Methodenartikel

Vestiging van een door muis sepsis geïnduceerd immunosuppressiemodel door intranasale instillatie van bacteriën

120 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/70150

⸱

12 juni 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma Medical Center, Daping Hospital, State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Burns and Combined Injury, Army Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Daping Hospital, Army Medical University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het opzetten van een immunosuppressiemodel voor muissepsis via intranasale installatie van Klebsiella pneumoniae en valideren we het model aan de hand van verschillende indicatoren.

Samenvatting

Sepsis is een levensbedreigend orgaanfalen veroorzaakt door de onjuiste reactie van de gastheer op infectie. Longontsteking is de belangrijkste oorzaak van sepsis. Diermodellen zijn belangrijke hulpmiddelen voor het bestuderen van de pathogenese van sepsis en het evalueren van nieuwe behandelstrategieën. Eerdere diermodellen van sepsis misten natuurlijke infectieroutes, waardoor het moeilijk was om het klinische infectieproces nauwkeurig weer te geven.

Deze studie introduceerde een immunosuppressiemodel voor muissepsis, ontwikkeld door intranasale instillatie van Klebsiella pneumoniae (KP) om het natuurlijke pad van luchtweginfecties te simuleren. Na modellering met verschillende concentraties KP werd de ontsteking van het model na 12 uur geëvalueerd op cytokine interleukine-6 (IL-6) niveaus, en orgaanschade werd na 24 uur beoordeeld op alanineaminotransferase (ALT), aspartaataminotransferase (AST), creatinekinase (CK) en bloedureastikstof (BUN) niveaus. De overlevingskans van het model werd na 7 dagen geanalyseerd. Het percentage lymfocyten en witte bloedcellen, het aandeel van de expressie van major histocompatibility complex klasse II (MHC-II) in monocyten, en de gemiddelde fluorescentieintensiteit (MFI) van IL-10 en TGF-β1 in CD4+ T-cellen werden waargenomen om de immuunsuppressie bij muizen te evalueren. Na 7 dagen modellering werd een secundaire infectie uitgevoerd door intranasale installatie van Pseudomonas aeruginosa (PA). De bacteriële belasting in bronchoalveolaire spoelvloeistof (BALF) 24 uur na secundaire infectie en het sterftecijfer binnen 14 dagen werden beoordeeld om de immuunsuppressie van het model verder te evalueren.

Neusinstallatie van hooggeconcentreerde Klebsiella pneumoniae kan effectief een immuunsuppressie induceren. Het doel is om sepsis te simuleren die wordt veroorzaakt door een natuurlijke luchtweginfectie en om een standaardmodel te bieden voor sepsisonderzoek bij dieren.

Inleiding

Sepsis is een levensbedreigend orgaanfalen dat het gevolg is van de onjuiste reactie van de gastheer op infectie 1,2,3. Het is een van de belangrijkste doodsoorzaken op intensive care (ICU's). Wereldwijd zijn er jaarlijks 48,9 miljoen sepsisgevallen, met 11 miljoen geassocieerde sterfgevallen4. Ondanks recente ontwikkelingen in anti-infectieve therapie en orgaanondersteuningstechnologieën, is de pathogenese van sepsis nog steeds onvolledig begrepen en ontbreken specifieke behandelopties. Als zodanig is sepsis een belangrijk aandachtspunt en uitdaging geworden in klinisch medisch onderzoek4.

Diermodellen spelen een onvervangbare rol in fundamenteel en translationeel medisch onderzoek en dienen als essentiële instrumenten voor het onderzoeken van sepsispathogenese en het evalueren van nieuwe therapeutische strategieën. Door de pathofysiologische processen van menselijke sepsis te simuleren, faciliteren deze modellen niet alleen de verkenning van belangrijke mechanismen zoals immuunstoornissen en orgaanstoornissen, maar bieden ze ook een experimenteel platform voor drugsscreening en de ontwikkeling van interventiestrategieën. Onder de verschillende diermodellen worden muizen het meest gebruikt in sepsisonderzoek vanwege hun goed gedefinieerde genetische achtergrond, uitgebreide onderzoek naar hun immuunsysteem en eenvoudige manipulatie.

Momenteel zijn er verschillende sepsisdiermodellen beschikbaar op basis van verschillende paradigma's, waaronder endotoxinemodellen, bacteriële infusiemodellen, cecale ligatie en punctie (CLP) modellen, en colon ascendens stent peritonitis (CASP) modellen5. Deze modellen missen echter natuurlijke infectieroutes, waardoor het lastig is om het klinische infectieproces echt weer te geven. Studies hebben aangetoond dat longontsteking de belangrijkste oorzaak is van sepsis in de Verenigde Staten6. Daarom is het opzetten van een muissepsismodel dat natuurlijke infectieroutes nabootst, immunosuppressieve kenmerken vertoont en eenvoudig te bedienen is met hoge reproduceerbaarheid, van groot belang voor diepgaand onderzoek naar de immuunmechanismen van sepsis en voor het evalueren van mogelijke interventiestrategieën.

Klebsiella pneumoniae (KP) is goed voor 3% tot 8% van alle in het ziekenhuis verkregen bacteriële infecties 7,8,9. Deze bacterie kan het lichaam binnendringen via verschillende portalen, waaronder de ademhalings-, maag-darm- en urinewegen, evenals de huid, en infecties veroorzaakt door KP hebben een slechte prognose, vooral bij immuungecompromitteerde patiënten 7,10. Aangezien longontsteking de belangrijkste oorzaak van sepsis is en KP een veelvoorkomende respiratoire pathogeen is die geassocieerd wordt met slechte uitkomsten, is KP een ideale kandidaat om een klinisch relevant sepsismodel op te stellen.

Hoewel er eerder al verschillende diermodellen van KP-infectie, waaronder de intranasale methode, zijn vastgesteld, hebben slechts enkele studies zich gericht op het optimaliseren van het model om sepsis-geassocieerde immunosuppressie te induceren of het definiëren van de optimale KP-concentratie voor modelopbouw. Deze kloof beperkt het nut van bestaande KP-modellen voor het bestuderen van door sepsis veroorzaakte immuunfunctie.

Om aan deze behoefte te voldoen, hebben we een door sepsis geïnduceerd immunosuppressiemodel ontwikkeld bij muizen via intranasale instillatie van KP. In vergelijking met bestaande modellen simuleert dit model de natuurlijke routes van luchtweginfecties. Het model werd verder gevalideerd om een methode te bieden voor volgend onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle in dit artikel beschreven experimentele procedures zijn goedgekeurd door de Commissie voor Laboratoriumdierenwelzijn en Ethiek van de Derde Militaire Medische Universiteit (SCXK(PLA)20120031).

1. Proefdieren

  1. Gebruik C57BL/6 muizen, mannelijk, 8–10 weken oud, met een gewicht van 23–28 g (Animal License nr.: SCXK (Xiang) 2019-0004). Houd de muizen in een specifieke ziekteverwekkervrije (SPF) omgeving met vrije toegang tot voedsel en water. Houd de huisomstandigheden als volgt: kamertemperatuur van (24 ± 2ºC), luchtvochtigheid van 50%–55%, en een licht-donkercyclus van 12 uur per 12 uur.

2. Bacteriële voorbereiding

  1. Gebruik een geschikte stam. Gebruik hier Klebsiella pneumoniae American Type Culture Collection (ATCC) stam 43816.
  2. Bereid een geschikt kweekmedium voor (Luria-Bertani [LB] bouillon).
  3. Bereid bacteriën voor op instillatie.
    1. Kies een enkele kolonie en inoculeer die in 5 mL LB-bouillon, en breng die dan een nacht (12 uur) uit in een shaker bij 37 °C en 220 toeren.
    2. Breng de bacteriële kweek over in verse LB-bouillon en kweek deze gedurende 3–4 uur tot het groeistadium met hoge dichtheid (optische dichtheid bij 600 nm [OD600] ≈ 0,8).
    3. Na het verdunnen van de bacteriële oplossing neem je 100 μL en voeg je dit toe aan de onderkant van de kweekschaal met vast kweekmedium. Plaats het in een incubator van 37 °C gedurende 12 uur, tel het aantal kolonies en bepaal de concentratie KP op 2 × 109 CFU/mL, oftewel OD600 ≈ 0,8.
    4. Pas de concentratie van de bacteriën aan met 0,9% NaCl-oplossing. Bereid drie bacteriële suspenties voor met concentraties van 1 × 108 CFU/mL, 1 × 106 CFU/mL en 1 × 104 CFU/mL voor volgend gebruik.

3. Intranasale installatie-infectie (Figuur 1)

  1. Verdoof de muis via intraperitoneale injectie van 2% natriumpentobarbital in een dosis van 2 μL/g (Figuur 1A,B).
  2. Wanneer de muis een verminderd bewustzijn vertoont maar de slikreflex behoudt, aspireer dan 50 μL van de bacteriële suspensie (of 0,9% NaCl-oplossing als controle) met een micropipet.
  3. Houd voorzichtig de nek van de muis vast met de duim aan de voorkant van de nek, en pak voorzichtig het lichaam van de muis vast met de rest van de vingers. Kantel de kop van de muis naar achteren (Figuur 1C).
  4. Voer langzaam de bacteriële suspensie in de neusgaten van de muis met een pipet (ongeveer 5–10 μL per druppel). Geef één druppel tegelijk in één neusgat (Figuur 1D).
  5. Nadat je hebt gezien dat de muis de suspensie heeft ingeademd, til je de muis snel omhoog en laat je hem dan langzaam zakken om de inhalatie van de suspensie in de bronchi te bevorderen (Figuur 1E, F).
  6. Herhaal bovenstaande stappen, waarbij je afwisselend instillaties in het andere neusgat geeft totdat de muis de 50 μL bacteriële suspensie volledig heeft ingeademd.
  7. Als de muis hoest, zucht of de bacteriële oplossing niet kan inademen tijdens de operatie, laat de muis dan rusten en observeren. Nadat de situatie is gestabiliseerd, ga je verder met inhaleren om ervoor te zorgen dat de muis alle bacteriële oplossing (of 0,9% NaCl) inademt.
  8. Zet de muis in een rugligging op een muizenbord dat 60° gekanteld is. Als de kamertemperatuur laag is, gebruik dan een verwarming om de muis te helpen herstellen. Houd de muis in de gaten totdat hij volledig hersteld is van de narcose en breng hem dan terug in de kooi met optimale temperatuurcondities, voldoende water en voedsel.

4. Modelevaluatie

OPMERKING: Vier groepen muismodellen werden vastgesteld via de eerder genoemde intranasale instillatiemethode, namelijk de controlegroep (groep A, geïntroduceerd met PBS), de concentratiegroep 1 × 104 KP (groep B), de concentratiegroep 1 × 106 KP (groep C) en de concentratiegroep 1 × 108 KP (groep D). Het model werd geëvalueerd met de volgende methoden:

  1. Evalueer de ontstekingssignalen van de 12-uur uur.
    1. Na 12 uur na intranasale instillatie van KP wordt bloed (≥ 300 μL) verzameld via een hartpunctie (n = 5 per groep). Verwijder het serum door centrifugatie (1000 × g,10 min) en gebruik het voor de detectie van cytokine interleukine-6 (IL-6).
  2. 24-uurs orgaanschadebeoordeling
    1. Na 24 uur na intranasale instillatie van KP wordt het serum gebruikt voor biochemische indicatordetectie (n = 5 per groep). Onder deze indicatoren worden alanineaminotransferase (ALT) en aspartaataminotransferase (AST) gebruikt om leverschade te beoordelen, creatinekinase (CK) voor spierschade en bloedureumstikstof (BUN) voor nierschade.
  3. Symptoombeoordeling
    1. Houd dagelijks het lichaamsgewicht van de muis in de gaten en observeer de haarconditie, het activiteitsniveau en andere parameters.
  4. 7-daagse cytokines en immuuncellen
    1. Na 7 dagen na modellering (n = 10 [A/B], n = 15 [C], n = 40 [D]), word perifere bloed verzameld via een cardiale punctie voor flowcytometrieanalyse om de percentages lymfocyten, het aandeel van de expressie van het major histocompatibility complex klasse II (MHC-II) in monocyten, de gemiddelde fluorescentieintensiteit MFI) van IL-10 en TGF-β1 in CD4+ T-cellen te beoordelen.
    2. Weefselverwerking
      1. Meng bloedmonsters (100 μL) met een rode bloedcel lysebuffer (300 μL) bij een volumeverhouding van 1:3. Na 15 minuten erytrocytenlyse bij kamertemperatuur, centrifugeer je het mengsel op 400 × g gedurende 5 minuten en gooi je het supernatant weg.
      2. Sussen de pellet opnieuw in 200 μL rode bloedcel lysebuffer (volumeverhouding = 1:2) en incubeer 10 minuten voor secundaire lyse.
      3. Na een nieuwe centrifugatie bij 400 × g gedurende 5 minuten, verwijder je het supernatant en suspendeer je de pellet opnieuw in 100 μL celkleuringsbuffer.
      4. Voeg 1 μL van elk flowcytometrie-antilichaam toe aan de monsters. Kort gezegd, voeg CD45 toe voor lymfocytenkleuring; CD45, CD116, Ly6G, Ly6C en MHC-II antilichamen voor MHC-II detectie; CD45, CD3, CD4, CD8 en CD25 antilichamen voor de meting van IL-10 en TGF-β1. De verdunningsverhouding voor elk hierboven vermeld antilichaam is 1:100.
      5. Incubeer alle monsters op 4 °C gedurende 30 minuten in het donker. Voeg daarna 1 mL celkleuringsbuffer toe en centrifugeer dan op 400 × g gedurende 5 minuten; Gooi het supernatant weg.
      6. Voor de detectie van lymfocyten en MHC-II wordt opnieuw gesuspendeerd in 400 μL celkleuringsbuffer voorafgaand aan de flowcytometrieanalyse.
      7. Voer vervolgens procedures uit voor de detectie van IL-10 en TGF-β1 volgens stappen 4.4.2.8–4.4.2.12:
      8. Voeg 1 ml fixatiebuffer toe en incubeer de monsters bij 4ºC in het donker gedurende 60 minuten.
      9. Na toevoeging van 1 mL permbuffer, centrifugeer je het mengsel op 400 × g gedurende 5 minuten en gooi je het supernatant weg.
      10. Sussen de celpellet opnieuw in 100 μL permbuffer, gevolgd door de toevoeging van elk 1 μL van Foxp3, IL-10 en TGF-β1 antilichamen. Incubeer de monsters bij 4 °C gedurende 30 minuten in het donker.
      11. Voeg vervolgens 1 ml permanente buffer toe en centrifugeer op 400 × g gedurende 5 minuten voordat je het supernatant verwijdert.
      12. Tot slot worden de cellen opnieuw opgeschorst in 400 μL celkleuringsbuffer en gedetecteerd met flowcytometrie.
    3. Poortstrategie
      1. Om lymfocyten te detecteren, sluit u afval en dubbelen uit op de FSC-A/FSC-H-grafiek. Identificeer totale leukocyten als CD45⁺-gebeurtenissen. Gate-de lymfocyten op basis van lage FSC/SSC binnen de CD45⁺-populatie.
      2. Om MHC-II te detecteren, moet je eerst leukocyten op FSC-A/SSC-A gateen om afval uit te sluiten, gevolgd door selectie van CD45⁺-cellen. Identificeer myeloïde cellen als CD11b⁺, waarbij neutrofielen worden uitgesloten door Ly6G-negativiteit. Definieer klassieke monocyten als Ly6G⁻ Ly6Chi-cellen en beoordeel MHC-II-expressie binnen deze populatie.
      3. Om IL-10 en TGF-β1 te detecteren, sluit je puin en dubbelen uit via FSC-A/SSC-A en FSC-A/FSC-H. Identificeer het totale aantal T-cellen als CD45⁺CD3⁺-gebeurtenissen. Binnen de CD4⁺CD8⁻-populatie worden Tregs geïdentificeerd als CD25⁺FOXP3⁺-cellen. Kwantificeer TGF-β⁺-cellen in de Trek-subset en beoordeel IL-10-expressie over alle CD4⁺ T-cellen. Stel alle positieve poorten in met FMO-regelingen.
  5. Bacteriële telling in bronchoalveolaire spoelvloeistof (BALF) 24 uur na secundaire infectie
    1. Op dag 7 na modelopbouw (n = 5 [A/B], n = 10 [C], n = 40 [D]) wordt de muis onderworpen aan intranasale instillatie van 50 μL Pseudomonas aeruginosa (PA) (bij een concentratie van 6,8 × 1010 CFU/mL) met behulp van de eerder genoemde intranasale instillatiemethode.
    2. Na 24 uur na secundaire infectie met PA verzamel je 1,5 ml bronchoalveolaire spoelvloeistof (BALF). Verdun de BALF serieel, plat het op een vloeibare LB en incubeer het 24 uur in een incubator bij constante temperatuur bij 37 °C voordat je de kolonie telt.
    3. Volg deze stappen voor het verzamelen van BALF.
      1. Diep verdoof (2,5 μL/g, 2% natrium pentobarbital) of euthanaser (7,5 μL/g, 2% natrium pentobarbital) de muis op humane wijze en plaats deze in een rugligging met de nek overgestrekt.
      2. Maak een incisie in de cervicale middenlijn om de luchtpijp bloot te leggen. Plaats een stomp 24-G katheter in de luchtpijp tot net voorbij de carina en sluit deze vast met een hechting.
      3. Voer langzaam steriele, ijskoude PBS (0,5 mL per aliquot) in en trek voorzichtig af met een 1 mL spuit. Herhaal deze spoelcyclus 3–5 keer. Voer dit proces drie keer uit, wat resulteert in een totale lavagevolume van 1,5 mL.
  6. Overlevingsanalyse
    1. Gebruik een aparte cohort muizen voor overlevingsanalyse (n = 10 [A/B/C], n = 40 [D]).
    2. Noteer de overlevingsstatus van de muizen binnen 7 dagen na infectie.
    3. Na secundaire infectie met PA observeer je het sterftecijfer van de muizen van dag 7 tot dag 14.
    4. Na observatie wordt de muizen diep verdoofd met isoflurane (5%) en geëuthanaseerd door een intraperitoneale injectie van een overdosis pentobarbitalnatrium (150 mg/kg), waarbij de dood wordt bevestigd door een cervicale dislocatie.
  7. Statistische analyse
    1. Voer normaliteitstests en homogeniteitstests van variantie uit op de kwantitatieve gegevens.
    2. Voor vergelijkingen tussen groepen gebruik eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA) als de gegevens normaal verdeeld zijn en homogene variantie vertonen; Gebruik anders niet-parametrische tests.
    3. Voer overlevingsanalyse uit met behulp van de Kaplan-Meier-methode. Gebruik de mixed-effects modellen om verschillen in lichaamsgewichtveranderingen tussen groepen op verschillende tijdstippen te testen. Beschouw een p-waarde ≤ 0,05 statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

12 uur na intranasale installatie was het serum IL-6 niveau in de groep 1 × 108 KP significant verhoogd (p < 0,0001, n = 5) (Figuur 2A). Op 24 uur na intranasale installatie waren de serumniveaus van ALT (p < 0,01, n = 5) (Figuur 2B), AST (p < 0,01, n = 5) (Figuur 2C), CK (p < 0,01, n = 5) (Figuur 2D) en BUN (p < 0,001, n = 5) (Figuur 2E<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Sepsis is een complex klinisch syndroom, en de karakteristieke immunosuppressieve toestand in het late stadium is een belangrijke factor die leidt tot patiëntsterfte12,13. Daarom zijn preklinische modellen die de pathofysiologie van door sepsis geïnduceerde immunosuppressie nauwkeurig simuleren cruciaal voor diepgaande verkenning van de mechanismen en de ontwikkeling van nieuwe therapieën. In deze studie hebben we met succes een ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs geven geen belangenconflict aan.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82222038 en 81970259), de Outstanding Young Talents of National Defense Biotechnology (2023-JCJQ-ZQ-001 en 01-SWKJYCJJ06) en het Chongqing Science Fund for Distinguished Young Scholars (CSTB2022NSCQ-JQX0017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Biochemische incubatorYSEISHH-150LBacterie-incubatie
C57BL/6J muizenVital River Laboratories8-10 weken, mannelijk
CD116bBioLegend101257Flow Antilichamen (Anti-Muis)
CD25BD bioscience740447Flow Antilichamen (Anti-Muis)
CD3BioLegend100203Flow Antilichamen (Anti-Muis)
CD4BioLegend100544Flow Antilichamen (Anti-Muis)
CD45BioLegend103116Flow Antilichamen (Anti-Muis)
CD8BioLegend100752Flow Antilichamen (Anti-Muis)
Cell kleuring buffer BioLegend420201
Constante temperatuur shakerHonourHNY-100BBacterie-cultivatie
Flow cytometerBeckman CoulterCytoFLEXFlow cytometry analyse
Hogesnelheid centrifugeBeckman CoulterAIIEGRA
IDEXX katalysator eenIDEXXCatalyst OneBiochemische analyse
IL-10BioLegend505026Flow Antilichamen (Anti-Muis)
Insulin spuit WEGO1mLBloedverzameling
Klebsiella pneumoniae ATCC 43816biobw.orgbio-81659
LB Broth (poeder)SolarbioL1010LB vloeibaar kweekmedium
LB Broth (poeder)SolarbioL1015LB agarplaat
LY6CBioLegend128010Flow Antilichamen (Anti-Muis)
Ly6GBioLegend127606Flow Antilichamen (Anti-Muis)
MHC-IIBioLegend107622Flow Antilichamen (Anti-Muis)
MicropipetEppendorfP100
Rode bloedcel lyse bufferSolarbioR1010
SpectrofotometerEppendorfEppendorf6131Optische dichtheidsmeting
Statistisch softwareGraphPad SoftwareGraphpad Prism10.0
Steriele en enzymvrije pipettenBiosharp200μL
TF diluent bufferBD Pharmingen51-90008101
TF fix/perm bufferBD Pharmingen51-90008100
TF perm/wash bufferBD Pharmingen51-90008102
TGF-β1BioLegend141406Flow Antilichamen (Anti-Muis)
Varioskan LUX multimode microplaatlezerThermo ScientificVarioskan LUX 

Referenties

  1. Singer, M., et al. The third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
  2. Shankar-Hari, M., et al. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 775-787 (2016).
  3. Seymour, C. W., et al. Assessment of clinical criteria for sepsis: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 762-774 (2016).
  4. Meyer, N. J., Prescott, H. C. Sepsis and septic shock. N Engl J Med. 391 (22), 2133-2146 (2024).
  5. Kingsley, S. M., Bhat, B. V. Differential paradigms in animal models of sepsis. Curr Infect Dis Rep. 18 (9), 26(2016).
  6. Hansen, V., Oren, E., Dennis, L. K., Brown, H. E. Infectious disease mortality trends in the United States, 1980-2014. JAMA. 316 (20), 2149-2151 (2016).
  7. Ashurst, J. V., Dawson, A. Klebsiella pneumonia. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  8. Jondle, C. N., Gupta, K., Mishra, B. B., Sharma, J. Klebsiella pneumoniae infection of murine neutrophils impairs their efferocytic clearance by modulating cell death machinery. PLoS Pathog. 14 (10), e1007338(2018).
  9. Aghamohammad, S., et al. First report of extended-spectrum betalactamase-producing Klebsiella pneumoniae among fecal carriage in Iran: high diversity of clonal relatedness and virulence factor profiles. Microb Drug Resist. 26 (3), 261-269 (2020).
  10. Bengoechea, J. A., Sa Pessoa, J. Klebsiella pneumoniae infection biology: living to counteract host defenses. FEMS Microbiol Rev. 43 (2), 123-144 (2019).
  11. Assoni, L., et al. Animal models of Klebsiella pneumoniae mucosal infections. Front Microbiol. 15, 1367422(2024).
  12. Hotchkiss, R. S., Monneret, G., Payen, D. Sepsis-induced immunosuppression: from cellular dysfunctions to immunotherapy. Nat Rev Immunol. 13 (12), 862-874 (2013).
  13. Van Der Poll, T., Van De Veerdonk, F. L., Scicluna, B. P., Netea, M. G. The immunopathology of sepsis and potential therapeutic targets. Nat Rev Immunol. 17 (7), 407-420 (2017).
  14. Diboue Betote, P. H., et al. Sex-dependent vulnerability for Wistar rats model following intranasal instillation with Klebsiella pneumoniae ATCC 43816 causing lobar pneumonia. Pneumonia. 16 (1), 5(2024).
  15. Leus, I. V., Zgurskaya, H. I. No two are alike: on the role of Klebsiella pneumoniae permeability barriers in antibiotic susceptibility and persistence. Antimicrob Agents Chemother. 69 (8), e0008525(2025).
  16. Siempos, I. I., et al. Cecal ligation and puncture-induced sepsis as a model to study autophagy in mice. J Vis Exp. (84), e51066(2014).
  17. Vincent, J. L., et al. International study of the prevalence and outcomes of infection in intensive care units. JAMA. 302 (21), 2323-2329 (2009).
  18. Prescott, H. C., Angus, D. C. Enhancing recovery from sepsis: a review. JAMA. 319 (1), 62-75 (2018).
  19. Barichello, T., Generoso, J. S., Singer, M., Dal-Pizzol, F. Biomarkers for sepsis: more than just fever and leukocytosis-a narrative review. Crit Care. 26 (1), 14(2022).
  20. Vulliamy, P. E., Perkins, Z. B., Brohi, K., Manson, J. Persistent lymphopenia is an independent predictor of mortality in critically ill emergency general surgical patients. Eur J Trauma Emerg Surg. 42 (6), 755-760 (2016).
  21. Pei, F., et al. Expert consensus on the monitoring and treatment of sepsis-induced immunosuppression. Mil Med Res. 9 (1), 74(2022).
  22. Lang, J. D., Matute-Bello, G. Lymphocytes, apoptosis and sepsis: making the jump from mice to humans. Crit Care. 13 (1), 109(2009).
  23. Wu, H., et al. Predictive value of the neutrophil-to-lymphocyte ratio in the prognosis and risk of death for adult sepsis patients: a meta-analysis. Front Immunol. 15, 1336456(2024).
  24. Siegler, B. H., et al. Postoperative abdominal sepsis induces selective and persistent changes in CTCF binding within the MHC-II region of human monocytes. PLoS One. 16 (5), e0250818(2021).
  25. Pachot, A., et al. Messenger RNA expression of major histocompatibility complex class II genes in whole blood from septic shock patients. Crit Care Med. 33 (1), 31-38 (2005).
  26. Padovani, C. M., Yin, K. Immunosuppression in sepsis: biomarkers and specialized pro-resolving mediators. Biomedicines. 12 (1), 175(2024).
  27. Misra, A. K., Levy, M. M., Ward, N. S. Biomarkers of immunosuppression. Crit Care Clin. 36 (1), 167-176 (2020).
  28. Monneret, G., et al. The anti-inflammatory response dominates after septic shock: association of low monocyte HLA-DR expression and high interleukin-10 concentration. Immunol Lett. 95 (2), 193-198 (2004).
  29. Bergmann, C. B., et al. Potential targets to mitigate trauma- or sepsis-induced immune suppression. Front Immunol. 12, 622601(2021).
  30. Van Vught, L. A., et al. Incidence, risk factors, and attributable mortality of secondary infections in the intensive care unit after admission for sepsis. JAMA. 315 (14), 1469-1479 (2016).
  31. Jones-Nelson, O., et al. The neutrophilic response to Pseudomonas damages the airway barrier, promoting infection by Klebsiella pneumoniae. Am J Respir Cell Mol Biol. 59 (6), 745-756 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muizenmodel voor sepsisKlebsiella pneumoniaemodel voor respiratoire infectieevaluatie van cytokinenbeoordeling van orgaanschadesecundaire infectielymfocytenpercentageMHC II expressie
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen