. Stenn KS, Paus R. Controls of hair follicle cycling. Physiol Rev. 2001;81(1):449-494.
  5. Paus R, Cotsarelis G. The biology of hair follicles. N Engl J Med. 1999;341(7):491-7.
  6. Pineda CM, et al. Intravital imaging of hair follicle regeneration in the mouse. Nat Protoc. 2015;10(7):1116-30.
  7. Hu XM, et al. A systematic summary of survival and death signaling during the life of hair follicle stem cells. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):453.
  8. Greco V, et al. A two-step mechanism for stem cell activation during hair regeneration. Cell Stem Cell. 2009;4(2):155-69.
  9. Hsu YC, Li L, Fuchs E. Transit-amplifying cells orchestrate stem cell activity and tissue regeneration. Cell. 2014;157(4):935-49.
  10. Xing YZ, Guo HY, Xiang F, Li YH. Recent progress in hair follicle stem cell markers and their regulatory roles. World J Stem Cells. 2024;16(2):126-136.
  11. Raja E, Clarin MTRDC, Yanagisawa H. Matricellular Proteins in the Homeostasis, Regeneration, and Aging of Skin. Int J Mol Sci. 2023;24(18):14274.
  12. Ojeh N, et al. In vitro. skin models to study epithelial regeneration from the hair follicle. PLoS One. 2017;12(3):e0174389.
  13. Wang F, et al. Pilose antler extracts promotes hair growth in androgenetic alopecia mice by activating hair follicle stem cells via the AKT and Wnt pathways. Front Pharmacol. 2024;15:1410810.
  14. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan. Curr Biol. 2009;19(3):R132-42.
  15. Bardou D, Bouaziz H, Lv L, Zhang T. Hair removal in dermoscopy images using variational autoencoders. Skin Res Technol. 2022;28(3):445-454.
  16. Navarrete-Dechent C, Jaimes N, Marchetti MA. Unveiling melanomagenesis through the dermatoscope. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2021;35(5):1038-1039.
  17. Liatsopoulou A, et al. Handheld dermatoscope versus digital camera for hair counts in laser facial hair removal. J Cosmet Laser Ther. 2023;25(1-4):38-44.
  18. Bromage TG, et al. Circularly polarized light standards for investigations of collagen fiber orientation in bone. Anat Rec B New Anat. 2003;274(1):157-68.
  19. López De Padilla CM, et al. Picrosirius Red Staining: Revisiting Its Application to the Qualitative and Quantitative Assessment of Collagen Type I and Type III in Tendon. J Histochem Cytochem. 2021;69(10):633-643.
  20. Feng F, Mao H, Wang A, Chen L. Two-Photon Fluorescence Imaging. Adv Exp Med Biol. 2021;3233:45-61.
  21. Fernández-Domper L, Ballesteros-Redondo M, Vañó-Galván S. Trichoscopy: An Update. Actas Dermosifiliogr. 2023;114(4):T327-T333.
  22. Zhai X, Vyas S, Yeh JA, Luo Y. Two-photon fluorescence imaging of subsurface tissue structures with volume holographic microscopy. J Biomed Opt. 2020;25(12):123705.
  23. Dulebo A, et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 2009;109(8):1056-60.
  24. Zuhayri H, et al. In Vivo. Quantification of the Effectiveness of Topical Low-Dose Photodynamic Therapy in Wound Healing Using Two-Photon Microscopy. Pharmaceutics. 2022;14(2):287.
  25. Gerger A, Hofmann-Wellenhof R, Samonigg H, Smolle J. In vivo. confocal laser scanning microscopy in the diagnosis of melanocytic skin tumors. Br J Dermatol. 2009;160(3):475-81.
  26. Ilie MA, et al. Current and future applications of confocal laser scanning microscopy imaging in skin oncology. Oncol Lett. 2019;17(5):4102-4111.
  27. Al-Chaer RN, Bouazzi D, Jemec G, Mogensen M. Confocal microscopy and optical coherence tomography of inflammatory skin diseases in hairs and pilosebaceous units: A systematic review. Exp Dermatol. 2023;32(7):945-954.
  28. Graf BW, Boppart SA. Multimodal In Vivo. Skin Imaging with Integrated Optical Coherence and Multiphoton Microscopy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 2012;18(4):1280-1286.
  29. Urban G, et al. Combining Deep Learning With Optical Coherence Tomography Imaging to Determine Scalp Hair and Follicle Counts. Lasers Surg Med. 2021;53(1):171-178.
  30. Sagawa N, et al. Role of increased vascular permeability in chemotherapy-induced alopecia: In vivo. imaging of the hair follicular microenvironment in mice. Cancer Sci. 2020;111(6):2146-2155.
  31. Duverger O, Morasso MI. Epidermal patterning and induction of different hair types during mouse embryonic development. Birth Defects Res C Embryo Today. 2009;87(3):263-72.
  32. Liu M, et al. Pilose antler extract promotes hair growth in androgenic alopecia mice by promoting the initial anagen phase. Biomed Pharmacother. 2024;174:116503.
  33. He G, et al. Non-invasive assessment of hair regeneration in androgenetic alopecia mice in vivo .using two-photon and second harmonic generation imaging. Biomed Opt Express. 2023;14(11):5870-5885.
  34. Chu X, et al. Functional regeneration strategies of hair follicles: advances and challenges. Stem Cell Res Ther. 2025;16(1):77.
  35. Fu D, et al. Dihydrotestosterone-induced hair regrowth inhibition by activating the androgen receptor in C57BL6 mice simulates androgenetic alopecia. Biomed Pharmacother. 2021;137:111247.
  36. Köhler C, et al. Mouse Cutaneous Melanoma Induced by Mutant BRaf Arises from Expansion and Dedifferentiation of Mature Pigmented Melanocytes. Cell Stem Cell. 2017;21(5):679-693.e6.
  37. Nishimura EK, Granter SR, Fisher DE. Mechanisms of hair graying: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Science. 2005;307(5710):720-4.
  38. Driskell RR, et al. Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair. Nature. 2013;504(7479):277-281.
  39. Matsumura H, et al. Hair follicle aging is driven by transepidermal elimination of stem cells via COL17A1 proteolysis. Science. 2016;351(6273):aad4395.
  40. Sayama A, et al. Morphological and Biochemical Changes During Aging and Photoaging of the Skin of C57BL/6J Mice. J Toxicol Pathol. 2010;23(3):133-9.
  41. Lynch B, et al. How aging impacts skin biomechanics: a multiscale study in mice. Sci Rep. 2017;7(1):13750.
  42. Liu M, He G, Wang F, Wang Y. In vivo. non-invasive observation of dynamic changes in hair shaft, melanin, and collagen during the C57BL/6 follicle cycle [preprint]. bioRxiv. 2025. doi:10.1101/2025.09.15.676351.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

BiologieEditie 233Editie 233Lege waardeEditieTweede harmonische generatieanagene faseC57BL/6-muizenalopecia
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.